Modelos murinos podem ser ferramentas úteis para investigar a biologia do epitélio pigmentado da retina (EPR). Foi estabelecido que camundongos podem desenvolver uma série de patologias do EPR. Aqui, descrevemos um protocolo de fenotipagem para elucidar e quantificar patologias do EPR em camundongos usando microscopia de luz, elétron de transmissão e confocal.
A degeneração macular relacionada à idade (DMRI) é uma doença debilitante da retina em populações envelhecidas. Acredita-se que a disfunção do epitélio pigmentado da retina (EPR) seja um evento patobiológico chave na DMRI. Para entender os mecanismos que levam à disfunção do EPR, modelos de camundongos podem ser utilizados por pesquisadores. Foi estabelecido por estudos anteriores que camundongos podem desenvolver patologias do EPR, algumas das quais são observadas nos olhos de indivíduos diagnosticados com DMRI. Descrevemos um protocolo de fenotipagem para avaliar patologias do EPR em camundongos. Este protocolo inclui a preparação e avaliação de cortes transversais da retina usando microscopia de luz e microscopia eletrônica de transmissão, bem como de montagens planas de EPR por microscopia confocal. Detalhamos os tipos comuns de patologias murinas do EPR observadas por essas técnicas e formas de quantificá-las através de métodos imparciais para testes estatísticos. Como prova de conceito, usamos este protocolo de fenotipagem do EPR para quantificar as patologias do EPR observadas em camundongos superexpressando a proteína transmembrana 135 (Tmem135) e camundongos selvagens C57BL/6J envelhecidos. O principal objetivo deste protocolo é apresentar métodos padrão de fenotipagem da PSE com avaliações quantitativas imparciais para cientistas usando modelos de DMRI em camundongos.
A degeneração macular relacionada à idade (DMRI) é uma doença cegante comum que afeta populações acima de 55 anos1. Muitos pesquisadores acreditam que a disfunção dentro do epitélio pigmentado da retina (PSE) é um evento patobiológico precoce e crucial na DMRI2. O EPR é uma monocamada de células polarizadas encarregada de manter a homeostase dos fotorreceptores vizinhos e dos vasos sanguíneos de coroide3. Existe uma variedade de modelos para investigar mecanismos associados à doença dentro do EPR, incluindo modelos de cultura de células4,5 e camundongos 6,7,8. Um relatório recente descreveu protocolos padronizados e critérios de controle de qualidade para modelos de cultura de células PSE4, mas nenhum relato tentou padronizar a fenotipagem do EPR em modelos de camundongos. De fato, muitas publicações sobre modelos de camundongos com DMRI carecem de uma descrição completa do EPR ou quantificação das patologias do EPR neles. O objetivo geral deste protocolo é apresentar métodos padrão de fenotipagem de EPR com avaliações quantitativas imparciais para cientistas usando modelos de camundongos com DMRI.
Publicações anteriores observaram a presença de várias patologias do EPR em camundongos através de três técnicas de imagem. Por exemplo, a microscopia de luz permite aos pesquisadores visualizar a morfologia macroscópica da retina murina (Figura 1A) e detectar patologias do EPR, como afinamento do EPR, vacuolização e migração. O afinamento do EPR em um modelo de mouse AMD é exemplificado por um desvio na altura do EPR em relação aos seus respectivos controles (Figura 1B). A vacuolização do EPR pode ser dividida em duas categorias distintas: microvacuolização (Figura 1C) e macrovacuolização (Figura 1D). A microvacuolização do EPR é resumida pela presença de vacúolos no EPR que não afetam sua altura total, enquanto a macrovacuolização é indicada pela presença de vacúolos que se projetam para os segmentos externos dos fotorreceptores. A migração do EPR é distinguida pelo agregado focal de pigmento acima da monocamada do EPR em um corte transversal da retina (Figura 1E). Deve-se ressaltar que as células migratórias do EPR em olhos de doadores de DMRI exibem imunorreatividade a marcadores de células imunes, como o cluster de diferenciação 68 (CD68)9, e poderiam representar células imunes engolindo restos de EPR ou EPR em transdiferenciação9. Outra técnica de imagem chamada microscopia eletrônica de transmissão pode permitir ao pesquisador visualizar a ultraestrutura do EPR e sua membrana basal (Figura 2A). Essa técnica pode identificar o depósito sub-PSE predominante em camundongos, conhecido como depósito laminar basal (BLamD) (Figura 2B)10. Por fim, a microscopia confocal pode revelar a estrutura das células do EPR por meio de imagens de suportes planos do EPR (Figura 3A). Esse método pode revelar a dismorfia do EPR, o desvio do EPR de sua forma clássica em favo de mel (Figura 3B). Também pode detectar multinucleação do EPR, a presença de três ou mais núcleos dentro de uma célula do EPR (Figura 3C). Para um resumo dos tipos de patologias do EPR presentes nos modelos atuais de camundongos com DMRI, remetemos os pesquisadores para essas revisões da literatura 6,7.
Os pesquisadores que estudam a DMRI devem estar cientes das vantagens e desvantagens do uso de camundongos para investigar patologias do EPR antes do protocolo de fenotipagem. Os camundongos são vantajosos por causa de sua vida útil relativamente curta e custo-efetividade, bem como sua manipulabilidade genética e farmacológica. Camundongos também exibem alterações degenerativas do EPR, incluindo migração do EPR, dismorfia e multinucleação, que são observadas em olhos de doadores de DMRI11,12,13,14,15,16,17; isso sugere que mecanismos semelhantes podem estar subjacentes ao desenvolvimento dessas patologias do EPR em camundongos e humanos. No entanto, existem diferenças fundamentais que limitam a traduzibilidade de estudos em camundongos para DMRI humana. Primeiro, os camundongos não têm mácula, uma região anatomicamente distinta da retina humana necessária para a acuidade visual que é preferencialmente afetada na DMRI. Em segundo lugar, algumas patologias do EPR em camundongos, como afinamento e vacuolização do EPR, não são tipicamente vistas em olhos de doadores de DMRI18. Terceiro, camundongos não desenvolvem drusa, uma característica da patologia da DMRI19. Drusen são depósitos contendo lipídios e proteínas com pouquíssimas proteínas da membrana basal que se formam entre a lâmina basal do EPR e a camada colágena interna da membrana de Bruch (BrM)19. Drusen diferem de BLamD, o depósito comum de sub-PSE em camundongos, tanto em sua composição quanto em sua localização anatômica. Os BLamDs são anormalidades enriquecidas com matriz extracelular dependentes da idade e do estresse que se formam entre a lâmina basal do EPR do BrM e os infoldings basais do EPR20. Curiosamente, os BLamDs têm composição e aparência proteica semelhantes em camundongos e humanos 6,10,21. Trabalhos recentes sugerem que os BLamDs podem atuar na patobiologia da DMRI, influenciando a progressão da DMRI para seus estágios mais avançados18,22; portanto, esses depósitos podem representar EPR doente na retina de camundongos. O conhecimento desses benefícios e limitações é fundamental para pesquisadores interessados em traduzir resultados de estudos em camundongos para a DMRI.
Neste protocolo, discutimos os métodos de preparação dos olhos para luz, elétrons de transmissão e microscopia confocal para visualização de patologias do EPR. Também descrevemos como quantificar patologias do EPR de forma imparcial para testes estatísticos. Como prova de conceito, utilizamos o protocolo de fenotipagem do EPR para investigar as patologias estruturais do EPR observadas em camundongos superexpressando a proteína transmembrana 135- (Tmem135) e camundongos selvagens envelhecidos (WT) C57BL/6J. Em resumo, objetivamos descrever a metodologia de fenotipagem para caracterizar a PSE em modelos de camundongos com DMRI, uma vez que atualmente não existem protocolos padronizados disponíveis. Pesquisadores interessados em examinar e quantificar patologias dos fotorreceptores ou coroides, que também são afetadas em modelos de camundongos com DMRI, podem não achar esse protocolo útil para seus estudos.
Neste artigo, apresentamos um protocolo de fenotipagem para avaliação das patologias estruturais do EPR em modelos murinos. Descrevemos as etapas necessárias para o processamento dos olhos para várias técnicas de imagem, incluindo microscopia de luz, elétron de transmissão e confocal, bem como a quantificação de patologias típicas observadas por esses métodos de imagem. Comprovamos a eficácia de nosso protocolo de fenotipagem de EPR examinando camundongos Tmem135 TG e WT de 24 meses de idade…
The authors have nothing to disclose.
Os autores gostariam de agradecer a Satoshi Kinoshita e ao laboratório Translational Research Initiatives in Pathology (TRIP) da Universidade de Wisconsin (UW) pela preparação de nossos tecidos para microscopia de luz. Este núcleo é apoiado pelo Departamento de Patologia e Medicina Laboratorial da UW, pelo Centro de Câncer Carbone da Universidade de Wisconsin (P30 CA014520) e pelo Escritório do Diretor do NIH (S10OD023526). A microscopia confocal foi realizada no UW Biochemistry Optical Core, que foi estabelecido com o apoio do UW Department of Biochemistry Endowment. Este trabalho também foi apoiado por subsídios do National Eye Institute (R01EY022086 para A. Ikeda; R01EY031748 para C. Bowes Rickman; P30EY016665 ao Departamento de Oftalmologia e Ciências Visuais da UW; P30EY005722 para o Duke Eye Center; NIH T32EY027721 para M. Landowski; F32EY032766 para M. Landowski), Timothy William Trout Chairmanship (A. Ikeda), FFB Free Family AMD Award (C. Bowes Rickman); e uma bolsa irrestrita da Research to Prevent Blindness (Duke Eye Center).
0.1 M Cacodylate Buffer pH7.2 | PolyScientiifc R&D Company | S1619 | |
100 Capacity Slide Box | Two are needed for this protocol (one for H&E-stained slides and one for RPE flat mounts.) | ||
100% Ethanol | MDS Warehouse | 2292-CASE | Can be used to make diluted ethanol solutions in this protocol. |
1-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks | Qosina | 11069 | |
1x Phosphate Buffer Solution (PBS) | Premade 1x PBS can be used in this protocol. | ||
2.0 mL microtubes | Genesee Scientific | 24-283-LR | |
24 Cavity Embedding Capsule Substitute Mold | Electron Microscopy Sciences | 70165 | |
24 inch PVC Tubing with Luer Ends | Fisher Scientific | NC1376778 | |
400 Mesh Gilder Thin Bar Square Mesh Grids | Electron Microscopy Sciences | T400-Cu | |
95% Ethanol | MDS Warehouse | 2293-CASE | |
Absorbent Underpads with Waterproof Moisture Barrier (23 inches by 24 inches) | VWR | 56616-031 | |
Adjustable 237 ml Spray Bottle | VWR | 23609-182 | |
Alexa Fluor488 Conjugated Donkey anti-Rabbit IgG | Thermo Fisher Scientific | A-21206 | |
Aluminum Foil | |||
BD Precision glide 19 Gauge Syringe Needle | Sigma-Aldrich | Z192546 | |
Bracken Forceps; Curved; Fine Cross Serrations; 4" Length, 1 mm Tip Width | Roboz Surgical Instrument | RS-5211 | Known as curved forceps in this protocol. |
Camel Hair Brush | Electron Microscopy Sciences | 65575-02 | |
Carbon Dioxide Euthanasia Chamber | |||
Carbon Dioxide Flow Meter | |||
Carbon Dioxide Tank | |||
Castaloy Prong Extension Clamps | Fisher Scientific | 05-769-7Q | |
Cast-Iron L-shaped Base Support Stand | Fisher Scientific | 11-474-207 | |
Cell Prolifer Program | Available to download: https://cellprofiler.org/releases | ||
Clear Nail Polish | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
Colorfrost Microscope Slides Lavender | VWR | 10118-956 | |
Computer | |||
DAPI | Sigma-Aldrich | D9542-5MG | |
Distilled H20 | Water from Milli-Q Purification System was used in this protocol. | ||
Dumont Thin Tip Tweezers; Pattern #55 | Roboz Surgical Instrument | RS-4984 | Known as fine-tipped forceps in this protocol, and 3 are needed for this protocol (two for dissections and one for electron microscope processing). |
Electron Microscopy Grid Holder | Electron Microscopy Sciences | 71147-01 | |
EPON 815 Resin | Electron Microscopy Sciences | 14910 | |
Epredia Mark-It Tissue Marking Yellow Dye | Fisher Scientific | 22050460 | Please follow manufacturer's protocol when using this tissue marking dye. |
Epredia Mounting Media | Fisher Scientific | 22-110-610 | Use for mounting H&E slides. |
Fiber-Lite Mi-150 Illuminator Series,150 w Halogen Light Source | Dolan-Jenner Industries | Mi-150 | Light source for dissecting microscope. |
Fiji ImageJ Program | Available to download: https://imagej.net/downloads | ||
Flexaframe Castaloy Hook Connector | Thermo Scientific | 14-666-18Q | |
Fume hood | |||
Glutaraldehyde 2.5% in Phosphate Buffer, pH 7.4, 32% | Electron Microscopy Sciences | 16537-05 | |
JEM-1400 Transmission Electron Microscope (JEOL) with an ORIUS (1000) CCD Camera | |||
Laboratory Benchtop Shaker | Two are needed for these experiments. One should be at room temperature while the other should be in a 4 degree Celsius cold room. | ||
Laser Cryo Tag Labels | Electron Microscopy Sciences | 77564-05 | |
Lead Citrate | Electron Microscopy Sciences | 17800 | |
Leica EM UC7Ultramicrotome | |||
Leica Reichert Ultracut S Microtome | |||
LifterSlips | Thermo Fisher Scientific | 22X22I24788001LS | Use these coverslips for the RPE flat mounts as they have raised edges and accommodate the thickness of the RPE. |
Mayer's Hematoxylin | VWR | 100504-406 | |
McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz Surgical Instrument | RS-5600 | Known as micro-dissecting scissors in protocol. |
Methanol | Fisher Scientific | A412-4 | |
Mice | Any AMD mouse model and its respective controls can work for this protocol. | ||
Micro Dissecting Scissors; Standard Version; Curved; Sharp Points; 24 mm Blade Length; 4.5" Overall Length | Roboz Surgical Instrument | RS-5913 | Known as curved scissors in this protocol. |
Microsoft Excel | |||
Microtube racks | |||
Nikon A1RS Confocal Microscope | |||
Normal Donkey Serum | SouthernBiotech | 0030-01 | |
Number 11 Sterile Disposable Scalpel Blades | VWR | 21909-380 | |
Osmium Tetroxide | Electron Microscopy Sciences | 19150 | |
Paraformaldehyde, 32% | Electron Microscopy Sciences | 15714-S | |
Pencil | |||
Petri Dish | VWR | 21909-380 | |
Pipette Tips | |||
Pipettes | |||
Polyclonal Anti-ZO-1 Antibody | Thermo Fisher Scientific | 402200 | |
Propylene Oxide | Electron Microscopy Sciences | 20412 | |
Razor Blade | VWR | 10040-386 | |
Shallow Tray for Mouse Perfusions | |||
Shandon Eosin Y Alcoholic | VWR | 89370-828 | |
Sharpie Ultra Fine Tip Black Permanent Marker | Staples | 642736 | |
Slide Rack for Staining | Grainger | 49WF31 | |
Squared Cover Glass Slips | Fisher Scientific | 12-541B | |
Staining Dish with Cover | Grainger | 49WF30 | Need 15 for H&E staining procedure. |
Target All-Plastic Disposable Luer-Slip 50 mL Syringe | Thermo Scientific | S7510-50 | Use only the syringe barrel. |
Timer | Fisher | 1464917 | |
Uranyl Acetate | Electron Microscopy Sciences | 22400 | |
Vacuum Oven | |||
Vectashield Mounting Medium | Vector Laboratories | H-1000 | Use for mounting RPE flat mounts. |
Xylene | Fisher Scientific | 22050283 | |
Zeiss Axio Imager 2 Light Microscope | This microscope has the capacity to generate stitched 20x images. If a light microscope does not have this capacity, then take images of the entire retina that are slightly overlapping each other. Use Adobe Photoshop to stitch these images together. Please refer to the manuals of the Adobe Photoshop program for image stitching. | ||
Zeiss Stemi 2000 Dissecting Microscope | Electron Microscopy Sciences | 65575-02 |