Orotrakeal Entübasyon ve Ventilasyonlu Akciğer İskemisi Reperfüzyon Cerrahisinin Bir Fare Modeli
Summary
Ventilasyonu korurken ve hipoksiden kaçınırken sol akciğer iskemisi reperfüzyonu (IR) hasarı oluşturmak için bir fare cerrahi modeli.
Abstract
İskemi reperfüzyonu (IR) hasarı sıklıkla kan akışının kesintiye uğradığı geçici bir dönemi içeren süreçlerden kaynaklanır. Akciğerde, izole IR, devam eden alveoler ventilasyon ile bu spesifik sürecin deneysel çalışmasına izin verir, böylece hipoksi ve atelektazi bileşik zararlı süreçlerinden kaçınır. Klinik bağlamda, akciğer iskemisi reperfüzyon hasarı (akciğer IRI veya LIRI olarak da bilinir), pulmoner emboli, resüsite hemorajik travma ve akciğer transplantasyonu dahil ancak bunlarla sınırlı olmamak üzere çok sayıda süreçten kaynaklanır. Şu anda LIRI için sınırlı etkili tedavi seçenekleri vardır. Burada, akciğer IR’nin ilk orotrakeal entübasyon, ardından tek taraflı sol akciğer iskemisi ve korunmuş alveoler ventilasyon veya gaz değişimi ile reperfüzyonu içeren geri dönüşümlü bir cerrahi modeli sunulmuştur. Fareler, sol pulmoner arterin maruz kaldığı, görselleştirildiği, izole edildiği ve geri dönüşümlü bir kayma notu kullanılarak sıkıştırıldığı bir sol torakotomiye uğrar. Cerrahi kesi daha sonra iskemik dönemde kapatılır ve hayvan uyandırılır ve ekstübe edilir. Fare kendiliğinden nefes alırken, pulmoner arter etrafındaki kayma düğümünü serbest bırakarak reperfüzyon kurulur. Klinik olarak ilgili bu sağkalım modeli, akciğer IR hasarının, çözüm evresinin, akciğer fonksiyonu üzerindeki aşağı akış etkilerinin ve deneysel pnömoni içeren iki vuruşlu modellerin değerlendirilmesine izin verir. Teknik olarak zor olsa da, bu model% 80 -% 90’lık bir nihai hayatta kalma veya başarı oranı ile birkaç hafta ila ay boyunca ustalaşılabilir.
Introduction
İskemi reperfüzyonu (IR) hasarı, bir süre kesintiden sonra kan akımı bir organ veya doku yatağına geri yüklendiğinde ortaya çıkabilir. Akciğerde, IR izolasyonda veya enfeksiyon, hipoksi, atelektazi, volutravma (mekanik ventilasyon sırasında yüksek gelgit hacimlerinden), barotravma (mekanik ventilasyon sırasında yüksek pik veya sürekli basınçlar) veya künt (penetran olmayan) akciğer kontüzyonu hasarı gibi diğer zararlı süreçlerle birlikte ortaya çıkabilir 1,2,3 . LIRI’nin mekanizmaları ve eşzamanlı süreçlerin (örneğin enfeksiyon) LIRI sonuçları üzerindeki etkisi hakkındaki bilgimizde birkaç boşluk kalmaktadır ve ayrıca LIRI için tedavi seçenekleri sınırlıdır. İzolasyonda akciğer IR hasarının patofizyolojisini tanımlamak ve akciğer hasarının bir bileşeni olduğu herhangi bir çoklu vuruş sürecine katkısını incelemek için saf LIRI’nin in vivo bir modeli gereklidir.
Murin akciğer IR modelleri, resüsitasyon5 ile hemorajik travma sonrası akciğer transplantasyonu3, pulmoner emboli4 ve akciğer hasarı dahil olmak üzere birçok sürecin akciğere özgü patofizyolojisini incelemek için kullanılabilir. Günümüzde kullanılan modeller arasında cerrahi akciğer transplantasyonu6, hiler clamping7, ex vivo akciğer perfüzyonu8 ve ventilasyonlu akciğer IR9 bulunmaktadır. Burada, steril akciğer hasarının murin ventilasyonlu akciğer IR modeli için ayrıntılı bir protokol sunuyoruz. Bu yaklaşımın (Şekil 2), minimal hipoksi ve minimal atelektaziye neden olması da dahil olmak üzere birçok faydası vardır ve uzun süreli çalışmalara izin veren bir sağkalım cerrahisi modelidir.
Bu LIRI modelini hiler kelepçeleme ve ex vivo perfüzyon modelleri gibi diğer modellere göre seçme nedenleri şunlardır: Bu model atelektazi, mekanik ventilasyon ve hipoksinin enflamatuar katkılarını en aza indirir; döngüsel ventilasyonu korur; IR hasarına cevap verebilecek sağlam bir in vivo dolaşım bağışıklık sistemini korur; ve son olarak, bir sağkalım prosedürü olarak, ikincil yaralanma oluşturma mekanizmalarının (2 vuruşlu modeller) ve yaralanma çözünürlüğünün uzun vadeli analizine izin verir. Genel olarak, bu ventilasyonlu akciğer IR modelinin deneysel olarak çalışılabilecek “en saf” IR hasarı formunu sağladığına inanıyoruz.
Diğer yayınlar, BT enjeksiyonlarını veya kurulumlarını gerçekleştirmek için farelerin orotrakeal entübasyonunun kullanımını10,11, ancak bu modelde olduğu gibi bir hayatta kalma cerrahisi için başlangıç noktası olarak tanımlamamıştır. Bir orotrakeal tüpün yerleştirilmesi, ameliyat akciğerinin çökmesine izin vererek akciğer cerrahisinin gerçekleştirilmesine izin verir. Ayrıca, prosedürün sonunda akciğerin yeniden enflasyonuna izin verir, bu da pnömotoraks için ve farenin prosedürlerin sonunda kendiliğinden ventilasyona geri dönme kabiliyeti için kritik öneme sahiptir. Son olarak, güvenli orotrakeal tüpün çıkarılması, invaziv trakeotomiden farklı olarak, hayatta kalma ameliyatı ile uyumlu basit bir prosedürdür. Bu, LIRI ve ilişkili bozuklukların ilerlemesini ve çözülmesini anlamaya ve ayrıca kronik yaralanma modellerinin oluşturulmasına odaklanan daha uzun vadeli araştırma çalışmalarına izin verir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu makale, Dodd-o ve ark.9 tarafından geliştirilen ventilasyonlu akciğer IR modelinin uygulanmasında yer alan adımları detaylandırmaktadır. Bu model, izolasyonda akciğer IR’sinden inflamasyonun üretilmesi ve çözülmesinde rol oynayan moleküler yolakların tanımlanmasına yardımcı olmuştur 14,15,16,17, birlikte var olan enfeksiyon ile kombinasyon halinde akciğer IR 18 ve bağırsak-akciğer ekseni ile ilişkili akciğer IR’si ve bağırsak mikrobiyomunun katkısı <sup …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma, Kaliforniya Üniversitesi San Francisco ve San Francisco Genel Hastanesi, Anestezi ve Perioperatif Bakım Bölümü’nün bölüm desteği ve ayrıca bir NIH R01 ödülü (AP’ye): 1R01HL146753 tarafından finanse edildi.
Materials
| Equipment | |||
| Fiber Optic Light Pipe | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Fiberoptic light pipe |
| Fiber Optic Light Source | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Light source for fiberoptic lights |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | Bead Sterilizer |
| Heating Pad | AIMS | 14-370-223 | Alternative option |
| Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) | WAHL home products | SKU 09854-600B | To remove mouse hair on surgical site |
| Microscope | Nikon | SMZ-10 | Other newer options available at the company website |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | Mouse ventilator |
| Ultrasonic Cleaner | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Clean tools that been used in operation |
| Warming Pad | Kent Scientific | RT-0501 | To keep mouse warm while recovering from surgery |
| Weighing Scale | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Weighing scale |
| Surgery Tools | |||
| 4-0 Silk Suture | Ethicon | 683G | For closing muscle layer |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon Industry | EP8734H | Using for making a slip knot of left pulmonary artery |
| Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) | Aspen Surgical | 372611 | For entering thoracic cavity (option 1) |
| Bard-Parker (12) Scalpel | Aspen Surgical | 372612 | For entering thoracic cavity (option 2) |
| Extra Fine Graefe Forceps | FST | 11150-10 | Muscle/rib holding forceps |
| Magnetic Fixator Retraction System | FST | 1. Base Plate (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08) |
Small Animal Retraction System |
| Monoject Standard Hypodermic Needle | COVIDIEN | 05-561-20 | For medication delivery IP |
| Narrow Pattern Forceps | FST | 11002-12 | Skin level forceps |
| Needle holder/Needle driver | FST | 12565-14 | for holding needles |
| Needles | BD | 305110 | 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too) |
| PA/Vessel Dilating forceps | FST | 00125-11 | To hold PA; non-damaging gripper |
| Scissors | FST | 14060-09 | Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery |
| Ultra Fine Dumont micro forceps | FST | 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) | For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus |
| Reagents | |||
| 0.25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Topical analgesic used during surgical wound closure |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg. |
| Buprenorphine | Covetrus North America | 59122 | Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg |
| Eye Lubricant | BAUSCH+LOMB | Soothe Lubricant Eye Ointment | Relieves dryness of the eye |
| Povidone-Iodine 10% Solution | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) | Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | for sterilzing area of injection and surgery |
| Plastic film | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective) |
| Rodent Surgical Drapes | Stoelting | 50981 | Sterile field or drape for surgical field |
| Sterile Cotton Tipped Application | Pwi-Wnaps | 703033 | used for applying eye lubricant |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Stopping bleeding from skin/muscle |
References
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
