Summary

アルツハイマー病のマウスモデルにおけるトニックと相性グルタミン酸を測定するための酵素ベースのバイオセンサーを使用して

Published: May 03, 2017
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Summary

ここでは、トニックおよび酵素結合微小電極アレイ(MEA)を使用して、in vivoで相性の細胞外グルタミン酸変化を測定の空間的及び時間的に正確な方法のセットアップ、ソフトウェアナビゲーション、およびデータ分析を記載しています。

Abstract

神経伝達物質の破壊は、アルツハイマー病、パーキンソン病、うつ病、および不安の根底にある病理学において役割を果たし、多くの場合、中枢神経系(CNS)の疾患の重要な要素です。伝統的に、微小透析は、これらの疾患で発生する神経伝達物質の変化を調べるための最も一般的な(賞賛)技術となっています。微小透析は、組織の広い領域にわたる遅い1-20微細な変化を測定する能力を持っているので、しかし、それは潜在的に脳と低速サンプリング機能内の固有の接続を破壊し、侵襲性の欠点を持っています。比較的新しい技術は、微小電極アレイ(MEA)は、彼らが起こるように、空間的および時間的に正確なアプローチを行う、別個の脳領域内の特定の神経伝達物質の変化を測定するための多くの利点を有しています。また、MEAのを使用して、インビボでの神経伝達物質の変化の測定を可能にする、低侵襲性です。私たちの研究室では、我々ヘクタールアルツハイマー病の病理学に関連する神経伝達物質の変化、グルタミン酸、中に特に興味を持ってきまし。そのため、ここで説明する方法は、アルツハイマー病のトランスジェニックマウスモデルにおいて、グルタミン酸の潜在的な海馬の中断を評価するために使用されてきました。簡潔には、使用される方法は、対象の神経伝達物質のための非常に選択的な酵素によるマルチサイト微小電極を被覆し、バックグラウンドノイズと干渉を減算する自己参照サイトを使用することを含みます。めっき及び較正後、MEAは、マイクロピペットを用いて構築することができ、定位装置を用いて、関心のある脳領域に低下しました。ここで、この方法は、RTG(TauP301L)4510匹のマウスを麻酔し、正確海馬のサブ領域(DG、CA1およびCA3)を標的とするために、定位装置を使用することを含む説明しました。

Introduction

脳内の神経伝達物質の変化を測定することは、多くの場合、神経伝達物質調節不全によって特徴付けられる中枢神経系(CNS)の疾患を研究する神経科学のための不可欠なツールです。高圧液体クロマトグラフィー(HPLC / EC)と組み合わせた微小透析は、細胞外神経伝達物質レベルの変化1、2、3、4測定するために最も広く使用される方法であったが、微小透析プローブの空間的及び時間的分解能は神経伝達物質のために理想的ではないかもしれませんこのようなしっかり外空間5,6に調節されるグルタミン酸塩、など。なぜなら遺伝学および画像化における最近の進歩により、 生体内でグルタミン酸をマッピングするために使用することができる追加の方法があります。遺伝的にコードされたグルタミン酸蛍光レポーターを用いて(iGluSnFR)AND二光子イメージング、研究者らは、in vitroおよびin vivo 7、8、9 両方のニューロン及び星状細胞によってグルタミン酸放出を可視化することができます注目すべきは、これはより広い視野からの録音を可能にし、脳の固有の接続が中断されることはありません。これらの新しい光学技術は、グルタミン酸動態および感覚誘発反応と神経活動の測定の可視化を可能にするが、それらは個別の脳領域における細胞外空間にグルタミン酸の量を定量化する能力を欠いています。

別の方法は、選択的に自己参照記録方式の使用を介して、例えば、グルタミン酸などの細胞外神経伝達物質レベルを、測定することができる酵素結合微小電極アレイ(MEA)です。 MEA技術は、外傷性脳以下の細胞外グルタミン酸の変化を研究するために使用されてきました損傷10、11、12、13、14、老化 、ストレス15、16、癲癇17、18、アルツハイマー病19、20、及びウイルス模倣21の注入および微小透析に固有の空間的および時間的な制限を超える改善を示します。微小透析は、シナプス22、23の近くに測定する能力を制限し、一方、MEAがシナプス24、25近くの細胞外グルタミン酸スピルオーバーの選択的測定を可能にする高い空間分解能を有しています。第二に、マイクロダイアリシスの低い時間分解能(1 – 20分)を調査する能力を制限します第二の範囲26にミリ秒で発生したグルタミン酸放出およびクリアランスの速いダイナミクス。グルタミン酸のリリースやクリアランスの違いは強壮剤の対策では明らかではないかもしれないので、グルタミン酸レベルを休んで、グルタミン酸放出およびクリアランスを直接測定することが不可欠かもしれません。 MEAは、その高い時間分解能(2ヘルツ)及び検出の下限(<1μM)にこのような対策を可能にします。第三に、MEAのは、ラットまたはマウスの海馬のような特定の脳領域内の神経伝達物質で小地域変動の検査を可能にします。例えば、細胞外グルタミン酸で小地域の違いを調べるために、我々は別々に歯状回(DG)、trisynaptic回路27を介して接続され、海馬のアンモン角3(CA3)およびアンモン角1(CA1)を標的とすることができるのMEAを使用。移植28 <によって引き起こさ- (4mmの長さ1)及び損傷ため微小透析プローブのサイズの/ SUP>、29、小地域の違いが対処するのは困難です。また、光学系は、小地域刺激7を許可しないようなウィスカ刺激または光のちらつきなどの外部刺激を介して刺激を可能にします。他の方法に比べてのMEAの最終利益は、彼らの外因性および内因性の接続を中断することなく、生体内でこれらの小領域を研究する能力です。

ここでは、セラミックベースのマルチサイト微小電極からなる膜電極アッセンブリと組み合わせて、どのように記録システム( 例えば 、FAST16mkIII)記述、示差検体信号から検出して除去する干渉物質を可能にするために、記録部位に塗布することができます。我々は、これらのアレイは、麻酔RTG(TauP301L)4510匹のマウスのDG、CA3およびCA1海馬の小領域内のin vivoグルタミン酸調節、一般的に使用されるM個の電流測定に基づく研究のために使用することができ、また性を実証しますアルツハイマー病のウーズモデル。また、我々はリルゾールでマウスを処理することによりグルタミン酸放出およびクリアランスの速いダイナミクスへのMEAシステムの感度の確認を提供し、in vitroで示された薬物は、グルタミン酸放出を減少させ、グルタミン酸の取り込み30、31、32、33高めるために、そして、TauP301Lマウスモデルにおけるin vivoでのこれらのそれぞれの変化を実証します。

Protocol

1.酵素で微小電極アレイまたはマトリックス層をコーティング タンパク質マトリックス溶液を準備します ウシ血清アルブミン(BSA)10mgを秤量し、1.5mLのマイクロ遠心チューブに移します。 BSAを含むマイクロチューブにDI水の985μLを追加します。 (再ピペットBSAが溶解するまで1,000μLピペット〜3回使用して)手動撹拌によって溶液を混合します。 注:液…

Representative Results

この技術は、このような外傷性脳損傷、加齢、ストレス、およびてんかんなどの動物モデル、多くの種類のシグナリンググルタミン酸の変化を測定するために使用することができますが、ここでは、MEAの技術は、トランスジェニックマウスモデルにおけるグルタミン酸作動性の変化を調べるために使用することができる方法を示し人間タウオパチー<s…

Discussion

MEA技術は、in vitroおよびin vivoで神経伝達物質の放出と吸収の速い反応速度を測定することができますしたがって、この技術は強壮、神経伝達物質のレベルを含むデータ出力、誘発神経伝達物質の放出、および神経伝達物質のクリアランスのさまざまなを生成します。 MEAの使用は、比較的複雑な手順であるため、しかし、成功した使用に最適化される必?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

(; U54GM104942 MNR)、NIA(MNR; R15AG045812)、アルツハイマー病協会(MNR; NIRG-12から242187)、WVU学部研究上院グラント(MNR)、およびWVU PSCORグラントこの作品は、国立総合医科学研究所によってサポートされていました(MNR)。

Materials

FAST-16mkIII-8 channel Quanteon 16mkIII
Microelectrode arrays CenMet W4 or 8-TRK
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma-Aldrich A-3059 10 g (expires after 1 month)
Glutaraldehyde Sigma-Aldrich G-6257 100 mL (expires after 6 months)
Glutamate Oxidase US Biological or Sigma Aldrich G4001-01 or 100646 50 UI (expires after 6 months)
Hamilton Syringes Hamilton #701 2 syringes
Methanol BDH UN1230 4 L
m-Phenylenediamine dihydrochloride (mPD) ACROS Organics 1330560250 25 g
Reference Electrodes (RE-5B) BAS MF-2079 3 electrodes
Magnetic stir plate Cole-parmer EW-04804-01 Can purchase from different supplier
Glutamate Sigma-Aldrich G-1626 100 g
Ascorbic Acid TCI 50-81-7 500 g
Dopamine Hydrochloride Alfa Aesar 62-31-7 5 g
Perchloric acid VWR UN2920 500 mL
Postassium chloride VWR 7447-40-7 1 kg
Sodium chloride VWR 7647-40-7 1 kg
Calcium Chloride MP 153502 100 g
Sodium Hydroxide BDH 1310732 500 g
Glass pressure ejection pipettes CenMet
Sticky wax Kerrlab 625 Can purchase from different supplier
Microsyringe World Precision Instruments MF28G-5
Modeling clay WalMart Can purchase from different supplier
Picospritzer III Parker
Silver wire AM systems 782000
Hydrochloric acid BDH 7647010 2.5 L
Platinum wire AM Systems 778000
Solder gun Lowes or Home Depot Can purchase from different supplier
Multimeter WalMart Can purchase from different supplier
PhysioSuite Kent Scientific Can purchase from different supplier
SomnoSuite Kent Scientific Can purchase from different supplier
Stereotaxic device Stoelting Can purchase from different supplier
Digital Lab Standard Stoelting Can purchase from different supplier
Meiji EMZ microscope Meiji EMZ-5
Drill Dremel Micro
Metricide Metrex 102800
Scalpel VWR Can purchase from different supplier
Surgery scissors VWR Can purchase from different supplier
Sterile cotton swabs Puritan 25806 Can purchase from different supplier
Eye ointment Puralube Vet Ointment Obtain from the vet
Iodine swabs VWR S48050 Can purchase from different supplier
Alcohol swabs Local drug store Can purchase from different supplier
Sterile surgery drape Dynarex 4410 Can purchase from different supplier
Sterile saline Teknova S5815 Can make own soltuion using filters
Hydrogen Peroxide (3%) Local drug store Can purchase from different supplier
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References

  1. Bito, L., Davson, H., Levin, E., Murray, M., Snider, N. The concentrations of free amino acids and other electrolytes in cerebrospinal fluid, in vivo dialysate of brain, and blood plasma of the dog. J Neurochem. 13 (11), 1057-1067 (1966).
  2. Cavus, I., et al. Extracellular metabolites in the cortex and hippocampus of epileptic patients. Ann Neurol. 57 (2), 226-235 (2005).
  3. Montgomery, A. J., Lingford-Hughes, A. R., Egerton, A., Nutt, D. J., Grasby, P. M. The effect of nicotine on striatal dopamine release in man: A [11C]raclopride PET study. Synapse. 61 (8), 637-645 (2007).
  4. Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S. Overview of brain microdialysis. Curr Protoc Neurosci. , (2009).
  5. Hu, S., Sheng, W. S., Ehrlich, L. C., Peterson, P. K., Chao, C. C. Cytokine effects on glutamate uptake by human astrocytes. Neuroimmunomodulation. 7 (3), 153-159 (2000).
  6. He, X., et al. The association between CCL2 polymorphisms and drug-resistant epilepsy in Chinese children. Epileptic Disord. 15 (3), 272-277 (2013).
  7. Xie, Y., et al. Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR. J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).
  8. Marvin, J. S., et al. An optimized fluorescent probe for visualizing glutamate neurotransmission. Nat Methods. 10 (2), 162-170 (2013).
  9. Hefendehl, J. K., et al. Mapping synaptic glutamate transporter dysfunction in vivo to regions surrounding Abeta plaques by iGluSnFR two-photon imaging. Nat Commun. 7, 13441 (2016).
  10. Hinzman, J. M., Thomas, T. C., Quintero, J. E., Gerhardt, G. A., Lifshitz, J. Disruptions in the regulation of extracellular glutamate by neurons and glia in the rat striatum two days after diffuse brain injury. J Neurotrauma. 29 (6), 1197-1208 (2012).
  11. Thomas, T. C., Hinzman, J. M., Gerhardt, G. A., Lifshitz, J. Hypersensitive glutamate signaling correlates with the development of late-onset behavioral morbidity in diffuse brain-injured circuitry. J Neurotrauma. 29 (2), 187-200 (2011).
  12. Hinzman, J. M., et al. Diffuse brain injury elevates tonic glutamate levels and potassium-evoked glutamate release in discrete brain regions at two days post-injury: an enzyme-based microelectrode array study. J Neurotrauma. 27 (5), 889-899 (2010).
  13. Stephens, M. L., Quintero, J. E., Pomerleau, F., Huettl, P., Gerhardt, G. A. Age-related changes in glutamate release in the CA3 and dentate gyrus of the rat hippocampus. Neurobiol Aging. 32 (5), 811-820 (2009).
  14. Nickell, J., Salvatore, M. F., Pomerleau, F., Apparsundaram, S., Gerhardt, G. A. Reduced plasma membrane surface expression of GLAST mediates decreased glutamate regulation in the aged striatum. Neurobiol Aging. 28 (11), 1737-1748 (2006).
  15. Hascup, E. R., et al. An allosteric modulator of metabotropic glutamate receptors (mGluR(2) ) (+)-TFMPIP, inhibits restraint stress-induced phasic glutamate release in rat prefrontal cortex. J Neurochem. 122 (2), 619-627 (2012).
  16. Rutherford, E. C., Pomerleau, F., Huettl, P., Stromberg, I., Gerhardt, G. A. Chronic second-by-second measures of L-glutamate in the central nervous system of freely moving rats. J Neurochem. 102 (3), 712-722 (2007).
  17. Matveeva, E. A., et al. Reduction of vesicle-associated membrane protein 2 expression leads to a kindling-resistant phenotype in a murine model of epilepsy. Neuroscience. 202, 77-86 (2011).
  18. Matveeva, E. A., et al. Kindling-induced asymmetric accumulation of hippocampal 7S SNARE complexes correlates with enhanced glutamate release. Epilepsia. 53 (1), 157-167 (2012).
  19. Hunsberger, H. C., Rudy, C. C., Batten, S. R., Gerhardt, G. A., Reed, M. N. P301L tau expression affects glutamate release and clearance in the hippocampal trisynaptic pathway. J Neurochem. 132 (2), 169-182 (2015).
  20. Hunsberger, H. C., et al. Riluzole rescues glutamate alterations, cognitive deficits, and tau pathology associated with P301L tau expression. J Neurochem. 135 (2), 381-394 (2015).
  21. Hunsberger, H. C., et al. Peripherally restricted viral challenge elevates extracellular glutamate and enhances synaptic transmission in the hippocampus. J Neurochem. , (2016).
  22. Obrenovitch, T. P., Urenjak, J., Zilkha, E., Jay, T. M. Excitotoxicity in neurological disorders–the glutamate paradox. Int J Dev Neurosci. 18 (2-3), 281-287 (2000).
  23. Hillered, L., Vespa, P. M., Hovda, D. A. Translational neurochemical research in acute human brain injury: the current status and potential future for cerebral microdialysis. J Neurotrauma. 22 (1), 3-41 (2005).
  24. Burmeister, J. J., Gerhardt, G. A. Self-referencing ceramic-based multisite microelectrodes for the detection and elimination of interferences from the measurement of L-glutamate and other analytes. Anal Chem. 73 (5), 1037-1042 (2001).
  25. Burmeister, J. J., et al. Improved ceramic-based multisite microelectrode for rapid measurements of L-glutamate in the CNS. J Neurosci Methods. 119 (2), 163-171 (2002).
  26. Diamond, J. S. Deriving the glutamate clearance time course from transporter currents in CA1 hippocampal astrocytes: transmitter uptake gets faster during development. J Neurosci. 25 (11), 2906-2916 (2005).
  27. Greene, J. G., Borges, K., Dingledine, R. Quantitative transcriptional neuroanatomy of the rat hippocampus: evidence for wide-ranging, pathway-specific heterogeneity among three principal cell layers. Hippocampus. 19 (3), 253-264 (2009).
  28. Borland, L. M., Shi, G., Yang, H., Michael, A. C. Voltammetric study of extracellular dopamine near microdialysis probes acutely implanted in the striatum of the anesthetized rat. J Neurosci Methods. 146 (2), 149-158 (2005).
  29. Jaquins-Gerstl, A., Michael, A. C. Comparison of the brain penetration injury associated with microdialysis and voltammetry. J Neurosci Methods. 183 (2), 127-135 (2009).
  30. Azbill, R. D., Mu, X., Springer, J. E. Riluzole increases high-affinity glutamate uptake in rat spinal cord synaptosomes. Brain Res. 871 (2), 175-180 (2000).
  31. Gourley, S. L., Espitia, J. W., Sanacora, G., Taylor, J. R. Antidepressant-like properties of oral riluzole and utility of incentive disengagement models of depression in mice. Psychopharmacology (Berl). 219 (3), 805-814 (2011).
  32. Frizzo, M. E., Dall’Onder, L. P., Dalcin, K. B., Souza, D. O. Riluzole enhances glutamate uptake in rat astrocyte cultures). Cell Mol Neurobiol. 24 (1), 123-128 (2004).
  33. Fumagalli, E., Funicello, M., Rauen, T., Gobbi, M., Mennini, T. Riluzole enhances the activity of glutamate transporters GLAST, GLT1 and EAAC1. Eur J Pharmacol. 578 (2-3), 171-176 (2008).
  34. Day, B. K., Pomerleau, F., Burmeister, J. J., Huettl, P., Gerhardt, G. A. Microelectrode array studies of basal and potassium-evoked release of L-glutamate in the anesthetized rat brain. J Neurochem. 96 (6), 1626-1635 (2006).
  35. Kane, R. L., Martinez-Lopez, I., DeJoseph, M. R., Vina, J. R., Hawkins, R. A. Na(+)-dependent glutamate transporters EAAT1, EAAT2, and EAAT3) of the blood-brain barrier. J Biol Chem. 274 (45), 31891-31895 (1999).
  36. Ramsden, M., et al. Age-dependent neurofibrillary tangle formation, neuron loss, and memory impairment in a mouse model of human tauopathy (P301L). J Neurosci. 25 (46), 10637-10647 (2005).
  37. Oddo, S., et al. Triple-transgenic model of Alzheimer’s disease with plaques and tangles: intracellular Abeta and synaptic dysfunction. Neuron. 39 (3), 409-421 (2003).
  38. Zang, D. W., et al. Magnetic resonance imaging reveals neuronal degeneration in the brainstem of the superoxide dismutase 1 transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Eur J Neurosci. 20 (7), 1745-1751 (2004).

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Hunsberger, H. C., Setti, S. E., Heslin, R. T., Quintero, J. E., Gerhardt, G. A., Reed, M. N. Using Enzyme-based Biosensors to Measure Tonic and Phasic Glutamate in Alzheimer’s Mouse Models. J. Vis. Exp. (123), e55418, doi:10.3791/55418 (2017).

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