DUCT: Double coulée de résine suivie d’une micro-tomodensitométrie pour l’analyse 3D du foie

Le protocole décrit dans cette étude a été approuvé et suit les règles et règlements en matière de bien-être animal du Stockholms Norra Djurförsöksetiska nämnd (comité d’éthique de la recherche animale de Stockholm). Les animaux utilisés dans cette étude étaient des souris mutantes Jag1H268Q de type sauvage ou homozygotes sur un fond mixte C3H/N et C57bl6J. Les hommes et les femmes ont été inclus dans l’étude. Les animaux ont été utilisés au 15e jour postnatal ou à l’âge adulte entre 3 et 8 mois. 1. Double injection de résine PréparationPréparer une solution de résine. Pour les injections de résine à double système, préparer les résines jaunes et vertes comme décrit aux étapes 1.1.2-1.1.4. Préparer 1 mL d’aliquotes de résine diluée par souris. Résine jaune: Diluer le caoutchouc de silicone jaune (radiopacité élevée) avec le diluant clair dans une dilution 3: 1 pour préparer la résine jaune pour l’injection. Résine verte: Mélanger le caoutchouc de silicone bleu (radiopacité indétectable) avec le diluant clair dans une dilution 1: 1 pour préparer la résine bleue. Pour générer de la résine verte, mélangez la résine bleue diluée avec la résine jaune diluée dans un rapport de 1:1. Vortex la résine verte à fond jusqu’à ce que la couleur soit homogène.REMARQUE: La résine bleue a une très faible radiopacité qui n’est pas détectable avec microCT, ce qui nécessite donc une dilution avec de la résine jaune pour créer deux résines avec des radiopacités différentes.ATTENTION : La résine peut contenir du chromate de plomb, qui est cancérigène. Il produit des gaz toxiques dans un incendie. Manipulez avec soin et éliminez la résine comme un déchet dangereux. Préparer deux ensembles d’injection (jeu d’injection n° 1 et jeu d’injection n° 2) avec des tubes comme décrit aux étapes 1.1.6 à 1.1.11.REMARQUE: Pour les souris adultes (>P30 (jour postnatal 30) = P30 – 2 ans), utilisez l’ensemble d’injection n ° 1 (tube PE10 avec un diamètre extérieur de 0,6 mm) pour l’injection de voies biliaires communes et l’ensemble d’injection n ° 2 (tube PE50 avec un diamètre externe de 0,96 mm) pour l’injection de veine porte. Pour les jeunes souris postnatales (jusqu’à P30), préparez deux ensembles d’injection n ° 1, un pour le canal biliaire et un pour l’injection de veine portale (pas d’ensemble d’injection n ° 2 car la veine porte est trop étroite pour accueillir un tube PE50). Pour préparer l’ensemble d’injection no 1, coupez 30 cm de tube pe10 et étirez une extrémité du tube à la main en le tirant jusqu’à ce qu’il devienne aussi mince que possible (Figure 1A, B, environ 0,15 mm de diamètre, tube PE10 non étiré de 0,6 mm de diamètre). Coupez l’extrémité du tube PE10 étiré en diagonale pour créer une pointe biseautée (Figure 1B). Connectez l’extrémité non étirée du tube PE10 à une aiguille de 30 G (Figure 1A, Jeu d’injection n° 1). Pour préparer l’ensemble d’injection no 2, coupez 30 cm de tube PE50 et étirez une extrémité du tube à la main en le tirant jusqu’à ce qu’il devienne suffisamment mince pour tenir dans la veine porte (Figure 1A, B, environ 0,7 mm, tube PE50 non étiré a un diamètre de 0,96 mm). Coupez la pointe du tube PE50 étiré en diagonale pour créer une pointe biseautée (Figure 1B). Connectez l’extrémité non étirée du tube PE50 à une aiguille de 23 G (Figure 1A, jeu d’injection n° 2).REMARQUE: Chaque ensemble d’injection ne peut être utilisé que pour une injection car la résine durcira dans la seringue et le tube. Ajustez la taille de la pointe étirée et biseautée en fonction de la taille du canal biliaire commun et de la veine porte de la souris, en fonction de son âge, de son génotype et de son phénotype. Si vous n’êtes pas sûr de la taille et de l’ajustement du tube, insérez le tube dans le conduit ou le récipient approprié après l’incision et avant que le tube ne soit rempli de résine. Si le tube est trop large pour tenir dans le conduit / récipient, étirez-le davantage. Anesthésier l’animal par inhalation d’isoflurane (d’abord 4% dans la chambre d’induction et ~2% en utilisant le cône de nez). Placez la souris sur un banc ventilé sur un coussin de dissection pendant que la souris respire de l’isoflurane par le cône du nez. Vérifier que l’animal est inconscient par une méthode recommandée par l’institut ou la CISR, par exemple en pinçant l’une des pattes.ATTENTION : L’isoflurane peut causer de la somnolence ou des étourdissements lors de l’inhalation et peut causer des dommages au système cardiovasculaire et au système nerveux central par une exposition prolongée ou répétée. Ne l’inhalez pas. Manipulez la substance sur un banc ventilé et dans des endroits bien ventilés.REMARQUE: Il est possible d’utiliser une autre méthode d’anesthésie, à condition qu’elle soit compatible avec la perfusion cardiaque. Une fois que l’animal est inconscient, vaporisez la face ventrale avec 70% d’éthanol pour éviter les interférences de la fourrure. À l’aide de ciseaux cutanés, coupez la peau, le fascia et la couche musculaire en commençant par la ligne médiane de la cavité abdominale et coupez jusqu’à la cavité thoracique pour exposer les organes internes. Saisissez le processus xiphoïde avec une pince pour soulever le sternum et coupez le diaphragme et la cage thoracique des deux côtés pour exposer le cœur et les poumons. Retirez la cage thoracique en coupant à travers les côtes des côtés gauche et droit de la cage thoracique avec des ciseaux. Prenez des précautions supplémentaires pour ne pas endommager le foie car cela entraînerait une fuite de la résine. À l’aide d’une pince droite, tirez le cœur vers le foie et coupez l’oreillette droite. Insérez une aiguille papillon (23 G), reliée à une pompe de perfusion péristaltique, dans le ventricule gauche. Perfuser la souris de manière transcardique avec une solution saline équilibrée de Hanks (HBSS) et de l’héparine (1 U/g de poids corporel de la souris). Perfuser pendant 3 min avec un taux de perfusion de 5 mL/min.REMARQUE: Si la souris est perfusée correctement, les organes internes deviendront pâles, en particulier le foie. Si, au lieu de cela, les poumons deviennent blancs, l’aiguille est insérée dans le ventricule droit et doit être repositionnée. Après perfusion, la souris est exsanguinée et peut être retirée du cône nasal et de l’isoflurane. Éteignez la pompe à isoflurane. Injection de résine – Coulée de résine de système biliaireDéplacez la souris vers le microscope à dissection, l’abdomen vers le haut, la queue vers l’expérimentateur et éloignez-vous de l’expérimentateur. Les repères anatomiques d’intérêt sont représentés à la figure 2A. Localisez la veine cave inférieure (Figure 2A) en déplaçant l’intestin sur le côté. Utilisez des ciseaux à ressort pour faire une petite incision transversale dans la veine cave inférieure afin de permettre la libération de la pression vasculaire hépatique (Figure 2Bi). Exposez le canal biliaire commun et la veine porte comme décrit aux étapes 1.2.4 à 1.2.6. Déplacez l’intestin et le pancréas vers le côté droit (de l’expérimentateur) à l’aide d’un coton-tige mouillé par une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). Retournez la face ventrale du foie vers le cœur à l’aide du coton-tige mouillé par PBS pour exposer la surface viscérale et la région hilaire. Localisez le canal biliaire commun qui s’étend de la région hilaire à travers le pancréas et dans l’intestin au niveau du sphincter d’Oddi (Figure 2Bii, canal biliaire commun délimité par la ligne pointillée jaune, les pointes de flèches noires pointent vers le sphincter d’Oddi).REMARQUE: Assurez-vous que le foie est humide tout au long de la procédure en le saupoudrant de PBS. Dégagez les tissus environnants (zone ~ 5 mm) du canal biliaire commun à l’aide d’une pince droite. Placer le fil de suture de soie (taille 4-0, 0,17 mm, 3 à 5 cm de long) sous le canal biliaire commun (Figure 2Bii) et nouer un nœud lâche autour du canal biliaire commun (Figure 2Biii).REMARQUE: Choisissez une zone pour le nœud à mi-chemin entre la région hilaire et le sphincter d’Oddi et à une certaine distance de la veine porte afin qu’une fois la suture resserrée autour du canal biliaire commun, elle n’interfère pas avec l’injection de la veine porte. Tenez les ciseaux à ressort à plat contre le canal biliaire commun pour faire une incision oblique au canal biliaire commun à l’endroit où le canal biliaire commun pénètre dans le pancréas et l’intestin à côté du sphincter d’Oddi. (Figure 2Biv), une ligne pointillée jaune délimite le sphincter de la région d’Oddi, souligné par des pointes de flèches noires).REMARQUE: Il s’agit d’une étape cruciale. Faites une coupe oblique et non transversale, et faites une incision; ne pas couper le canal biliaire. Couper à travers tout le canal biliaire rend l’insertion du tube très difficile. Juste avant utilisation, mélanger 1 mL de résine jaune avec 50 μL de l’agent de durcissement (en remplissant et en vidant la seringue de 1 mL) et remplir une seringue Luer de 1 mL avec le mélange résine -agent de durcissement. Connectez la seringue remplie avec le tube (ensemble #1). Appuyez sur le piston pour remplir complètement le tube. Assurez-vous que le mélange résine/agent de durcissement s’écoule de l’extrémité du tube.REMARQUE: Évitez et enlevez les bulles dans la seringue et le tube pour de meilleurs résultats. À l’aide d’une pince, redressez la zone autour de l’incision du canal biliaire commun et insérez le tube dans l’ouverture du canal biliaire commun (figure 2Bv), avec le bord le plus long de la pointe biseautée vers le bas vers la face dorsale du canal biliaire. Cette orientation garantit que la résine peut sortir de l’ouverture du tube, qui est orientée vers le haut, dans le conduit (Figure 2Bv). Serrez le nœud du fil de soie pour fixer le tube à l’intérieur du canal biliaire commun (Figure 2Bvi). Injecter la résine dans le canal biliaire commun. Observez la vésicule biliaire et les lobes hépatiques individuels. Massez le foie avec un coton-tige mouillé par PBS pour aider à répartir la résine de manière égale. Les branches terminales des voies biliaires remplies de résine (chez les souris de type sauvage) sont faiblement visibles à la surface du foie.REMARQUE: Le temps prévu pour remplir le foie est de 30 à 100 s. Arrêtez d’injecter la résine lorsque des points de résine apparaissent à la surface du foie (Figure 2Ci, pointes de flèche bleues) ou lorsque la résistance est rencontrée.REMARQUE: Travaillez aussi vite que possible puisque la résine commence à durcir après l’ajout de l’agent de durcissement de la résine. Le temps de travail résultant de l’ajout de l’agent de durcissement est d’environ 15 min. Retirez le tube en le tirant hors du canal biliaire commun et serrez rapidement le nœud de soie à l’aide d’une pince pour empêcher la résine de s’échapper. Coupez les extrémités lâches de la suture de soie afin qu’elles n’interfèrent pas avec l’injection de la veine porte. Éliminer les tubes contenant de la résine et la résine restante dans les déchets dangereux et l’aiguille dans les déchets d’objets tranchants. Injection de résine – Coulée de résine à veine portale Dégagez la veine porte (zone ~ 5 mm) de son tissu environnant à environ 2 cm de son entrée dans le foie à l’aide d’une pince droite. Placer le fil de suture de soie (taille 4-0, 0,17 mm, 3 à 5 cm de long) sous la zone dégagée de la veine porte (Figure 2Ci) et nouer un nœud lâche (Figure 2Cii). Faire une incision longitudinale dans la veine porte distale au foie et au nœud (Figure 2Ciii). Mélanger 1 mL de résine verte avec 50 μL de l’agent de durcissement (en remplissant et en vidant une seringue de 1 mL) et remplir la seringue Luer de 1 mL avec le mélange d’agent de durcissement de résine. Connectez la seringue remplie avec le tube (ensemble n ° 2 pour les souris >P30, nouvel ensemble n ° 1 pour les souris <P30). Appuyez sur le piston pour remplir complètement le tube. Assurez-vous que la résine s’écoule de l’extrémité du tube.REMARQUE: Évitez et enlevez les bulles dans la seringue et le tube pour de meilleurs résultats. À l’aide d’une pince, redresser la veine porte en tirant le tissu environnant vers l’expérimentateur et insérer le tube avec le bord le plus long de la pointe biseautée vers la face dorsale du vaisseau (Figure 2Ciii). Serrez le fil de soie pour fixer le tube dans la veine porte. Injectez la résine dans la veine porte. Observez les vaisseaux sanguins se remplir de résine. Massez le foie avec un coton-tige mouillé par PBS pour aider à répartir la résine de manière égale (Figure 2Civ). Arrêtez d’injecter la résine lorsque tous les vaisseaux sanguins sont remplis (les extrémités des veines porte sont visibles à la périphérie du foie) ou lorsque la résistance est rencontrée.REMARQUE: Travaillez rapidement car la résine commence à durcir après l’ajout de l’agent de durcissement. Le temps de travail de l’ajout de l’agent de durcissement est d’environ 15 min pour l’ensemble d’injection n ° 1 et de 25 min pour l’ensemble d’injection n ° 2. Retirez le tube en tirant le tube de la veine porte et serrez rapidement le nœud de soie à l’aide d’une pince pour empêcher la résine de s’échapper. Éliminer les tubes contenant de la résine et la résine restante dans les déchets dangereux et l’aiguille dans les déchets d’objets tranchants. Dissection et fixation du foieDisséquez tout le foie en le coupant du tissu environnant et du diaphragme. Placez doucement le foie entier dans un tube conique vide de 50 mL avec la face ventrale vers le haut et la face dorsale reposant sur la paroi du tube conique pour éviter toute déformation du foie. Conservez le tube conique horizontalement pendant la nuit à 4 °C pour que la résine durcisse complètement.REMARQUE: Tout récipient assez grand pour s’adapter au foie peut être utilisé au lieu d’un tube conique de 50 mL. L’utilisation d’un récipient à fond plat augmentera la probabilité que le foie ne soit pas déformé. Séparez le foie en lobes individuels. Faites une sélection des lobes qui seront utilisés pour l’analyse microCT (1.4.4-1.4.5) ou le contrôle de la qualité (1.4.6-1.4.8). En option, utilisez tout le foie pour le nettoyage optique et le microCT sans le séparer en lobes individuels.REMARQUE: L’architecture hépatique des systèmes biliaire et vasculaire est différente dans chaque lobe, et des analyses de lobe appariées sont donc nécessaires. Le nettoyage optique n’interfère pas avec le balayage microCT, et le ou les lobes utilisés pour le contrôle de la qualité peuvent ensuite être scannés avec microCT. Inversement, les échantillons scannés avec microCT peuvent ensuite être effacés optiquement pour comparaison. L’analyse de l’ensemble du foie est ainsi possible. Chez les souris de type sauvage (fond génétique C3H/C57bl6), le lobe médian droit est d’abord rempli par des injections de résine, ce qui en fait un lobe approprié pour l’analyse microCT, avec la reproductibilité la plus élevée. Le lobe latéral gauche est le plus grand lobe, dans lequel il est donc facile de pré-dépister la qualité de l’injection. La sélection du lobe (ou foie entier) utilisé pour le contrôle de la qualité et la microCT scan dépend du modèle animal et de la question de recherche. Dans une hotte ventilée, préparer une solution de formaldéhyde à 4% (10 à 20 mL par tube). Fixer les lobes utilisés pour le microCT avec 4% de formaldéhyde pendant la nuit à 4 °C et ensuite laver une fois avec du PBS (10 -20 mL par tube). Collectez les déchets de formaldéhyde dans un récipient séparé. Conservez les lobes hépatiques dans du PBS à 4 °C pour un stockage à court terme ou à 70 % d’éthanol pour un stockage à long terme. Passez à la section 2 : Micro-tomodensitométrie.ATTENTION : Le formaldéhyde provoque une toxicité aiguë en cas d’ingestion, d’inhalation ou de contact avec la peau. Le formaldéhyde est un liquide et une vapeur inflammables. Il provoque de graves brûlures de la peau et des lésions oculaires. Peut provoquer une réaction allergique cutanée. Fatal en cas d’inhalation (concentrée ou en poudre). Peut provoquer une irritation respiratoire. Soupçonné de causer des défauts génétiques. Peut causer le cancer. Provoque des dommages aux organes (yeux, système nerveux central). Conseils de prudence – tenir à l’écart de la chaleur, des surfaces chaudes, des étincelles, des flammes nues et d’autres sources d’inflammation. Défense de fumer. Portez des gants et des vêtements de protection. En cas de déversement, enlevez immédiatement tous les vêtements contaminés. En cas de contact avec la peau: rincer la zone contaminée à l’eau. En cas d’inhalation: retirer la personne à l’air frais et surveiller la respiration si elle est confortable. Appelez immédiatement un centre antipoison / médecin. Si dans les yeux: rincez les yeux à l’eau pendant plusieurs minutes. Si présent et possible, retirez les lentilles de contact. Pour le contrôle de la qualité, fixer les lobes restants (au moins un) avec 50% de méthanol (mélangé à de l’eau désionisée) pendant au moins 4 h, en se balançant à température ambiante, suivi d’un basculement à 100% de méthanol pendant la nuit à température ambiante. Collectez les déchets de méthanol dans un récipient séparé.ATTENTION : Le méthanol provoque une toxicité aiguë s’il est avalé, inhalé ou en contact avec la peau. Le méthanol est un liquide et une vapeur inflammables. Portez des gants et des vêtements de protection. Évitez de respirer lors de la manipulation et tenez-vous à l’écart du feu et de la chaleur. Lavez soigneusement la peau après l’utilisation. En cas de déversement, enlevez immédiatement tous les vêtements contaminés. Rincer la peau à l’eau. En cas d’inhalation: Retirez la personne à l’air frais et gardez-la à l’aise pour respirer. En cas d’inhalation, d’ingestion ou d’exposition, appelez un centre antipoison / médecin. Dans une hotte ventilée, préparer une solution d’alcool benzylique et de benzoate de benzyle (BA: BB, 1:2) (5-10 mL par lobe). Placer le lobe hépatique dans un tube en polypropylène de 15 ou 50 mL (selon la taille du lobe) contenant une solution BABB. Laissez-le basculer à température ambiante jusqu’à ce qu’il soit transparent. Cette étape peut prendre entre 2 et 16 h selon la taille du lobe.REMARQUE: La solution BABB dissout certains types de plastique. Il est sûr de stocker les échantillons dans des tubes en polypropylène ou des récipients en verre.ATTENTION : Le benzoate de benzyle peut provoquer une toxicité aiguë lorsqu’il est avalé. Il est toxique pour la vie aquatique avec des effets durables. Conseils de prudence : lavez soigneusement la peau après manipulation. Il est nocif lorsqu’il est avalé, en contact avec la peau ou inhalé. Évitez de respirer des fumées/vapeurs. Lavez-vous soigneusement les mains après la manipulation. Ne mangez pas, ne buvez pas et ne fumez pas lorsque vous utilisez ce produit. En cas d’ingestion – appelez un centre antipoison / médecin si vous ne vous sentez pas Bien Utiliser dans des endroits ventilés. Recueillir les déversements. Éliminer le contenu ou le contenant dans une usine d’élimination des déchets approuvée. Inspectez la qualité de l’injection. Seul le foie bien injecté doit être scanné avec microCT. 2. Micro-tomodensitométrie Préparation des échantillons Préparer 1% de gel d’agarose en mélangeant 100 mL d’eau distillée et 1 g de poudre d’agarose. Placer le mélange au micro-ondes et faire bouillir la solution jusqu’à ce que la poudre d’agarose se dissout. Tempérer le gel d’agarose à 1 % à ~40 °C pour éviter les dommages thermiques à l’échantillon de foie. Placez le(s) lobe(s) d’intérêt dans un tube conique de 15 mL et remplissez-le avec le gel d’agarose à 1% à environ 2/3 du volume total du tube. Cette étape minimise le mouvement indésirable de l’échantillon pendant la mesure CT. Mesure CTREMARQUE: Les étapes suivantes dépendent du périphérique CT et les paramètres et actions spécifiques peuvent différer selon les périphériques CT et les fabricants. Dans ce protocole, le scanner de micro-tomodensitométrie utilisé était équipé d’un tube à rayons X nanofocus (180 kV/15 W) et d’un écran plat dynamique 41|100 (4048 px x 4048 px, taille de pixel 100 mm avec binning 2) pour les mesures CT. Montez le tube conique de 15 mL avec l’échantillon sur l’étage de rotation d’un appareil CT et laissez-le s’adapter thermiquement à la chambre de mesure pendant au moins 1 h. Lorsque l’échantillon est adapté thermiquement, centrez-le dans le champ de vision (FOV). Optimisez les distances source-échantillon et échantillon-détecteur (SSD, SDD) pour atteindre une résolution voxel suffisante, par exemple 12 μm pour un échantillon de foie murin adulte ou 6,5 μm pour le foie <P30, correspondant aux dimensions du champ de vision (pour le matériel préalablement spécifié) 24,3 mm × 24,3 mm et 13,2 mm × 13,2 mm respectivement. Réglez les paramètres d’acquisition (c.-à-d. accélération de la tension et du courant, exposition, binning, moyenne) en suivant les recommandations du fabricant de l’appareil de tomodensitométrie pour atteindre un niveau suffisant de signal détecté. Ces paramètres dépendent non seulement de l’appareil de tomodensitométrie, mais aussi de l’échantillon et doivent être optimisés pour chaque échantillon. Dans Hankeova et al.9, les réglages étaient les suivants : tension d’accélération de 80 kV, courant d’accélération de 160 μA, temps d’exposition de 400 ms et 2000 images. Démarrez une mesure CT. Utilisez un logiciel de reconstruction tomographique dédié pour reconstruire les données CT. 3. Analyse et segmentation des données REMARQUE: Les étapes suivantes dépendent du logiciel de traitement d’image; les paramètres et actions spécifiques peuvent différer selon le logiciel utilisé. Pour charger les données CT : Sélectionnez Fichier > Importer > commande. Une sélection supplémentaire dépend du format spécifique des données CT à traiter. Utilisez la fonction Détermination de surface sur le panneau supérieur pour segmenter la résine dans les données à l’aide du seuil global. Dans la fenêtre de dialogue, déterminez la valeur seuil avec l’évaluation de l’histogramme en définissant la position de la ligne rouge « Isovaleur » pour segmenter uniquement les récipients remplis de résine (c’est-à-dire englobés par la ligne jaune dans le « Panneau d’aperçu » présenté ) (Figure 3A). Dans le panneau de gauche, sélectionnez le module Créer un retour sur investissement à partir du volume/CAO/maillage pour créer une région d’intérêt (ROI) des récipients remplis de résine. Dans la fenêtre de dialogue, utilisez l’option Créer un ou plusieurs retours sur investissement à partir de Solid, sélectionnez le nom du volume traité et confirmez. Éliminez la segmentation erronée des grappes de bruit dans la région d’arrière-plan de ce retour sur investissement. Marquez ce ROI sur le panneau de droite, faites un clic droit dessus et sélectionnez le module Split ROI. Dans la fenêtre de dialogue, définissez le paramètre Volume minimum [voxel] pour exclure toutes les particules de bruit – cette valeur dépend de l’expérience et des données et doit être optimisée pour chaque échantillon à analyser (Figure 3B). Créez des masques de canal lisses, continus et solides sans artefacts dans le retour sur investissement en résine – par exemple, présence de bulles d’air ou de fuites de résine. Dans le panneau de gauche, utilisez le module Lissage, définissez le paramètre Résistance au lissage sur 1 ou 2 (selon les données individuelles, lorsque des valeurs plus élevées peuvent entraîner une déformation du modèle, en particulier lorsqu’il s’agit de structures fines). Si nécessaire, exécutez ce processus deux fois (Figure 3C). Identifiez et séparez les systèmes tubulaires individuels dans le masque en résine segmenté. Créez un retour sur investissement distinct pour le système rempli de la résine la plus absorbante (la résine jaune utilisée pour l’injection courante des voies biliaires) avec des valeurs d’intensité plus élevées dans les données CT. Suivez la procédure décrite à l’étape 3.2. (Figure 3Di). Marquez le nouveau ROI et le ROI du masque de résine, cliquez avec le bouton droit de la souris et sélectionnez Soustraire le(s) ROI(S) et soustrayez le nouveau ROI du ROI du masque de résine pour créer un nouveau ROI pour le système tubulaire restant (Figure 3Dii, iii). Exportez les retours sur investissement résultants pour les deux systèmes tubulaires dans différents formats, en fonction des préférences de l’opérateur, pour un traitement ultérieur dans différents logiciels. En outre, traitez les retours sur investissement résultants dans un logiciel graphique de volume pour exporter la visualisation finale sous la forme d’une image ou d’une vidéo.