Ex-Vivo perfusão pulmonar (PPEV) tem permitido o transplante de pulmão em seres humanos para se tornar mais facilmente disponível, permitindo que a capacidade de avaliar órgãos e expandir o grupo de dadores. Aqui, descrevemos o desenvolvimento de um programa PPEV rato e aperfeiçoamentos que permitem um modelo reprodutível para expansão futura.
O número de pulmões doados aceitáveis disponíveis para transplante de pulmão é bastante limitada devido à má qualidade. Ex-Vivo perfusão pulmonar (PPEV) tem permitido o transplante de pulmão em seres humanos para se tornar mais facilmente disponível, permitindo que a capacidade de avaliar órgãos e expandir o grupo de dadores. Uma vez que esta tecnologia melhora e expande, a capacidade de avaliar potencialmente e melhorar a qualidade dos pulmões desclassificados antes do transplante é uma necessidade crítica. Para avaliar mais rigorosamente estas abordagens, um modelo animal reprodutível precisa ser estabelecido que iria permitir o teste de técnicas aperfeiçoadas e gestão dos pulmões doados, bem como para o receptor de transplante de pulmão. Além disso, num modelo animal PPEV de patologias associadas, por exemplo, lesão pulmonar induzida ventilação (VILI), iria proporcionar um novo método para avaliar os tratamentos para estas patologias. Aqui, descrevemos o desenvolvimento de um programa de pulmão PPEV rato e refinamentos para esta meTHOD que permitem um modelo reprodutível para expansão futura. Nós também descrevem a aplicação deste sistema PPEV para modelar VILI em pulmões de ratos. O objetivo é proporcionar a comunidade de pesquisa com as principais informações e "pérolas de sabedoria" / técnicas que surgiram a partir de tentativa e erro e são fundamentais para a criação de um sistema PPEV, que é robusta e reproduzível.
Relevância Clínica
Atualmente, existe uma escassez de pulmões disponíveis para transplante adequados com apenas 19% dos pulmões podendo ser utilizado a nível nacional levando a prolongada tempo de lista de espera ou de pacientes que morrem à espera de transplante 1. A escassez pode ser devido a doadores mais velhos, trauma, infecção, falência de órgãos multi-sistema e pulmões doados às vezes feridos em cima da colheita 2. Além disso, o pulmão é um órgão frágil fora da cavidade torácica, e técnicas de transporte e de preservação padrão pode conduzir a deterioração e não viáveis nos pulmões. Portanto, manter e melhorar a viabilidade pulmonar ex-vivo tornou-se recentemente um grande foco na medicina de transplante de pulmão.
Ex-vivo perfusão pulmonar (PPEV)
Ex-vivo perfusão pulmonar (PPEV) evoluiu para perfundir órgãos continuamente sendo avaliados para transplante e permite um período de avaliação de que todosuxos para o potencial de reanimação pulmonar ou recondicionamento. PPEV pode prolongar total de fora do órgão do corpo o tempo de isquemia e permitir que os órgãos doados para viajar distâncias maiores 3. Tipicamente, os pulmões são ventilados a 50% da capacidade pulmonar total ou 20 cmH 2 O pico de pressão das vias aéreas com uma fracção de oxigénio inspirada (FiO 2) de 30% a 50% 4. Solução de preservação é perfundido a 40-60 ml / kg (aproximadamente 40% do débito cardíaco previsto de 100 ml / kg) em seres humanos e animais de grande porte 5,6, mas é perfundido a cerca de 20% do débito cardíaco em ratos 7. A inclusão de solução STEEN permitiu pulmões humanos viajar em ambientes RT sem o desenvolvimento de edema pulmonar 9. Este trabalho pioneiro foi aperfeiçoado pela Universidade de Toronto Lung Transplant Programa de 10-13 e está sendo avaliado para uma melhor avaliação dos pulmões marginais doadores para transplante 14,15. No entanto, o ideal ventilation condições e de perfusão necessários para regenerar pulmões marginais e / ou sub-padrão para o transplante não é conhecido e é atualmente uma área ativa de pesquisa.
Sistemas de perfusão pulmonar isolados têm sido utilizados em animais de pequeno porte para causar lesão pulmonar, re-criar as doenças respiratórias, e perfuse os pulmões com soluções diferentes para evitar dano isquêmico. Os investigadores têm criado um modelo de pequenos animais de transplante de pulmão, usando o sistema isolado de pulmão de perfusão para imitar os protocolos PPEV que poderiam ser utilizados em seres humanos e animais maiores 16-18. No entanto, este modelo experimental tem muitos desafios no que diz respeito às várias técnicas e parâmetros utilizados para mimetizar a fisiologia humana. Em particular, há muitas sutilezas na manutenção da viabilidade do pulmão durante a PPEV. Essas sutilezas podem surgir devido a diferenças na técnica de colheita, valores positivos de ventilação de pressão, condições de composição e de fluxo de perfusão e canulação do pulmão. Therntes, o objetivo aqui é o de proporcionar a comunidade de pesquisa com um número de solução de problemas e implementação dicas que temos encontrado levar a um método robusto para a implementação PPEV em um modelo de roedor.
SISTEMA DE VIGILÂNCIA
Que coisas parecem quando experimento está funcionando bem:
Uma vez que as cânulas foram colocadas no circuito e os pulmões são de ventilação, existem várias maneiras para garantir que o sistema está funcionando corretamente. Não deve haver vazamento de perfusato em toda a linha. A resistência vascular pulmonar (RVP) deve manter-se relativamente constante (assumindo um fluxo constante). A troca de oxigênio deve aumentar, uma vez que o ventilador está funcionando corretamente e expandir os pulmões para recrutar mais alvéolos para a troca gasosa. A Figura 12A mostra bem ventilados e perfundidos pulmões conectados ao circuito PPEV no interior do tórax artificial.
Que coisas parecem quando experimento não está funcionando bem:
Existem alguns problemas comuns que tiveram o maior índice de ocorrência durante os estágios iniciais de um experimento PPEV. O primeiro e mais fácil tO remédio é um vazamento na linha que sai do pulmão. Isso é perceptível por um pool de pooling perfusato sob parte do circuito eo nível do reservatório diminuindo continuamente. Verifique e aperte os conectores do tubo em torno da área do derramamento e inspecionar o próprio tubo de um vazamento. Se esta fuga ocorre antes do pulmão, pode também introduzir bolhas no pulmão. Isto deve ser remediado tão rapidamente quanto possível na forma de bolhas de ar no perfusato irá resultar em danos nos tecidos e causar um aumento significativo na PVR. Também pode haver uma fuga proveniente do pulmão ou uma das cânulas. Isto pode ser causado por um deslizamento de uma cânula ou de uma obstrução na linha que sai provocando uma acumulação de pressão. Inspecione a posição para ambos os cânulas para garantir nem caiu ou torcida. A pressão PA também devem ser monitorizados durante este processo, porque um aumento instantâneo na pressão PA é um sinal evidente de que uma obstrução de algum tipo ocorreu recentemente. Figura 12Bmostra um pulmão rompido que rompeu com altas pressões. Um vazamento a partir do próprio pulmão pode também ser causada por uma lágrima no tecido. Esse problema pode ou não ser reparável mas reposicionamento e reaperto das cânulas é a melhor opção neste cenário.
Principais pontos de aprendizagem / Oportunidades:
Tentativa e erro desenvolvimento do sistema de perfusão pulmonar ex-vivo nos permitiu identificar várias questões-chave que delineiam aqui para facilitar a implementação eficiente do sistema PPEV. Em primeiro lugar, no que diz respeito aos contratos, é importante que as técnicas anestésicas são seguidos os padrões para anestesiar os animais adequadamente (anestésico suficiente, injeção no peritônio) e adesão a todas as políticas IACUC é necessária. A cânula (mostrado na Figura 13 A, B, e C) deve ser repetidamente lavada a fim de remover qualquer coágulo e / ou detritos dentro da vasculat pulmonarure. No que diz respeito à seleção animal, sugerimos o uso Sprague Dawley ou Lewis ratos pesando 250-350 g. Um cuidado especial deve ser tomado quando canulação ratos pesando perto de 250 g vez que os navios será menor e, portanto, muito mais difícil de cannulate sem ferir a vasculatura. Se ratos menores, ou um modelo de rato, é para ser usado, menor cânula pode precisar de ser utilizado.
Traqueal de punção não é tipicamente um desafio, enquanto o fio de sutura é garantido de forma adequada por uma primeira passagem posterior sutura de seda para a traqueia após dissecção dos fáscia circundantes e antes da canulação. Siga isso com uma visão anterior incisão 1-2 anéis traqueais acima da sutura para passar a cânula. Amarrar nós quadrados entre os anéis da traqueia, de modo a fixá-lo dentro de uma ranhura para uma melhor segurança (Figura 4C). A canulação da artéria pulmonar (PA) é mais exigente em relação à cânula traqueal. Os seguintes passos foram utilizados neste estudopara este procedimento. Em primeiro lugar, segure a ponta do coração com um par de fórceps. Passar um outro par de fórceps no seio transverso e um fio de sutura para fixar a cânula na PA proximal. Inciso o ventrículo direito, imediatamente antes da saída do ventrículo direito (VSVD) (Figura 14a). Após a incisão no RVOT, a cânula será orientada para a via de saída da artéria pulmonar. Tendo a sutura em posição atrás da artéria pulmonar / aorta antes do ventriculotomy direita aumenta a eficiência (Figura 5C). A cânula deve ser fixada em posição com o fio de sutura para evitar o deslocamento. Uma das principais complicações podem ocorrer se a cânula PA não está na orientação anatómica correcta. A cânula pode ser inserido demasiado longe e apenas perfundir um ramo ou tornar-se mal posicionado com torção do espécime de coração-pulmão depois de serem removidos da cavidade torácica. Isto pode ser facilmente orientada para trás para a posição original para preservar o ângulo adequado de anatomiposição cal. Finalmente, do átrio esquerdo (LA) punção é a parte mais desafiadora do procedimento. A cânula LA necessita de ser colocado dentro do átrio esquerdo. Com os tecidos sendo extremamente friável, estar atento para não usar a força significativa ou torção, a fim de evitar uma lágrima dentro da veia pulmonar e átrio esquerdo, que passaria a fazer a experiência irrecuperável. A cânula PA está melhor colocado antes da cânula LA. Um Ventriculotomia esquerda com a remoção do vértice foi mostrado para perturbar as cordas cordoalha e permitir um acesso mais fácil através dos folhetos mitrais. Além disso, o ventriculotomy torna mais fácil para dilatar e visualizar a válvula mitral e para alimentar a cânula através da válvula mitral. A dilatação do anel da valva mitral com um par de pequenas extremidades cegas pick-ups pode ser feito, a fim de visualizar o aparelho para o LA (Figura 14B). Sutura deve ser colocado atrás do coração antes de punção. Isto pode ser feito simplesmente pelo levantamento do coração utilizando um par de small cerses pick-ups e colocando a sutura por baixo e através do coração. O LA está agora pronto para ser cânula. Alimente a cânula LA através das pick-ups, a fim de visualizar corretamente o posicionamento da cânula para o átrio esquerdo. Tome especial cuidado para não deslocar a cânula de volta para o ventrículo esquerdo. A sutura em seguida, deve ser firmemente fixados ao longo do miocárdio do ventrículo esquerdo. Protegendo o fio de sutura para o átrio esquerdo pode ocluir o todo ou parte da cânula.
Durante o processo, é essencial que nenhum ar permanecer na secção de entrada do aparelho. Qualquer ar significativa pode produzir uma embolia de ar aumentar o PVR (efectivamente um "air-lock"), o que irá resultar num fluxo perfusato muito menor para uma dada pressão. Vários pontos pode ser utilizado para remover o ar dentro do sistema. Air dentro da seção de saída é esperado e não deve ter qualquer efeito deletério sobre os pulmões. A modelo suíno para a hipertensão pulmonar tem sidomostrada para recriar a patologia de pequenas quantidades de ar contínua ao longo de um período de 8 semanas. O aumento do ar diminui a quantidade de perfusão presente enquanto causando inflamação para os tecidos circundantes 19.
O início da perfusão pode ocorrer uma vez que o punção está completo, mas antes do tubo proveniente do LA está ligada à linha de PPEV. Perfusato deve ser executado através de limpar todos os coágulos de sangue e isso pode esvaziar perfusato para a parede torácica, sem quaisquer problemas. Ligação da bomba de perfusão para o modo manual e aumentando lentamente a taxa de fluxo de aproximadamente 2 ml / min permite acompanhar de perto a pressão PA. Pressões mais de 20-30 cmH2O pode indicar uma obstrução e assistindo para perfusato sair do LA é também um indicador, mas isso pode ser muito difícil de ver. Se a pressão se eleva a mais de 20-30 cmH 2 O, parar a bomba e verifique novamente ambas as cânulas. Uma vez que a pressão é constante em torno de 10-20 cmH2O permitir the perfusato para percorrer e para a cavidade torácica por 2 min. Nesta altura, a linha de LA pode ser conectado ao circuito de PPEV. A velocidade da bomba de perfusão pode ser aumentada para 5-10 ml / min. À medida que a cabeça avança fluido através do circuito, haverá um aumento da pressão PA, devido ao aumento da altura da cabeça do fluido e, por conseguinte, a pressão estática. Se o fluido não pode fluir sobre o ponto mais alto na linha, pode ser necessário que se aplique uma força de sucção na extremidade oposta da linha ou a tentativa de reduzir a maior parte da linha. Uma vez que esta questão está superada, o perfusato deve circular sem quaisquer problemas.
Algumas questões devem ser monitorados com relação ao ventilador. Em primeiro lugar, a torção de brônquios / traqueia e posição de coração-pulmão pode ocorrer como os pulmões se tornam mais edematoso e que o peso aumenta. É importante que a cânula permaneça numa posição anatómica relativamente estreita, por conseguinte, alterando um ou ambos os cânulae pode ser necessária. Pressão ou de volume controlado ventiladores, bem como ventilação positiva ou negativa pode ser usado com este sistema PPEV. Para o modelo de rato, temos encontrado usando pressão positiva, ventilação controlada a volume funciona bem em volumes correntes entre 4-10 ml / kg e em pressões expiratória final positiva (PEEP) entre 2-8 cmH 2 O. No entanto, uma PEEP de 8 cmH 2 O pode provocar uma possível ruptura na bifurcação da traqueia. Depois de cada experiência (ou conjunto de experiências se realizado back-to-back), a linha de ventilação que conduz à traquéia deve ser limpo de qualquer lavado bronco-alveolar (BAL), que podem ter viajado até a traquéia. Esse fluido vai endurecer se deixado intocado e pode bloquear completamente a linha de ventilação.
A composição do perfusato é crítico para um experimento PPEV bem sucedida. Uma mistura dextrano 5% permite a perfusão pulmonar, que é perto de condições fisiológicas, mantém uma pressão oncótica estável para conduzir fluido back na vasculatura para evitar o edema e previne a trombose no interior dos vasos pulmonares. É importante notar que algumas espécies de ratos pode ser alérgico a dextrano que pode causar edema pulmonar 20. O conteúdo do perfusato foi consistente em todos os grupos experimentais neste estudo, por conseguinte, o teor de dextrano não deve ser um confundidor. A pressão oncótica é uma variável crítica, que tem o potencial para melhorar ou produzir edema nos tecidos. Soluções para perfusão comercialmente disponíveis, que são optimizados para o armazenamento estático frio ou perfusões normotérmicos foram usados neste sistema para aumentar o tempo de viabilidade pulmão. Fazemos notar que algumas destas soluções conter albumina e uma preocupação é a possibilidade de albumina bovina desencadear uma resposta inflamatória no pulmão roedor. Embora composição do perfusato ideal é um tema permanente de investigação, o perfusato precisa levar em conta a pressão oncótica, a capacidade de pressão e de tamponamento osmótica. We recomendado que a solução ser uma solução com base em cultura de células ou de Krebs-Henseleit modificado meios. A pressão oncótica deve ser mantida por dextrano ou albumina, dependendo da aplicação. A taxa de pressão de perfusão e fluxo afeta os parâmetros de perfusão de órgãos e supra-fisiológica pode fazer o órgão propenso a trauma mecânico.
Indicadores Visuais durante a experiência:
Existem muitas pistas visuais, bem como indicações de dados em tempo real que pode ser utilizada para determinar se um experimento PPEV funcionando bem. O pulmão permanecerá o mesmo tamanho e vai esvaziar para o mesmo volume após cada respiração. Também haverá nenhum vazamento a partir do próprio pulmão. O PVR, o peso do pulmão, e conformidade permanecerá relativamente constante. A produção de oxigénio permanecerá constante ou aumentar ligeiramente.
Há muitos indicadores visuais quando o pulmão fica comprometida durante um experimento. O pulmão torna-se um edematosond cresce rapidamente em tamanho e peso. A cor das alterações de pulmão (a partir de um bronzeado-de-rosa para branco) e bolsas de líquido podem ser identificados no tecido. Se traqueia ou pulmonares rupturas de barotrauma ou mais de distensão, haverá borbulhando sob o ponto de lesão (Figura 12b). Produção de oxigênio diminui eo PVR e conformidade irá aumentar dramaticamente também.
O potencial da utilização de um modelo PPEV em pequenos animais, como roedores abre a porta para futuros estudos, melhorando o tratamento de transplante de pulmão. No entanto, o modelo animal pequeno requer uma melhor compreensão para imitar verdadeiramente um transplante de pulmão. Este modelo pode ser utilizado no futuro, para melhorar os tratamentos médicos e definir os parâmetros de linha de base para futuros estudos de transplante de pulmão.
The authors have nothing to disclose.
Os autores gostariam de agradecer o apoio de Harvard Apparatus, especialmente Stephanie Pazniokas, MS (Fisiologia Sistemas & Regenerative Medicine), o auxílio na montagem do circuito, modificação e resolução de problemas do circuito de perfusão e XVIVO Perfusão (Daniel Martinelli, CCP, CTP) para proporcionar o uso não-clínica plegia pulmonar.
Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
IPL-2 Basic Lung Perfusion System | Harvard Apparatus | ||
Tweezer #5 stainless steel, curved 11cm | Kent Scientific Corporation | IND500232 | |
Tweezer #5 Dumostar, 11cm | Kent Scientific Corporation | INS500085-A | |
Tweezer #7 Titanium, 12cm tips curved | Kent Scientific Corporation | INS600187 | |
McPherson-Vannas Scissors 8cm, Str 5mm | Kent Scientific Corporation | INS14124 | |
Vannas Scissors 8cm Str 5mm | Kent Scientific Corporation | INS14003 | |
Instrument Sterilization Tray 5" x 7" | Kent Scientific Corporation | INS800101 | |
Heparin 30,000 units per 30mL | APP Pharmaceuticals | Supplied from OSU Pharmacy | |
Ketamine 500mg per 5mL | JHP Pharmaceuticals | Supplied from OSU Pharmacy | |
Xylazine 100mg per 1mL | Akorn | Supplied from OSU Pharmacy | |
10cc insulin syringe 29 Ga x 1/2" needle | B-D | 309301 | |
Hyflex NBR | Ansell | S-17310M | Bite proof gloves |
BL1500 | Sartarius | Practum 1102-1S | Scale |
Large Flat Bottom Restrainer | Braintree Scientific Inc | FB L 3.375 dia x 8.5, 250-500gm rat | Rat tunnel for injection |
Sterling Nitrile Powder-free Exam Gloves, Large | Kiberly-Clark | 50708 | |
Rapidpoint 405 | Siemens | blood gas analyzer | |
Fiberoxygenator D150 | Hugo Sachs Elektronik | PY2 73-3762 | |
LabChart v7.3.7 | ADInstruments | ||
Tracheal cannula | Harvard Apparatus | 733557 | |
Pulmonary Artery cannula | Harvard Apparatus | 730710 | |
Left Atrium cannula | Harvard Apparatus | 730712 | |
Peristaltic Pump | Ismatec | ISM 827B | |
Small Animal Ventilator model 683 | Harvard Apparatus | 55-000 | |
Ecoline Star Edition 003, E100 | Lauda | LCK 1879 | Water Heater |
Tubing Cassette | Cole-Parmer | IS 0649 | |
Connect kit D150 | Cole-Parmer | VK 73-3763 | |
PowerLab 8/35 | ADInstruments | 730045 | |
TAM-A transducer amplifier module type 705/1 | Hugo Sachs – Harvard Apparatus | 73-0065 | |
TAM-D transducer amplifier type 705/2 | Hugo Sachs – Harvard Apparatus | 73-1793 | |
SCP Servo controller for perfusion type 704 | Hugo Sachs – Harvard Apparatus | 732806 | |
CFBA carrier frequency bridge amplifier type 672 | Hugo Sachs – Harvard Apparatus | 731747 | |
VCM ventilator control module type 681 | Hugo Sachs – Harvard Apparatus | 731741 | |
TCM time control module type 686 | Hugo Sachs – Harvard Apparatus | 731750 | |
IL2 Tube set for perfusate | Harvard Apparatus | 733842 | |
Tube set for moist chamber | Harvard Apparatus | 73V83157 | |
Tygon E-3603 Tubing 2.4mm ID | Harvard Apparatus | 721017 | perfusate line entering lung |
Tygon E-3603 Tubing 3.2mm ID | Harvard Apparatus | 721019 | perfusate line leaving lung |
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