Summary

Isolando e incorporando luce-raccolta di antenne da diatomea Cyclotella Meneghiniana in liposomi con i lipidi Thylakoid

Published: August 28, 2018
doi:

Summary

Qui, presentiamo un protocollo per isolare le proteine che legano fucoxantina clorofilla a/c (FCP) da diatomee e incorporarli nei liposomi con composizioni lipidiche naturali per studiare il trasferimento di energia di eccitazione su cambiamenti della composizione dello ione.

Abstract

Le prestazioni fotosintetiche delle piante, alghe e diatomee dipendono fortemente la regolazione veloce ed efficiente di raccolta luce ed energia dei processi di trasferimento nella membrana tilacoide dei cloroplasti. Trasferimento efficiente alla reazione fotosintetica centri anche per quanto riguarda foto-protezione dalla luce eccessiva e la luce raccolta dell’antenna di diatomee, le cosiddette proteine di legame di fucoxantina clorofilla a/c (FCP), sono necessari per l’assorbimento della luce. Il passaggio tra queste due funzioni è una questione di vecchia data di ricerca. Molti di questi studi sono stati effettuati con FCP in micelle detergente. Per gli studi di interazione, i detergenti sono stati rimossi, che ha condotto ad un’aggregazione aspecifica dei complessi FCP. In questo approccio, è difficile distinguere tra manufatti e fisiologicamente rilevanti dati. Quindi, più preziose informazioni sulla FCP e altra luce di membrana associata complessi di raccolta possono essere ottenuti dallo studio di interazioni proteina-proteina, il trasferimento di energia e altre caratteristiche spettroscopiche se sono incorporati nel loro ambiente nativo del lipido. Il vantaggio principale è che i liposomi hanno una dimensione definita e un rapporto definito dei lipidi/proteine mediante il quale viene controllata nella misura di FCP clustering. Ulteriormente, i cambiamenti della composizione ionica e pH che regolano la luce raccolta in vivo facilmente possono essere simulati. In confronto la membrana tilacoide, i liposomi sono più omogeneo e meno complessa, che lo rende più facile ottenere e comprendere dati spettroscopici. Il protocollo descrive la procedura di FCP isolamento e purificazione, preparazione dei liposomi e incorporazione di FCP in liposomi con composizione lipidica naturale. Risultati da un’applicazione tipica sono data e discusse.

Introduction

Gli organismi fotosintetici come le diatomee devono affrontare condizioni di luce mutevoli e rispondere con meccanismi sofisticati di acclimatazione che sostengono ad alta efficienza fotosintetica e proteggono da danno foto-ossidativo causato dalla luce eccessiva. Un importante processo di luce-protettivo negli eucarioti fotosintetici è l’alta energia tempra (qE) di luce assorbita che si presenta come il principale contributo per la tempra non fotochimica (NPQ) sotto condizioni di luce lo stress1,2 ,3. Il luce complessi antenna raccolta (LHC) sono coinvolti nella regolazione delle vie di trasferimento di energia di eccitazione. In risposta a luce alta indotta basso pH nel lume cloroplasto, gli interruttori del sistema antenna dalla luce raccolta allo stato dissetante. Questo stato che tende a dissipare energia protegge fotosistema (PS) e altri complessi nella membrana tilacoide da foto-ossidazione. Negli eucarioti fotosintetici, la qE solitamente è indotta da due fattori1,2,3. Un fattore è la luce specializzata raccolta della proteina che risponde al basso pH. La proteina PsbS induce il qE in più piante4. LhcSRs5, modulata da attività PsbS, indurre il qE alghe verdi6. Le diatomee possiedono proteine Lhcx-like che strutturalmente correlata alla LHCSRs7,8,9,10.

Il secondo fattore di qE è il ciclo della xantofilla dove i carotenoidi dell’antenna sono convertiti in un formato di foto-protettivo dal de-epossidazione e ripristinati da epossidazione. Nelle piante e alghe verdi, violaxantina viene convertito in zeaxantina. A diatomee, diadinoxanthin viene convertito in diatoxanthin, che quindi correla con il grado di NPQ11. La luce della diatomea raccolta antenna possiede alcune peculiarità, anche se è evolutiva legate alla pianta e LHCs d’alghe. L’interruttore da luce raccolta foto-protezione è estremamente veloce e la capacità NPQ è superiore rispetto a piante12. Questo potrebbe essere una ragione perché le diatomee sono molto successo in diverse nicchie ecologiche, in modo che essi sono responsabili fino al 45% della produzione primaria netta oceanico13. Di conseguenza, della diatomea luce sistemi di raccolta sono un interessante oggetto di ricerca di fotosintesi.

Diatomee, come le specie centric Cyclotella meneghiniana, possiedono luce intrinseca thylakoid prende i pigmenti hanno sistemi di raccolta associare – fucoxantina, clorofilla (chl) a e c, quindi FCP. luce raccolta proteine, quali FCPs, sono incorporato nel sistema della membrana tilacoide formati da diversi strati di membrana. Diatomee formano le fasce dei tre tilacoidi. Questo complesso situazione rende difficile per loro studiare a livello molecolare nella membrana tilacoide. Inoltre, molti componenti contribuiscono alla regolazione della luce raccolta (Vedi sopra). Di conseguenza, in molti approcci, i complessi sono stati isolati dalla membrana utilizzando un detergente delicato, come n-dodecil-β-D-maltopyranoside (β-DDM), che solubilizzano la membrana, ma mantenere intatti i complessi FCP. Molti studi spettroscopici sono stati eseguiti utilizzando solubilizzate FCP per indagare intramolecolare energia trasferimento14,15,16,17. Tuttavia, questo approccio ex era limitato poiché il regolamento del trasferimento di energia ha bisogno eccitoniche interazione con altri complessi antenna o fotosistema. Quindi, questi generi di studi non possono essere effettuati con solubilizzate complessi perché l’interazione fra i complessi è perso.

Una caratteristica importante nella regolazione dell’antenna è il “affollamento molecolare” del fotosistema nella membrana tilacoide18e dell’antenna. Precedentemente, è stato realizzato un approccio semplice per simulare questo effetto in vitro. Il detersivo è stato rimosso, che porta all’aggregazione casuale di complessi antenna. Anche se alcuni dati ragionevoli è stati ottenuti da questo approccio17,19, la rimozione del detersivo non riflette la situazione in vivo e presenta alcune limitazioni, poiché i complessi non interagiscono nel loro terziari regolari struttura.

L’uso dei liposomi supera molte delle limitazioni ex. La struttura terziaria è ancora completamente intatta. La membrana del liposoma fornisce un ambiente quasi nativo per i complessi dell’antenna. La membrana separa l’interno del liposoma dall’ambiente esterno. Con questi mezzi, liposomi forniscono due scomparti di reazione per studi di gradienti ionici e pH pure per quanto riguarda i processi di trasporto. Ulteriormente, i parametri del sistema sperimentale possono essere controllati più facilmente per gli studi nella membrana tilacoide. Liposomi già sono stati indicati per essere un ottimo strumento per lo studio di complessi fotosintetici. Degli obiettivi principali in passato era sulla pianta LHC dove l’effetto della composizione lipidica alterato è stato testato su LHC II20. In altri approcci, interazione proteina-proteina tra diversi LHC II sono stati studiati21. Inoltre, alcuni studi in alghe verdi sono stati effettuati che descrivono il clustering spontanea tra LHC22. Considerando l’importanza di diatomee per gli ecosistemi acquatici, relativamente pochi studi sono stati effettuati con complessi antenna di diatomee. Due studi hanno studiato i complessi antenna della centrica Cyclotella meneghiniana, dove il clustering della FCP antenna23 e reattività di FCP a gradienti elettrochimici24 sono stati indicati. Così, i liposomi sono un ottimo strumento per lo studio della diatomea antenne e loro interazione e regolazione in condizioni quasi native. I liposomi sono versatili da molte condizioni come composizione lipidica, liposoma dimensioni, densità di proteina e la fase acquosa circostante può essere controllata. Inoltre, il metodo richiede basse quantità di campioni. Il sistema sperimentale è robusto e altamente riproducibili. La compartimentazione dei liposomi permette lo studio di pH e gradienti ionici, che sono importanti fattori nella regolazione dei complessi antenna.

Qui, descriviamo l’isolamento di complessi antenna FCP da c. meneghiniana e la loro incorporazione in liposomi con composizione lipidica naturale thylakoid. Inoltre, forniamo dati esemplari per la caratterizzazione spettroscopica di FCP solubilizzate e confrontarli con FCP in liposomi. Il metodo riassume conoscenze e protocolli standardizzati ottenuti dai miglioramenti di Gundermann e Büchel 201223, Natali et al 201622e Ahmad e Dietzel 201724.

Figure 1
Figura 1: rappresentazione schematica del flusso di lavoro. (1) fa riferimento al paragrafo 1 che descrive la crescita delle cellule, rottura e tilacoidale isolamento con seguito di FCP separazione su gradienti di densità di saccarosio; M. c.Cyclotella meneghiniana cellule. (2) preparazione della miscela di lipidi naturali thylakoid (MGDG, DGDG e SQDG) descritto nel paragrafo 2 e creazione di micelle lipidiche-detergente con octylglycoside (OG). Una dimensione definita del lipido-micella avviene mediante estrusione utilizzando membrane di un diametro dei pori definiti. FCP e lipido-micelle sono unificate presso un lipide predefinito: rapporto proteine e i detergenti OG e β-DDM vengono rimossi tramite controllata dialisi formando FCP proteoliposomi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Protocol

Nota: Fotosintetici complessi quali FCPs sono altamente vulnerabili alla luce e al calore. Sempre lavorare sul ghiaccio e sotto una luce molto fioca. 1. isolamento di FCP dalle cellule Thylakoid isolamento dalle cellule di c. meneghiniana C. meneghiniana in cinque palloni 500 mL che ciascuno riempito con 300 mL di ASP-medio23,25 e 50 milioni di cellule si sviluppa…

Representative Results

Il protocollo descrive l’isolamento della frazione totale di FCP da Cyclotella meneghiniana e incorporazione in liposomi con composizione lipidica nativa. L’isolamento di thylakoid è altamente riproducibile, ma la resa di thylakoid potrebbe cambiare. Il risultato è accettabile se più del 50% di tutti i pigmenti sono recuperati nel passaggio 1.1.4. Più dell’80% è ottimale. La solubilizzazione dei tilacoidi è un pas…

Discussion

Liposomi FCP con composizione lipidica naturale forniscono uno strumento pratico, semplice e riproducibile per indagare le proprietà spettroscopiche in vitro. L’ambiente del lipido in liposomi FCP ricorda la situazione all’interno della membrana tilacoide, dando luogo a risultati sperimentali che sono più vicini alle condizioni naturali.

Ci sono diversi vantaggi di usando c. meneghiniana come sistema modello per antenna FCP. Si sviluppa relativamente veloce ed è più robus…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo la Rana Adeel Ahmad per assistenza nella purificazione di FCP. Prof. ssa Claudia Büchel è riconosciuto per le utili discussioni e leggere il manoscritto. Questo lavoro è stato supportato da German Research Foundation LD (DI1956-1/1) e la fondazione Humboldt per una borsa di Feodor-Lynen di LD

Materials

500 ml centrifuge vials
high speed centrifuge Heraeus
Bead Mill VI 2 Edmund-Bühler (edmund-buehler.de) newer version: Vibrogen-Zellmühle Vl 6
Silibeads S 400 µm Sigmund-Lindner.com 5223-7
Silibeads S 1,-1,3 mm Sigmund-Lindner.com 4504
VitraPOR filter funnel – por1 ROBU GmbH 21121
polycarbonate ultracentrifuagtion vials (30 mL) for T-865 Beranek Laborgeräte (Laborgeraete-beranek.de) 314348
Ultracentrifuge Discovery 90SE Sorvall n.a.
rotor T 865 ThermoFisher Scientific (thermofisher.com) 51411
Neubauer Cell Counter Chamber (improved) Carl Roth Laborbedarf (Carlroth.com) T729.1
Zeiss Mikroskop Primostar (7) Optik-Pro (optik-pro.de) 51428
optical glass cuvettes (6040-OG) Hellma Analytics (hellma-analytics.com) "6040-10-10"
V-630 UV-VIS Spectrophotometer (incl. software) Jasco (jasco.de) V-630
n-Dodecyl-β-D-Maltopyranoside ANATRACE (anatrace.com) D310LA
Ultra-Clear tubes 17 ml for AH629 Beranek Laborgeräte (Laborgeraete-beranek.de) 344061
rotor AH629-17-mL ThermoFisher Scientific (thermofisher.com) 54285
Membrane concentrator_Centriprep 30 kDa cutoff Millipore (merckmillipore.com) 4307
Biometra Minigel-Twin Analytik Jena AG (analytik-jena.de) 846-010-100
Silver Stain Plus Kit Bio-Rad (bio-rad.com) 1610449
libre office spread sheet The document foundation https://de.libreoffice.org/download/libreoffice-still/
special glass cuvettes for fluorescence (101-0S) Hellma Analytics (hellma-analytics.com) 101-10-20
Spectrofluorometer FP-6500 (incl. Software) Jasco (jasco.de) FP-6500
SDS-loading buffer Roti-Load ROTH (carlroth.com) K929.1
n-octyl β-D-glucopyranoside ANATRACE (anatrace.com) O311
Monogalactosyl Diaclyglycerol (MGDG) Larodan AB (larodan.com) 59-1300 make stock solution in chloroform
Digalactosyl Diacylglycerol (DGDG) Larodan AB (larodan.com) 59-1310 make stock solution in chloroform
Sulphoquinovosyl Diacylglycerol (SQDG) Larodan AB (larodan.com) 59-1230 make stock solution in chloroform
L-alpha-Phosphatidylglycerol (PG) Larodan AB (larodan.com) 37-0150 make stock solution in chloroform
L-α-Phosphatidylcholine Sigma-Aldrich (sigmaaldrich.com) P3782 SIGMA make stock solution in chloroform
sonicator bath S-50TH Sonicor (getmedonline.com SONICOR-S-50TH
mini-Extruder Avanti Polar Lipids (Avanti.com) 610000
Nuleopore polycarbonate membrane Avanti Polar Lipids (Avanti.com) 610005
dialysis membrane Visking 14 kDa cutoff ROTH (carlroth.com) 0653.1 boil in destilled water before use
Biobeads SM2 Adsorbent Biorad (Bio-rad.com) 152-3920
sucrose epichlorhydrin copolymer – Ficoll 400 Sigma-Aldrich (sigmaaldrich.com) F4375
Polycarbonate ultracentrifuagtion vials (2.7 mL) for TFT 80.4 Beranek Laborgeräte (Laborgeraete-beranek.de) 252150
rotor TFT 80.4 Millipore (merckmillipore.com) 54356
material listed in order of appearance
For specific safety instructions please refer to material safety sheets and repective manuals.
Standard lab material and substances are not listed.

References

  1. Eberhard, S., Finazzi, G., Wollman, F. A. The Dynamics of Photosynthesis. Annual Review of Genetics. 42, 463-515 (2008).
  2. Li, Z. R., Wakao, S., Fischer, B. B., Niyogi, K. K. Sensing and Responding to Excess Light. Annual Review of Plant Biology. 60, 239-260 (2009).
  3. Niyogi, K. K., Truong, T. B. Evolution of flexible non-photochemical quenching mechanisms that regulate light harvesting in oxygenic photosynthesis. Current Opinion in Plant Biology. 16 (3), 307-314 (2013).
  4. Li, X. -. P., et al. A pigment-binding protein essential for regulation of photosynthetic light harvesting. Nature. 403 (6768), 391-395 (2000).
  5. Peers, G., et al. An ancient light-harvesting protein is critical for the regulation of algal photosynthesis. Nature. 462 (7272), 518-521 (2009).
  6. Correa-Galvis, V., et al. Photosystem II Subunit PsbS Is Involved in the Induction of LHCSR Protein-dependent Energy Dissipation in Chlamydomonas reinhardtii. The Journal of biological chemistry. 291 (33), 17478-17487 (2016).
  7. Bailleul, B., et al. An atypical member of the light-harvesting complex stress-related protein family modulates diatom responses to light. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18214-18219 (2010).
  8. Taddei, L., et al. Multisignal control of expression of the LHCX protein family in the marine diatom Phaeodactylum tricornutum. Journal of experimental botany. 67 (13), 3939-3951 (2016).
  9. Lepetit, B., et al. The diatom Phaeodactylum tricornutum adjusts nonphotochemical fluorescence quenching capacity in response to dynamic light via fine-tuned Lhcx and xanthophyll cycle pigment synthesis. New Phytologist. 214 (1), 205-218 (2017).
  10. Büchel, C. Evolution and function of light harvesting proteins. Journal of Plant Physiology. 172, 62-75 (2015).
  11. Lavaud, J., Rousseau, B., van Gorkom, H. J., Etienne, A. -. L. Influence of the Diadinoxanthin Pool Size on Photoprotection in the Marine Planktonic Diatom Phaeodactylum tricornutum. Plant Physiology. 129 (3), 1398-1406 (2002).
  12. Ruban, A., et al. The super-excess energy dissipation in diatom algae: comparative analysis with higher plants. Photosynthesis Research. 82 (2), 165-175 (2004).
  13. Mann, D. G. The species concept in diatoms. Phycologia. 38 (6), 437-495 (1999).
  14. Papagiannakis, E., van Stokkum, I. H. M., Fey, H., Büchel, C., van Grondelle, R. Spectroscopic Characterization of the Excitation Energy Transfer in the Fucoxanthin-Chlorophyll Protein of Diatoms. Photosynthesis Research. 86 (1-2), 241-250 (2005).
  15. Premvardhan, L., Robert, B., Beer, A., Büchel, C. Pigment organization in fucoxanthin chlorophyll a/c2 proteins (FCP) based on resonance Raman spectroscgopy and sequence analysis. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1797 (9), 1647-1656 (2010).
  16. Gildenhoff, N., Herz, J., Gundermann, K., Büchel, C., Wachtveitl, J. The excitation energy transfer in the trimeric fucoxanthin-chlorophyll protein from Cyclotella meneghiniana analyzed by polarized transient absorption spectroscopy. Chemical Physics. 373 (1), 104-109 (2010).
  17. Ramanan, C., et al. Exploring the mechanism(s) of energy dissipation in the light harvesting complex of the photosynthetic algae Cyclotella meneghiniana. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1837 (9), 1507-1513 (2014).
  18. Haferkamp, S., Kirchhoff, H. Significance of molecular crowding in grana membranes of higher plants for light harvesting by photosystem II. Photosynthesis Research. 95 (2-3), 129-134 (2008).
  19. Wahadoszamen, M., et al. Stark fluorescence spectroscopy reveals two emitting sites in the dissipative state of FCP antennas. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1837 (1), 193-200 (2014).
  20. Zhou, F., et al. Effect of monogalactosyldiacylglycerol on the interaction between photosystem II core complex and its antenna complexes in liposomes of thylakoid lipids. Photosynthesis Research. 99 (3), 185-193 (2009).
  21. Moya, I., Silvestri, M., Vallon, O., Cinque, G., Bassi, R. Time-resolved fluorescence analysis of the photosystem II antenna proteins in detergent micelles and liposomes. Biochemistry. 40 (42), 12552-12561 (2001).
  22. Natali, A., et al. Light-harvesting Complexes (LHCs) Cluster Spontaneously in Membrane Environment Leading to Shortening of Their Excited State Lifetimes. Journal of Biological Chemistry. 291 (32), 16730-16739 (2016).
  23. Gundermann, K., Büchel, C. Factors determining the fluorescence yield of fucoxanthin-chlorophyll complexes (FCP) involved in non-photochemical quenching in diatoms. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1817 (7), 1044-1052 (2012).
  24. Ahmad, R. A., Dietzel, L. Relaxation of cellular K+ gradients by valinomycin induces diatoxanthin accumulation in Cyclotella meneghiniana cells and alters FCPa fluorescence yield in vitro. Physiologia Plantarum. , 171-180 (2017).
  25. Provasoli, L., McLaughlin, J. J. A., Droop, M. R. The development of artificial media for marine algae. Archiv für Mikrobiologie. 25 (4), 392-428 (1957).
  26. Jeffrey, S., Humphrey, G. New spectrophotometry equations for determining chlorophyll a, chlorophyll b, chlorophyll c-1 and chlorophyll c-2 in higher plants, algae and natural phytoplankton. Biochemie und Physiologie der Pflanzen. 167, 191-194 (1975).
  27. Beer, A., Gundermann, K., Beckmann, J., Büchel, C. Subunit Composition and Pigmentation of Fucoxanthin−Chlorophyll Proteins in Diatoms: Evidence for a Subunit Involved in Diadinoxanthin and Diatoxanthin Binding. Biochemistry. 45 (43), 13046-13053 (2006).
  28. Schägger, H., von Jagow, G. Tricine-sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from 1 to 100 kDa. Analytical Biochemistry. 166 (2), 368-379 (1987).
  29. Büchel, C. Fucoxanthin-Chlorophyll Proteins in Diatoms: 18 and 19 kDa Subunits Assemble into Different Oligomeric States. Biochemistry. 42 (44), 13027-13034 (2003).
  30. Vieler, A., Wilhelm, C., Goss, R., Süß, R., Schiller, J. The lipid composition of the unicellular green alga Chlamydomonas reinhardtii and the diatom Cyclotella meneghiniana investigated by MALDI-TOF MS and TLC. Chemistry and Physics of Lipids. 150 (2), 143-155 (2007).
  31. Gundermann, K., Büchel, C. The fluorescence yield of the trimeric fucoxanthin-chlorophyll-protein FCPa in the diatom Cyclotella meneghiniana is dependent on the amount of bound diatoxanthin. Photosynthesis Research. 95 (2-3), 229-235 (2008).
  32. Miloslavina, Y., et al. Ultrafast fluorescence study on the location and mechanism of non-photochemical quenching in diatoms. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1787 (10), 1189-1197 (2009).
  33. Grouneva, I., Jakob, T., Wilhelm, C., Goss, R. The regulation of xanthophyll cycle activity and of non-photochemical fluorescence quenching by two alternative electron flows in the diatoms Phaeodactylum tricornutum and Cyclotella meneghiniana. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1787 (7), 929-938 (2009).
  34. Chukhutsina, V. U., Büchel, C., van Amerongen, H. Disentangling two non-photochemical quenching processes in Cyclotella meneghiniana by spectrally-resolved picosecond fluorescence at 77 K. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1837 (6), 899-907 (2014).
  35. Ghazaryan, A., Akhtar, P., Garab, G., Lambrev, P. H., Büchel, C. Involvement of the Lhcx protein Fcp6 of the diatom Cyclotella meneghiniana in the macro-organisation and structural flexibility of thylakoid membranes. Biochimica Et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1857 (9), 1373-1379 (2016).
  36. Darley, W. M. Biochemical composition. The biology of diatoms. 13, 198-223 (1977).
  37. Milsman, M. H. W., Schwendner, R. A., Weder, H. G. Preparation of large single bilayer liposomes by a fast and controlled dialysis. Biochimica Et Biophysica Acta. 512 (1), 147-155 (1978).
  38. Zumbuehl, O., Weder, H. G. Liposomes of controllable size in the range of 40 to 180 nm by defined dialysis of lipid-detergent-mixed micelles. Biochimica Et Biophysica Acta. 640 (1), 252-262 (1981).
  39. Verchere, A., Broutin, I., Picard, M. Photo-induced proton gradients for the in vitro investigation of bacterial efflux pumps. Scientific Reports. 2 (306), (2012).
  40. Chevallet, M., Luche, S., Rabilloud, T. Silver staining of proteins in polyacrylamide gels. Nature Protocols. 1 (4), 1852-1858 (2006).

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Cite This Article
Pieper, K., Gundermann, K., Dietzel, L. Isolating and Incorporating Light-Harvesting Antennas from Diatom Cyclotella Meneghiniana in Liposomes with Thylakoid Lipids. J. Vis. Exp. (138), e58017, doi:10.3791/58017 (2018).

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