Bloedafname door Subclavia ader punctie bij muizen
Summary
Hier presenteren we een protocol om bloedmonsters te nemen van de subclavia ader van muizen.
Abstract
De muis is het belangrijkste zoogdier model voor het bestuderen van de menselijke ziekte en de menselijke gezondheid. Echter, bloedmonster collectie van muizen is een uitdaging in het onderzoek werk. Tail Blood Collection is een populaire methode wanneer een kleine hoeveelheid bloedmonster nodig is. Orbitale slagader kan worden beschouwd als een grote hoeveelheid bloed nodig is, maar deze bloedafname methode heeft ethische kwesties. Vroeger, toonden wij de haalbaarheid en de veiligheid van de inzameling van het bloedmonster door subclavia ader punctie bij ratten, en hier onderzoeken wij of deze methode in muizen zou kunnen worden gebruikt. Wij melden dat deze methode is veilig en praktisch voor bloedafname bij muizen. Bloedafname door de subclavia ader punctie in muizen kan een handige methode in het dagelijks onderzoek werkt.
Introduction
Bloedmonster verzameling van muizen is essentieel in de meeste onderzoekslaboratoria. De conventionele benaderingen voor bloedinzameling in muizen is staart knipsel wanneer minder dan 100 µ L van steekproef nodig is1. Echter, als er meer dan 100 µ L van bloed nodig zijn op een niet-terminale tijdpunt, retroorbital, submandibulaire bloeden of submentale bloedafname zijn de meest beschouwde technieken2. In sommige gevallen, de halsader ader katheterisatie door middel van een chirurgische incisie werd aangenomen als een alternatieve methode3.
Niettemin, de bovenstaande methoden zijn schadelijk voor de muizen. Om het beste van onze kennis, is de retroorbital methode niet algemeen aanvaard vanwege het potentiële risico van complicaties4,5. Operatie gerelateerde trauma niet alleen gebeurt in het zichtbare gebied6,7, maar ook diep in de baan6. Trouwens, submandibulaire bloedafname is stressvol8 en kan worden geassocieerd met overmatig bloeden van2,9. Op basis van ons voorafgaand onderzoek10,11, hier introduceren we een nieuwe strategie voor bloedafname van de subclavia ader bij muizen. De veiligheid, haalbaarheid en het verkregen bloedvolume met deze techniek worden gepresenteerd en besproken.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dit rapport is een uitbreiding van eerdere onderzoek naar bloedbemonstering door de subclavia ader punctie bij ratten11. Als de muis is het meest gebruikte onderzoek dier, zou het waardevol om te zien of deze techniek kan ook worden toegepast op muizen. De uitdaging komt van de relatief kleinere diameter van de subclavia ader.
In het huidige onderzoek, vonden we dat subclavia punctie in muizen is een haalbaar en betrouwbare manier om bloed te verzamelen. Vergeleken met de conventionele methoden, zoals staart ader snijden of orbitale bloedafname, zijn er geen ethische kwesties van de huidige methode. Alle dieren overleefden na deze procedure zonder vloeibare supplementen na rond 200 µ L van bloed extractie, en de dieren zouden voor verdere experimentele studies kunnen worden gebruikt. Theoretisch, de totale monstervolume extractie niet kon bereiken meer dan 10% van de totale circulerende bloedvolume elke keer en het totale volume van een volwassen dier is 55 tot 70 mL/kg lichaamsgewicht5. Voor de muizen die in dit onderzoek (21.6-28.3 g) worden gebruikt, zou de maximumvolume extractie rond 200 µ L moeten zijn. We stellen dus de bloedbemonstering bedrag rond 200 µ L voor elke muis. Het onvermogen om de bloeddruk te meten, hartslag, en andere stress parameters zijn de belangrijkste beperkingen van dit rapport.
Voldoende algemene anesthesie is een andere belangrijke kwestie om het succes van de punctie te garanderen. De muizen moeten stil blijven tijdens de punctie procedure om het risico van verwonding van het schip door de naald te voorkomen. Wij vonden dat pentobarbital natrium bij 60 mg/kg voor algemene anesthesie ideale diepte van anesthesie kon tevredenstellen. Een nadeel van deze agent is de relatief lange hersteltijd (gemiddeld ongeveer 30 minuten). In sommige instituten, Isofluraan inhalatie wordt gebruikt voor de korte hersteltijd en moet in aanmerking worden genomen als een alternatieve anesthesie keuze15.
De locatie van subclavia ader is weergegeven in Figuur 4. Vanwege de dunne wand en lage druk in de ader, de voorste en achterste wand van de subclavia ader zou hechten aan elkaar onder de druk van een naald, terwijl de naald vooruit beweegt (figuur 5a). Terwijl het terugtrekken van de plunjer langzaam achteruit, zal de aangrenzende muren spontaan scheiden, en het uiteinde van naald kon de ware holte van schip ingaan en het bloed kon in de spuit onder aanhoudende negatieve druk uitlekken (Figuur 5b). Gebruik van een vacuüm bloedafname systeem16 kan ook het voordeel van de bloedafname. Door de relatief kleine diameter van de muizen subclavia ader, kan er zelfs mislukkingen voor een ervaren exploitant. Voor een beginner, raden wij subclavia ader punctie bij ratten zoals gerapporteerd11. Na een aantal succesvolle punctie pogingen bij ratten, kan het slagingspercentage van subclavia ader punctie in muizen aanzienlijk worden verbeterd. Zorg ervoor dat de exacte punctie locatie is gewoon caudale naar het midden van de clavicula bot. De naald bewegende opwaartse en craniale naar de superieure sternale Fossa zijn andere belangrijke punten om een succesvolle punctie te garanderen.
Tot slot, subclavia ader punctie is een veilige en effectieve methode voor bloedafname bij muizen. Naast staart ader snijden en retro-orbitale plexus bloedafname, deze methode is haalbaar, veilig, en geschikt voor observationele onderzoeken op verschillende tijdstippen in muizen.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd gesteund door de toelage van de nationale stichting van de natuurwetenschappen van China nr. 81670269, nr. 81500355 en nr. 81500226.
Materials
| 1.0 mL syringe | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, Shandong Province, China) | 20163151593 | |
| 75% ethanol | Department of Pharmacy, The Second Xiangya Hospital of Central South University | made in Department of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity | |
| adhesive tape | 3M Deutschland GmbH (Kamen, Germany) | 1534-1 | |
| canvas gloves | for anesthesia | ||
| electronic scale | Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, Guangdong Province, China) | KP-3000 | |
| epilating agent | France Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, Guangdong Province, China) | 8281744 | |
| heparin (used concentration 10 U/mL, 2 mL, 12500 IU) | Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China) | H32025851 | |
| mice | Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, Hunan Province, China) | Kunming spcies | |
| needle, 26G, 0.45 mm x 16 mm | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, Shandong Province, China) | 20163151593 | |
| pentobarbital sodium (used solution 1%) | Merck | P-010-1ML | |
| physiological saline, 100 mL | Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, Hunan Province,China) | H43020454 | |
| stastical software | International Business Machines | SPSS Statistics 25 | |
| tube, 2 mL | Hubei Jinxing Technology & Development Co. Ltd (Wuhan Hubei Province, China) | MCT-150-C | |
References
- McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
- Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).
- Park, A. Y., et al. Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol. Physiological Reports. 6 (21), e13904 (2018).
- Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage. Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
- Diehl, K. H., et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).
- van Herck, H., et al. Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise. Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).
- Tsai, P. P., et al. Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice. Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).
- Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice. Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).
- Yang, H., et al. Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation. Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).
- Yang, H., et al. Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats. Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).
- Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).
- Research, I. f. L. A. . Guide for the care and use of laboratory animals. , (1996).
- Redel, A., et al. Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).
- Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).
- Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
