Qui, presentiamo protocolli per 1) la propagazione in cattività di laboratorio della farfalla blu di Miami in pericolo federale (Cyclargus thomasi bethunebakeri),e 2) valutando le informazioni di base sulla storia della vita come il tempo di sviluppo immaturo e il numero di stadi larvali. Entrambi i metodi possono essere adattati per l’uso con altri programmi di conservazione ex situ.
Migliorare la conoscenza delle migliori pratiche ex situ per le farfalle a rischio è importante per generare risultati di successo nel programma di conservazione e recupero. La ricerca su tali popolazioni in cattività può anche fornire dati preziosi per affrontare le lacune di informazioni chiave sul comportamento, la storia della vita e l’ecologia dei taxa bersaglio. Descriviamo un protocollo per la propagazione in cattività del Cyclargus thomasi bethunebakeri a rischio federale che può essere utilizzato come modello per altri programmi di ex situ farfalla a rischio, in particolare quelli della famiglia Lycaenidae. Forniamo inoltre un protocollo semplice e diretto per la registrazione di varie metriche di storia della vita che possono essere utili per informare le metodologie ex situ e adattate per studi di laboratorio di altri lepidoptera.
Un crescente elenco di studi indica cali globali diffusi e gravi nelle popolazioni di farfalle1,2,3,4,5. Questo include la stragrande maggioranza delle specie a rischio. I programmi di conservazione progettati per mitigare tali cali spesso impiegano un mix di strategie tra cui il monitoraggio della popolazione, la gestione e il ripristino dell’habitat, la ricerca scientifica, la propagazione in cattività e la traslocazione degli organismi6. Solo negli Stati Uniti e nei suoi territori, un totale di 30 taxa farfalle sono elencati sotto l’Endangered Species Act (ESA) come minacciati o in pericolo, con 21 di questi che hanno approvato progetti o piani di recupero finali. Per tali taxa, più della metà delle strategie di recupero identificate raccomanda la propagazione in cattività o afferma che la propagazione in cattività deve essere valutata7. L’uso degli sforzi di conservazione ex situ per le farfalle è cresciuto considerevolmente negli ultimi anni8,9, e ha il potenziale per essere uno strumento critico per aiutare gli sforzi di recupero10. Numerose istituzioni, organizzazioni e agenzie sono attualmente coinvolte negli sforzi ex situ per almeno 11 taxa sulle farfalle elencate nell’ESA (ad es. Cyclargus thomasi bethunebakeri, Euphydryas editha quino, Euphydryas editha taylori, Heraclides aristodemus, Hesperia dacotae, Lycaeides melissa samuelis, Oarisma poweshiek, Pyrgus ruralis lagunae, e Speryeria zerene hippolyta) e molti altri taxa a rischio (es., Callophrys irus, Euphydryas phaeton, Speyeria idali, e Speyeriaia, e Eumaeus atala)11. Nonostante il numero di sforzi solidi e di successo, rimane una mancanza di comunicazione regolare tra i programmi e tra i professionisti della conservazione che coinvolgono lo scambio di idee, dati, metodologie efficaci e risultati. Tale condivisione delle conoscenze è essenziale in quanto consente di ridurre al minimo la duplicazione degli sforzi, migliora le migliori pratiche complessive e migliora l’impatto sulla conservazione. Pochi protocolli pubblicati di allevamento, allevamento, allevamento o allevamento sono prontamente disponibili per i taxa delle farfalle a rischio, e quelli che sono spesso privi di sufficienti dettagli narrativi e/o illustrazioni. Questi spesso forniscono per lo più dettagli di riepilogo con istruzioni passo-passo limitate e immagini di accompagnamento, rendendo la replica impegnativa o l’applicazione ad altri taxa difficile da valutare12,13,14,15. Molti dei protocolli disponibili sono limitati in qualche modo: esistono solo nella letteratura grigia, o in diversi livelli di dettaglio, età della pubblicazione, o come componenti in procedure simposio, rapporti di agenzia / finge, o manuali interni16,17,18,19,20,21,22, 23,24.
Per la maggior parte dei programmi di conservazione, la propagazione in cattività viene condotta principalmente per sostenere la traslocazione della conservazione, che comprende la reintroduzione, il rinforzo (cioè l’aumento) e l’introduzione25,26. Tali attività sono destinate ad essere attuate strategicamente come componente della strategia di recupero globale al fine di aiutare a prevenire l’estinzione di una specie, sottospecie o popolazioni elencate. Va notato, tuttavia, che questo è uno dei molti altri ruoli potenziali che tali programmi ex situ possono servire. Questi possono anche includere il mantenimento di un’assicurazione (cioè, refugia) popolazione, il salvataggio temporaneo degli organismi, il sostegno alla ricerca e/o formazione relative al recupero e la promozione di attività di educazione e sensibilizzazione relative alla conservazione27,28. Indipendentemente dal fatto che i programmi ex situ abbiano un unico obiettivo definito o un mix di diversi, i professionisti della conservazione dovrebbero massimizzare le opportunità di raccolta dei dati al fine di colmare le lacune di informazioni chiave quando possibile. Ciò è particolarmente importante perché la stragrande maggioranza dei taxa a rischio sono stati generalmente studiati male prima di un sostanziale declino della popolazione selvatica. Le conoscenze acquisite su vari aspetti comportamentali, ecologici o di storia della vita del taxon focale possono servire a contribuire a far progredire l’efficace conservazione e gestione delle specie29.
Qui, descriviamo in dettaglio il protocollo di propagazione in cattività che è stato sviluppato per la farfalla blu di Miami a rischio federale (Cyclargus thomasi bethunebakeri) (Figura supplementare 1) come parte di un più ampio programma di conservazione e recupero. In questo caso, il programma di propagazione in cattività serve tre ruoli specifici identificati: 1) una popolazione assicurativa in caso di perdita della popolazione selvatica esistente, 2) una popolazione di ricerca progettata per colmare le lacune di conoscenza ecologiche e della storia della vita identificate che possono aiutare a informare il recupero e/o la gestione, e 3) a produrre organismi vitali per la traslocazione di conservazione in siti all’interno della gamma storica del taxon. Il protocollo risultante è stato ben controllato e collaudato, essendo stato utilizzato e migliorato per oltre un decennio. Di conseguenza, riteniamo che le tecniche e le metodologie descritte rappresentino un modello praticabile che può essere applicato o facilmente adattato per altri programmi di farfalle ex situ a rischio, in particolare quelli che coinvolgono Lycaenidae o taxa correlati. Anche se non suggeriamo che il protocollo descritto sia superiore agli altri, riteniamo che ci siano opportunità per applicare alcuni dei metodi in modo più ampio per contribuire a migliorare la produttività, la cura o l’efficienza. Ciò è particolarmente vero in quanto gran parte del nostro allevamento è fatto in condizioni di laboratorio interno con spazio limitato, simile ai programmi di conservazione che coinvolgono Euphydryas editha taylori e Speryeria zerene hippolyta17,23. Numerosi altri protocolli spesso utilizzano materiale in vaso per l’oviposizione o l’allevamento larvale, che a volte può portare a maggiori complessità legate al controllo dei predatori, al controllo ambientale (ad esempio, umidità, temperatura), monitoraggio del bestiame, raccolta dei dati, problemi di parassiti delle piante e spazio per citarne alcuni21,22. Infine, il protocollo presentato delinea i metodi per l’allevamento in cattività. Molti altri programmi di conservazione delle farfalle a rischio comportano l’allevamento di farfalle a testa o in cattività con i protocolli rappresentativi che riflettono tali differenze. Mentre spesso minore, riteniamo che questo aiuta ad ampliare il pool esistente di informazioni disponibili per altri programmi da rivedere. Questo è fondamentale, perché la maggior parte dei programmi ex situ rappresentano sforzi pionieristici per contribuire a facilitare il recupero di taxa rari e spesso poco studiati. I protocolli disponibili possono fungere da ottimo punto di partenza per fornire informazioni preziose, ridurre la duplicazione degli sforzi e promuovere l’innovazione. A causa “dell’ampia diversità interspecifica dei comportamenti delle farfalle, dei tratti della storia della vita e dei requisiti ecologici combinati con differenze spesso marcate nelle strutture del programma, nei budget, nelle competenze dei professionisti” e in altre differenze intrinseche, l’affidamento a una singola metodologia, anche per la taxa strettamente correlata, è spesso limitante e ingiustificata30. La flessibilità di perfezionare o sviluppare nuovi protocolli su misura per le esigenze di specifici taxa o programmi è essenziale per il successo e dovrebbe pertanto essere sottolineata. Descriviamo inoltre tecniche di laboratorio per la raccolta di metriche sullo sviluppo dell’organismo in condizioni di cattività, tra cui il numero di instars larva, la durata delle fasi di sviluppo individuali, il tempo di sviluppo totale e la lunghezza larvale e puupa. Queste tecniche hanno un’ampia applicabilità per gli studi di storia della vita di Lepidoptera che possono essere utilizzati per perfezionare i protocolli ex situ o informare i dati sul campo.
Qui, illustriamo l’efficacia di questo collaudato protocollo di allevamento della conservazione ex situ per la produzione di massa di farfalle a rischio, e come può essere adattato per la ricerca scientifica per aiutare ad affrontare le principali lacune comportamentali, di vita o di dati ecologici. Una maggiore comprensione del tempo medio di sviluppo totale (da uovo a adulto), la durata media in ogni fase della vita e la temperatura ottimale per l’accoppiamento, ad esempio, sono stati utilizzati per aiutare a perfezionare il protocollo e migliorare il successo complessivo del programma. La stragrande maggioranza dei protocolli esistenti descrive solo i metodi di allevamento degli organismi e non discute la raccolta dei dati, la ricerca scientifica o l’uso di tali risultati per aiutare a informare e potenzialmente adattare i metodi ex situ.
Questo protocollo richiede l’allevamento quotidiano dell’organismo. La salute e la produttività degli organismi sono massimizzate da condizioni di allevamento pulite, dalla mancanza di sovraffollamento dell’organismo e dalla disponibilità di materiale vegetale ospite larvale di alta qualità. Per la maggior parte, utilizziamo forniture e contenitori di allevamento usa e getta (ad esempio, bicchieri di carta e plastica), e in genere li sostituiamo regolarmente, spesso quotidianamente, e non riutilizziamo mai il materiale. Questo è sia conveniente e riduce al minimo la necessità di servizi igienico-sanitari più laboriosi dei materiali. Strumenti di uso comune, tuttavia, come pinze entomologiche, pennelli di vernice ad acquerello e piccole gabbie di volo pop-up, così come tutte le superfici di allevamento come tavoli da tavolo e panchine da laboratorio sono regolarmente sanificati utilizzando una soluzione di candeggina 5%. L’orario esatto dei servizi igienico-sanitari dipende fortemente dalla frequenza di utilizzo, dalla fenologia dell’organismo e da altre variabili e dovrebbe essere adattato alle esigenze specifiche di ogni programma ex situ. Inoltre, troviamo che la carta da macellaio bianca è utile per coprire tutte le superfici di allevamento. Fornisce un substrato pulito economico e facilmente dispiegabile e il colore di sfondo bianco facilita l’avvistamento di organismi randagi. Per l’allevamento quotidiano, tutto il personale di laboratorio deve sempre indossare guanti da esame di laboratorio usa e getta per ridurre al minimo la contaminazione e proteggere il personale da qualsiasi potenziale irritazione cutanea derivante dalla manipolazione di piante o organismi. Ciò è particolarmente importante se il personale di laboratorio ha animali domestici che richiedono trattamenti topici delle pulci. Anche una piccola quantità di residui di principio attivo può essere pericolosa per il bestiame in cattività.
Inoltre, occorre prestare attenzione a ridurre al minimo il sovraffollamento dell’organismo. Il sovraffollamento delle larve può portare rapidamente a una riduzione della salute dell’organismo e persino al cannibalismo in alcuni taxa, in particolare Lycaenidae. Può essere necessario separare regolarmente le larve per ridurre il numero all’interno dell’allevamento di contenitori e/o persino isolare le singole larve come descritto nella parte della storia della vita del protocollo. Il numero ideale per contenitore può variare notevolmente in base al taxon particolare e ai vari vincoli del programma ex situ, come il budget disponibile, le strutture di laboratorio e il numero totale di dipendenti. Allo stesso modo raccomandiamo di lasciare spazio adeguato tra le tazze che ospitano le larve per ridurre al minimo il potenziale di movimento dell’organismo tra i contenitori. Infine, per le popolazioni in cattività più grandi, si raccomanda vivamente di separare lo stock tra una o più strutture di laboratorio. Questa strategia di salvaguardia può contribuire a ridurre al minimo la perdita catastrofica dell’intera popolazione a causa di malattie o altri impatti imprevisti.
La qualità e la disponibilità delle piante ospiti larve guidano la produzione zootecnica e influenzano fortemente sia i tassi di sviluppo larvale che la salute generale della popolazione. Tuttavia, pochi rapporti o studi pubblicati mettono in evidenza questo requisito di backstage o discutono delle migliori pratiche di vivaio. Il successo della pianificazione del programma ex situ deve tenere conto delle quantità, della produzione e della manutenzione dell’impianto. Poiché molte larve richiedono o preferiscono anche alcune parti vegetali (ad esempio, nuova crescita terminale, boccioli di fiori e infiorescenze, frutta, ecc.), è necessaria una messa in scena efficace per garantire un’adeguata fenologia vegetale.
Ulteriori considerazioni includono un’adeguata gestione demografica e genetica e la minimizzazione di eventuali effetti negativi della prigionia. Raccomandiamo lo sviluppo di un piano di gestione genetica. Questo può includere strategie per includere l’infusione di nuovo materiale genetico su base regolare, massimizzare la diversità e prevenire l’inbreeding ravvicinato, valutare periodicamente le variabili chiave di fitness dell’organismo e monitorare la genetica a un certo livello per consentire il confronto con le popolazioni esistenti e controllare la salute degli stock in cattività. Il confronto periodico delle caratteristiche degli individui in cattività agli individui delle popolazioni fondatorie è giustificato anche34,35.
Questi protocolli rappresentano procedure consigliate comprovate. Dovrebbero essere utili per una varietà di ricercatori e professionisti della conservazione che possono applicare o adattare direttamente i nostri metodi ai propri studi e programmi ex situ di conservazione e recupero di insetti a rischio. Lo specifico protocollo di allevamento in cattività delineato è probabilmente più applicabile ai programmi incentrati su altri Lycaenidae, taxa correlati, o taxa di dimensioni minori. Tuttavia, numerosi componenti come quelli che comportano il recupero del corteggiamento e della copulazione di successo, la manutenzione degli adulti con nettare artificiale, la massimizzazione dell’oviposizione e la cura larvale generale potrebbero probabilmente essere applicati o adattati in modo più ampio ad una serie più ampia di taxa. Come accennato in precedenza, mentre la flessibilità del protocollo dovrebbe essere sottolineata, l’accesso ad altre metodologie consolidate può contribuire a fornire informazioni preziose e un punto di partenza vitale per l’adattamento e l’innovazione. I metodi presentati per valutare varie caratteristiche della storia della vita, come il tempo di sviluppo larvale e il numero di stadi larvali, hanno probabilmente un’ampia applicabilità ad altri programmi di allevamento della conservazione e ai taxa a rischio. Incoraggiamo gli altri ad aiutare ad affrontare le principali lacune nei dati ecologici quando possibile e a pubblicare protocolli controllati e risultati del programma.
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato sostenuto dalle sovvenzioni della Conservation Recovery Initiative (F17AP00467) e del Disney Conservation Fund. Ulteriore supporto è stato fornito dal Florida Museum of Natural History e dal Dipartimento di Entomologia e Nematologia presso l’Università della Florida.
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