Summary

Analyse protéomique de polarisation des macrophages humains dans un environnement pauvre en oxygène

Published: January 07, 2019
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Summary

Nous présentons un protocole visant à obtenir les signatures de protéomique des macrophages humains et cela s’applique à la détermination de l’impact d’un environnement pauvre en oxygène sur la polarisation de macrophages.

Abstract

Les macrophages sont des cellules immunitaires innées impliqués dans un certain nombre de fonctions physiologiques allant de réactions aux agents pathogènes infectieux à l’homéostasie tissulaire. Les différentes fonctions de ces cellules sont liées à leurs États d’activation, qui est aussi appelé polarisation. La description moléculaire précise de ces polarisations différentes est une priorité dans le domaine de la biologie du macrophage. Il est actuellement reconnu qu’une approche multidimensionnelle est nécessaire pour décrire comment la polarisation est contrôlée par des signaux environnementaux. Dans ce rapport, nous décrivons un protocole visant à obtenir la signature de la protéomique des polarisations différentes dans les macrophages humains. Ce protocole est basé sur une quantification exempte d’étiquette d’expression de protéine macrophage provenant de fractionnés en gel et le contenu de lyse cellulaire Lys C/trypsine-digéré. Nous fournissons également un protocole basé sur la solution en digestion et isoélectrique mise au point de fractionnement à utiliser comme solution de rechange. Parce que la concentration en oxygène est un paramètre environnemental pertinent dans les tissus, nous permet de découvrir la composition de l’atmosphère comment ce protocole ou un environnement pauvre en oxygène influe sur la classification de la polarisation du macrophage.

Introduction

Les macrophages sont des cellules immunitaires innées impliqués dans un certain nombre de fonctions physiologiques allant de réactions aux agents pathogènes infectieux à l’homéostasie tissulaire, y compris l’enlèvement de cellules apoptotiques et remodelage de la matrice extracellulaire1. Ces cellules sont caractérisées par une forte plasticité phénotypique2 qui se traduit par un nombreux États d’activation possible, qui sont aussi appelés les polarisations. La description moléculaire précise de ces polarisations différentes est une priorité dans le domaine des macrophages biologie3. Il a été proposé de classer ces polarisations à l’aide de la dichotomie de M1/M2 ce qu’on appelle, dans laquelle M1 représente pro-inflammatoires et M2 macrophages anti-inflammatoires. Ce modèle s’intègre bien dans diverses situations pathologiques comme les infections aiguës, allergies et obésité4. Toutefois, dans les tissus chroniquement enflammés et le cancer, il a été démontré que cette classification est incapable de comprendre le large répertoire phénotypique que macrophages présent dans certains environnements cellulaires5,,6, 7. le consensus actuel est que polarisation macrophage est mieux décrit en utilisant un modèle multidimensionnel pour intégrer des signaux micro-environnementales spécifiques8. Cette conclusion a été confirmée par analyse transcriptomique des macrophages humains montrant que le modèle M1/M2 est inefficace en décrivant les polarisations obtenu9.

L’étude présentée a pour but de fournir un protocole afin d’obtenir les signatures de protéomique de polarisations différentes dans les macrophages humains. Nous décrivons comment différencier les macrophages humains dans des environnements de divers niveaux d’oxygène et d’obtenir des peptides du protéome macrophage ensemble pour effectuer une quantification exempte d’étiquette. Cette quantification permet la comparaison des niveaux d’expression de diverses protéines. Recherche sur les cellules souches a révélé l’importance de l’oxygène comme un paramètre key environmental10, nous cherchons à comprendre comment ce paramètre tissu peut influencer polarisation macrophages chez les humains. La pression partielle d’oxygène a été trouvée à intervalle de 3 à 20 % (de la pression atmosphérique totale) dans le corps humain, où 20 % correspond à peu près à ce qui est couramment utilisé dans un incubateur de culture cellulaire (la valeur exacte est d’environ 18,6 % tout en prenant la présence d’eau en compte).

Travaux antérieurs ont montré qu’alvéolaire diffèrent des macrophages interstitielles de fonctionnelles et morphologique point de vues11 et que ces différences sont probablement partiellement en raison des niveaux d’oxygène différents auxquels ils sont exposés12. En outre, les dérivés de la moelle osseuse montrent une capacité accrue de phagocyter les bactéries lorsqu’ils sont exposés à un environnement de faible teneur en oxygène12. L’effet inverse a été trouvé pour les macrophages humains dissociés THP113, mais ces résultats appuient l’idée que l’oxygène est un organisme de réglementation de la biologie du macrophage et qu’il est nécessaire de préciser ce rôle au niveau moléculaire dans les macrophages humains. Dans une étude précédente, nous avons appliqué une approche protéomique pour résoudre ces problèmes. En mesurant les niveaux d’expression pour des milliers de protéines en même temps, nous avons mis en évidence l’impact de l’oxygène sur la polarisation ainsi qu’une liste de nouveaux marqueurs moléculaires. Nous avons également pu faire le lien entre ces résultats à certaines fonctions de macrophages. Notamment, nous avons constaté que le taux de la phagocytose des cellules apoptotiques a augmenté dans les macrophages IL4/IL13-polarisé, qui était liée à la stimulation de l’expression de ALOX15 tel que révélé par l’ analyse de protéomique14. Dans la présente étude, nous décrivons comment effectuer une telle analyse.

Protocol

Des échantillons de sang humain (LRSC) provenant de donneurs sains, dépersonnalisées proviennent de l’EFS (Français National Blood Service) dans le cadre d’un protocole autorisé (CODECOH DC-2018-3114). Donateurs ont donné le consentement signé pour l’utilisation du sang. 1. médias et préparation du tampon Préparer le milieu de macrophage [RPMI glutamax + 10 mM HEPES + 1 x non essentiels des acides aminés (NEAA)] et elle chauffé à 37 ° C. Préparer le mil…

Representative Results

À partir de cellules mononucléaires du sang périphérique (PBMC) obtenus par centrifugation différentielle, le protocole permet l’obtention d’une population de CD14+ monocytes avec une pureté mises en recouvrement de plus de 98 % par cytométrie en flux (Figure 1). Ces monocytes sont différencient secondairement vers diverses polarisations (Figure 2). Quand un fractionnement sur gel est choisi, la migration s…

Discussion

Parce que la protéomique est un outil puissant pour étudier l’expression des différentes protéines d’une cellule entière ou compartiments subcellulaires, optimisation du protocole de la lyse cellulaire et la digestion des protéines a été traitées par un certain nombre d’études. Il y a trois grandes classes de méthodes, qui incluent la digestion en gel (digestion des protéines en gel de polyacrylamide matrice)17, digestion en solution18 et filtre assistée …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

AM est financé par le programme Leader du groupe Young (ATIP/Avenir Inserm-CNRS), de la Ligue Nationale contre le Cancer et la Fondation ARC versez la recherche sur le Cancer. Nous remercions Mariette Matondo de la spectrométrie de masse pour plateforme de biologie (UTECHS MSBIO, Institut Pasteur, Paris). Nous remercions Lauren Anderson pour sa lecture du manuscrit.

Materials

Hypoxia Working Station Oxford Optronix Hypoxylab
C6 Flow cytometer BD Accuri C6
Urea Agilent Technologies 5188-6435
Formic acid (FA) ARISTAR 450122M
R-250 Coomassie blue Biorad 1,610,436
Lipopolysaccharide, E.Coli (LPS) Calbiochem 437627
2D clean-up kit GE Healthcare 80-6484-51
RPMI 1640 medium, glutamax supplement Gibco 61870044
HEPES 1 M Gibco 15630-080
MEM Non-Essential Amino Acids (NEAA) Solution 100X Gibco 11140-035
Phosphate Buffered Saline (PBS) 1X Gibco 14190-094
Harvard Apparatus column Reverse C18 micro spin column Harvard Apparatus 74-4601
EDTA 0.5 M, pH 8.0 Invitrogen AM9260G
NuPAGE Bis-Tris 4-12% Life Technologies SAS NP0321 BOX
CD14 Microbeads human Miltenyi Biotec 130-050-201
MACS separation column LS Miltenyi Biotec 130-042-401
Macrophage colony-stimulating factor (M-CSF) Miltenyi Biotec 130-096-485
Interleukin 4 (IL4) Miltenyi Biotec 130-093-917
Interleukin 13 (IL13) Miltenyi Biotec 130-112-410
Interferon gamma (INFγ) Miltenyi Biotec 130-096-482
CD14-FITC (clone TÜK4) Miltenyi Biotec 130-080-701
MACSmix Tube Rotator Miltenyi Biotec 130-090-753
Trifluoroacetic Acid (TFA) Pierce 28904
Trypsin/Lys-C Mix PROMEGA V5073
Complete Mini, EDTA-free Protease Inhibitor cocktail Roche 11836170001
Density Gradient Solution (Histopaque 1077) Sigma Aldrich 10771-100ML
Accumax Sigma Aldrich A7089-100ML
Human Serum from human male AB plasma (SAB) Sigma Aldrich H4522-100ML
Bovine Serum Albumin (BSA) solution 30% Sigma Aldrich A9576-50ML
Trisma-base Sigma Aldrich T1503
Glycerol Sigma Aldrich 49767
β-Mercaptoethanol Sigma Aldrich M3148
Bromophenol blue Sigma Aldrich 114405
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) 20% Sigma Aldrich 5030
Ammonium bicarbonate Sigma Aldrich 9830
Acetonitrile Sigma Aldrich 34888
Dithiothreitol Sigma Aldrich 43819
Iodoacetamide Sigma Aldrich 57670
Thiourea Sigma Aldrich T8656
CHAPS Sigma Aldrich C9426
Micro BCA Assay Kit ThermoFisher 23235
5 mL sterile plastic pipette VWR 612-1685
Thermomixer C Eppendorf VWR 460-0223
Sep-Pak tC18 reverse phase cartridges, 100 mg Waters WAT036820

References

  1. Okabe, Y., Medzhitov, R. Tissue biology perspective on macrophages. Nature Immunology. 17 (1), 9-17 (2016).
  2. Sica, A., Mantovani, A. Macrophage plasticity and polarization: in vivo veritas. The Journal of Clinical Investigation. 122 (3), 787-795 (2012).
  3. Murray, P. J. Macrophage Polarization. Annual Review of Physiology. 79, 541-566 (2017).
  4. Chinetti-Gbaguidi, G., Staels, B. Macrophage polarization in metabolic disorders: functions and regulation. Current Opinion in Lipidology. 22 (5), 365-372 (2011).
  5. Chow, A., Brown, B. D., Merad, M. Studying the mononuclear phagocyte system in the molecular age. Nature Reviews Immunology. 11 (11), 788-798 (2011).
  6. Mosser, D. M., Edwards, J. P. Exploring the full spectrum of macrophage activation. Nature Reviews Immunology. 8 (12), 958-969 (2008).
  7. Murray, P. J., Wynn, T. A. Protective and pathogenic functions of macrophage subsets. Nature Reviews Immunology. 11 (11), 723-737 (2011).
  8. Ginhoux, F., Schultze, J. L., Murray, P. J., Ochando, J., Biswas, S. K. New insights into the multidimensional concept of macrophage ontogeny, activation and function. Nature Immunology. 17 (1), 34-40 (2016).
  9. Xue, J., et al. Transcriptome-based network analysis reveals a spectrum model of human macrophage activation. Immunity. 40 (2), 274-288 (2014).
  10. Csete, M. Oxygen in the cultivation of stem cells. Annals of the New York Academy of Sciences. 1049, 1-8 (2005).
  11. Johansson, A., et al. Functional, morphological, and phenotypical differences between rat alveolar and interstitial macrophages. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 16 (5), 582-588 (1997).
  12. Pfau, J. C., Schneider, J. C., Archer, A. J., Sentissi, J., Leyva, F. J., Cramton, J. Environmental oxygen tension affects phenotype in cultured bone marrow-derived macrophages. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 286 (2), L354-L362 (2004).
  13. Grodzki, A. C. G., Giulivi, C., Lein, P. J. Oxygen tension modulates differentiation and primary macrophage functions in the human monocytic THP-1 cell line. PLoS One. 8 (1), e54926 (2013).
  14. Court, M., Petre, G., Atifi, M. E., Millet, A. Proteomic Signature Reveals Modulation of Human Macrophage Polarization and Functions Under Differing Environmental Oxygen Conditions. Molecular & Cellular Proteomics. 16 (12), 2153-2168 (2017).
  15. Cox, J., et al. Accurate proteome-wide label-free quantification by delayed normalization and maximal peptide ratio extraction, termed MaxLFQ. Molecular & Cellular Proteomics. 13 (9), 2513-2526 (2014).
  16. Cox, J., Neuhauser, N., Michalski, A., Scheltema, R. A., Olsen, J. V., Mann, M. Andromeda: a peptide search engine integrated into the MaxQuant environment. Journal of Proteome Research. 10 (4), 1794-1805 (2011).
  17. Shevchenko, A., Tomas, H., Havlis, J., Olsen, J. V., Mann, M. In-gel digestion for mass spectrometric characterization of proteins and proteomes. Nature Protocols. 1 (6), 2856-2860 (2006).
  18. Court, M., et al. Toward a standardized urine proteome analysis methodology. Proteomics. 11 (6), 1160-1171 (2011).
  19. Wiśniewski, J. R., Zougman, A., Nagaraj, N., Mann, M. Universal sample preparation method for proteome analysis. Nature Methods. 6 (5), 359-362 (2009).
  20. Liebler, D. C., Ham, A. -. J. L. Spin filter-based sample preparation for shotgun proteomics. Nature Methods. 6 (11), 785-786 (2009).
  21. Hubner, N. C., Ren, S., Mann, M. Peptide separation with immobilized pI strips is an attractive alternative to in-gel protein digestion for proteome analysis. Proteomics. 8 (23-24), 4862-4872 (2008).
  22. Park, J., et al. Informed-Proteomics: open-source software package for top-down proteomics. Nature Methods. 14 (9), 909-914 (2017).
  23. Richter, A., Sanford, K. K., Evans, V. J. Influence of oxygen and culture media on plating efficiency of some mammalian tissue cells. Journal of the National Cancer Institute. 49 (6), 1705-1712 (1972).
  24. Packer, L., Fuehr, K. Low oxygen concentration extends the lifespan of cultured human diploid cells. Nature. 267 (5610), 423-425 (1977).
  25. Lengner, C. J., et al. Derivation of pre-X inactivation human embryonic stem cells under physiological oxygen concentrations. Cell. 141 (5), 872-883 (2010).
  26. Sidoli, S., Kulej, K., Garcia, B. A. Why proteomics is not the new genomics and the future of mass spectrometry in cell biology. Journal of Cell Biology. 216 (1), 21-24 (2017).

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Cite This Article
Court, M., Malier, M., Millet, A. Proteomic Analysis of Human Macrophage Polarization Under a Low Oxygen Environment. J. Vis. Exp. (143), e58727, doi:10.3791/58727 (2019).

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