Se presenta una novedosa técnica inalámbrica para registrar señales neuronales extracelulares del cerebro de la natación libre de peces dorados. El dispositivo de grabación se compone de dos tetrodes, un microdrive, un registrador de datos neuronales y una caja impermeable. Todas las piezas están hechas a medida, excepto el registrador de datos y su conector.
Los mecanismos neuronales que rigen el comportamiento de los peces siguen siendo en su mayoría desconocidos, aunque los peces constituyen la mayoría de todos los vertebrados. La capacidad de registrar la actividad cerebral de los peces que se mueven libremente avanzaría considerablemente la investigación sobre la base neuronal del comportamiento de los peces. Por otra parte, el control preciso de la ubicación de registro en el cerebro es fundamental para estudiar la actividad neuronal coordinada a través de las regiones en el cerebro de los peces. Aquí, presentamos una técnica que registra de forma inalámbrica desde el cerebro de nadar libremente peces mientras controla para la profundidad de la ubicación de grabación. El sistema se basa en un registrador neural asociado con un nuevo implante compatible con el agua que puede ajustar la ubicación de grabación mediante tetrodes controlados por microunidad. Las capacidades del sistema se ilustran a través de grabaciones del telencéfalo de peces dorados.
Los peces son el grupo más grande y diverso de vertebrados, y al igual que otros vertebrados exhiben habilidades cognitivas complejas como navegar, socializar, dormir, cazar, etc. Sin embargo, los mecanismos neuronales que rigen el comportamiento de los peces permanecen en su mayor parte desconocidos.
En las últimas décadas, las grabaciones extracelulares de peces inmovilizados se han implementado principalmente para investigar diferentes aspectos de la base neuronal del comportamiento1,2. Aunque esta técnica es apropiada para algunos sistemas sensoriales, la investigación de todo el espectro de la base neuronal del comportamiento es difícil, si no imposible, en animales inmovilizados. Los primeros avances implicaron la grabación de las células Mauthner de peces nadadores atados3,4. Sin embargo, las células Mauthner son desproporcionadamente grandes y las amplitudes potenciales de acción registradas, que pueden ir tan alto como unos pocos mV, facilitan la grabación. Más tarde, Canfield y otros describieron una prueba de concepto cuando se utiliza un animal atado para registrar el telencéfalo de los peces5. Otra técnica reciente para registrar la actividad neuronal de los peces es la toma de imágenes de calcio (ver comentarios de Orger y de Polavieja6, y Vanwalleghem et al.7). Esta técnica fue desarrollada para su uso con larvas de pez cebra porque la piel y el cráneo son transparentes durante la etapa larval. Sin embargo, esta técnica no se puede utilizar para estudiar comportamientos complejos en etapas posteriores de desarrollo.
Aquí, presentamos una técnica novedosa para registrar la actividad neuronal extracelular desde el cerebro de los peces que nadan libremente. Esta es una versión modificada del protocolo descrito en Vinepinsky et al.8. La principal innovación es la adición de un microdrive que permite controlar la posición de los electrodos después de la cirugía. La técnica está diseñada para grabar desde el telencéfalo de peces dorados utilizando un conjunto de tetrodes que están conectados a un registrador de datos neuronales a través de un micromotor. Toda la configuración es inalámbrica y anclada al cráneo del pez. El peso específico del sistema se iguala al peso específico del agua mediante la adición de un pequeño flotador que permite a los peces nadar libremente.
La técnica se basa en el uso de un registrador de datos neuronales que amplifica, digitaliza y almacena la señal en un dispositivo de memoria integrado. El sistema de telemetría del registrador se utiliza para iniciar y detener las grabaciones, y para la sincronización con la cámara de vídeo. En este protocolo, se utiliza un registrador neural de 16 canales, integrado en una caja impermeable junto con el micromotor.
El conjunto de microunidades se fabrica a partir de dos componentes principales: el propio micromotor y la carcasa de microunidad(Figura 1A,B). La carcasa sostiene el micromotor y los tetrodes, y también actúa como el ancla entre el cráneo y la caja del registrador(Figura 1C). La caja registradora de PVC se fabrica mediante un proceso de máquina y se sella mediante una red tórica(Figura 1E-G,véase también Figura suplementaria 1, Figura suplementaria 2y Figura suplementaria 3 para un diagrama tridimensional [3D]). En un extremo, un pedazo de espuma de poliestireno se une a la caja del registrador para compensar el peso del implante y proporcionar al pez un implante neutro de flotabilidad. La construcción del micromotor descrito en el protocolo sigue el procedimiento presentado por Vandecasteele et al.9 con una modificación para conectar el micromotor a la carcasa(Figura 1A). Se presentan todos los pasos principales.
El procedimiento descrito en el protocolo para preparar el cráneo de pescado es similar al que se presenta en Vinepinsky et al.8 y se describe brevemente en el protocolo. Un día después de la cirugía, los peces normalmente se recuperan completamente de los efectos de la anestesia y están listos para los experimentos conductuales. Tenga en cuenta que la ubicación del tetrode se puede ajustar girando el tornillo de micromotor. El tornillo tiene un espaciado de 300 m por rotación completa y se recomienda un avance de 75 m hasta que se alcance la ubicación del cerebro objetivo. Se debe consultar un atlas cerebral adecuado para apuntar a la región cerebral específica de interés. Es aconsejable probar la impedancia del electrodo cada vez que el pez es anestesiado para el reemplazo de la batería o la tarjeta de memoria.
Este protocolo detalla los pasos involucrados en la implantación de una matriz de tetrodes en el telencéfalo de nadar libremente peces dorados. Esta técnica implementa un registrador neural que amplifica y registra las señales adquiridas de hasta 16 canales junto con una microunidad que puede ajustar la posición del tetrode en el cerebro. La microunidad permite ajustar la posición en el cerebro para optimizar la grabación.
Este protocolo se puede modificar fácilmente para la grabación…
The authors have nothing to disclose.
Estamos agradecidos a Nachum Ulanovsky y a los miembros del laboratorio de Ulanovsky por toda su ayuda. Además, estamos agradecidos a Tal Novoplansky-Tzur por la asistencia técnica útil. Agradecemos el apoyo financiero de THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION – FIRST Program (subvención no 281/15), y el Helmsley Charitable Trust a través de la Iniciativa de Robótica Agrícola, Biológica y Cognitiva de la Universidad Ben-Gurion del Negev.
0.7 mm round drill bits | Compatible with the drill. | ||
15-blade Scalpel | Sigma-Aldrich | ||
16 channel PCB board | Neurlynx | EIB-16 | |
1X3M phillips flat head screws | Stainless steel. Any type. | ||
1X3M phillips round head screws | Stainless steel. Any type. | ||
27 cm X 19 cm X 1 mm brass plate | See Figure 2 | ||
2X6M phillips flat head screws | Stainless steel. Any type. | ||
3140 RTV coating | Dow Crowning | 2767996 | |
75 µm Silver wire | A-M Systems | ||
Brass machine screws #00-90 | 947-1006 | ||
Brass plates 7.5mm X 2.5mm X 0.6mm | A 3D drawing is provided. See supplementary 1 | ||
Coated Tungsten wire 25µm | California Fine Wire Company | 5000160 | Depending on the appication the tetrodes can be fabricated from any type of wire. Popular wires are nicrome wires that can be found with lower diameters (eg. A-M systems, 762000) |
Coated Tungsten wire 50µm | A-M Systems | 795500 | Can be replaced with any other wire with low impedance |
Cyanoacrilic glue | |||
Dental Burnisher | ComDent UK | Any small sterille stainless-still tool will do. | |
Dental cement – GCFujiPLUS | GC | 431011 | Other dental cements would probably will work as well although we have never tried any other. |
Dental drill or nail polish drill | Dental drills are expensive, a nail polish drill can be a cheap replacement. | ||
Drill bit #65 | 947-65 | ||
Fast curing epoxy | Any 5 minutes curing epoxy can be used here. | ||
Logger box with O-ring sealing | A 3D drawing is provided. See supplementary 1-3. The box should be machine fabricated (do not use 3D printers). Use transperant material, to be able to see the indicator LEDs on the logger. | ||
Motorized turning device | Custom made as described in "open ephys" website. Can also be purchusaed from neurolynx ("Tetrode Spinner 2.0") or bulit by other means. | ||
Mouselog-16 Neural logger | Deuteron Technologies Ltd | There are several neural loggers available on the market, including: SpikeGadget (UH32 32channels) and Neurologger 2/2A/2B of Alexei Vyssotski. It should be noted that weight is not a major contraint since it can be counterbalanced with floating Styrofoam | |
MS-222 | Sigma Aldrich | E10521 | Ethtl 3-aminobenzoate methanesulfonate 98% |
Nano-Z plating | White Matter LLC | The nano-Z can be bought from several supllieres. Any impedance meter can be used, e.g. IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics. | |
PCB pins | Neurlynx | Neuralynx EIB Pins | |
Polymide tubing 250µm | A-M Systems | 822000 | |
Rechargable battery | 3.7 Lipo battery, 370 mAh. Holds about 6 hours of recording. Smaller or larger battries can be used to reduce the weight or extend recording time. | ||
Silicone tubing 0.64 mm | A-M Systems | 806100 | |
Stainless steel 1.5 mm | A-M Systems | 846000 | |
Sudium Bicarbonate | Sigma Aldrich | S9625 | |
Tap #00-90 | 947-1301 | ||
Vaseline | Any type of soft petroleum skin protectant can be used here. |