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Neuroscience

Un método para la alta fidelidad Optogenética control de un individuo neuronas piramidales<em> En vivo</em

Published: September 02, 2013
doi:
10.3791/50291
, ,
1Institute for Behavioral Genetics,University of Colorado Boulder, 2Department of Psychology and Neuroscience,University of Colorado Boulder

Summary

El reciente desarrollo de herramientas de la neurociencia, que combinan la genética y la óptica, denominada "optogenética", permite el control sobre la actividad de circuitos neuronales con un nivel sin precedentes de la resolución espacial y temporal. Aquí les ofrecemos un protocolo para la integración en la grabación vivo con la manipulación optogenética de subconjuntos definidos genéticamente las neuronas piramidales corticales y subicular prefrontales.

Abstract

Métodos optogenética se han convertido en una herramienta poderosa para la aclaración de la actividad del circuito neural que subyace a un conjunto diverso de conductas a través de una amplia gama de especies. Herramientas optogenética de origen microbiano se componen de proteínas de la membrana sensible a la luz que son capaces de activar (por ejemplo, canalrodopsina-2, ChR2) o silencio (por ejemplo, halorhodopsina, NpHR) actividad neuronal tipos de células definidas ingenetically-en escalas de tiempo conductualmente relevantes. En primer lugar, demostramos un enfoque simple para la entrega mediada por virus adeno-asociado de Chr2 y NpHR los transgenes a la subículo dorsal y región prelimbic de la corteza prefrontal en la rata. Debido a ChR2 y NpHR son genéticamente objeto de orientación, se describe el uso de esta tecnología para controlar la actividad eléctrica de poblaciones específicas de neuronas (es decir, las neuronas piramidales) incrustados en el tejido heterogéneo con alta precisión temporal. Se describe en el presente documento el hardware, software a medidainterfaz de usuario y los procedimientos que permitan la entrega simultánea de luz y de registro eléctrico de las neuronas piramidales transducidas en un anestesiado en preparación vivo. Estas herramientas responde a la luz proporcionan la oportunidad para identificar las contribuciones causales de los diferentes tipos de células en el procesamiento de la información y la conducta.

Introduction

La capacidad de activar o silenciar un tipo celular específico dentro de un circuito neuronal de una manera temporal precisa es crítica para la comprensión de cómo los circuitos neuronales procesan diferentes tipos de información subyacentes emoción y la cognición. El control experimental sobre la actividad neural intacto ha empleado herramientas loss-/gain-of-function (por ejemplo, la estimulación eléctrica, la modulación farmacológica, lesión) que no proporcionan la necesaria selectivamente para controlar poblaciones específicas de neuronas, ya sea en una escala temporal o espacial. Dirigiéndose directamente estos retos tecnológicos, el desarrollo y la aplicación de herramientas sensibles a la luz genéticamente codificables ha permitido a los neurocientíficos para controlar la actividad eléctrica de selectos tipos de células durante los eventos de conducta bien definidos. Muchas de estas proteínas sensibles a la luz son de origen microbiano, con el canal de la luz-ción cerrada, canalrodopsina-2 (ChR2) 1, y la bomba de cloruro impulsada por la luz, halorhodopsin (NpHR) 2,3, de uso generalizado.

Una ventaja importante de la optogenética es la capacidad de poblaciones específicas de células genéticamente-diana en regiones del cerebro heterogéneos y la técnica se ha aplicado con éxito a un número de organismos modelo (invertebrados a los primates no humanos) 4-6. Muchos animales transgénicos optogenetic se han generado y se encuentran disponibles comercialmente 7,8, sin embargo el establecimiento de líneas transgénicas pueden ser mano de obra intensiva y el costo prohibitivo. Aquí se describe un protocolo para la entrega mediada por virus-de los genes Chr2 y NpHR bajo el promotor CaMKIIα en la rata corteza prelimbic y subículo dorsal usando un virus adeno-asociado recombinante (AAV). Dentro del cerebro anterior, la expresión CaMKIIα es exclusiva de las neuronas piramidales glutamatérgicas 9. AAV se utiliza comúnmente para la investigación básica debido a su relativa facilidad de la producción y la falta de patogenicidad, así como la fuerte y Persila expresión del transgen stent que se ha conseguido con estos vectores 10. Además delineamos los pasos y hardware para la entrega de la luz y grabación simultánea en ratas cabeza-fijo anestesiados.

Protocol

1. Almacenamiento Virus y Preparación El uso de vectores AAV incompetentes para la replicación para la entrega de genes opsina para el cerebro de roedores está aprobado para el Nivel de Bioseguridad 1 (BSL-1) y requiere de una adecuada protección y procedimientos de manejo como se describe en la publicación de Gobierno de los EE.UU., Bioseguridad en Microbiología y Laboratorios Biomédicos, disponible en los Centros para el sitio web de Control de Enfermedades al ( http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm ). Con el fin de evitar los ciclos de congelación-descongelación, el virus de la pipeta de vial del fabricante en alícuotas de trabajo más pequeños en una clase II de Bioseguridad Gabinete y almacenar en un -80 ° C congelador. Antes de la inyección estereotáxica, permite una alícuota de descongelar en hielo y luego girar brevemente abajo con una centrífuga de sobremesa. Lentamente rellenar una jeringa de vidrio Hamilton y aguja con una pequeña cantidad de silicona o aceite mineral.Asegúrese de que no haya burbujas de aire visibles en el cuerpo de la jeringa. Inserte la jeringa en una bomba microinyector y conecte la bomba directamente al brazo estereotáxica vertical (es decir, manipulador estereotáxica). Bajar el brazo estereotáxica hasta que la punta de la aguja toca el fondo del tubo alícuota de virus. Utilice el controlador para la bomba de microinyector de retirar el volumen deseado del virus (1,5 l para una inyección de 1 l). Todo el material y las superficies que entran en contacto con el virus deben descontaminarse con un desinfectante como cloro (10%). 2. La cirugía y la Inyección de virus Se anestesia de los animales con una mezcla de ketamina (de rata; 125 mg / kg, ip) – xilazina (rata; 10 mg / kg, ip) cóctel. Para medir la efectividad de la anestesia, compruebe si hay una respuesta refleja a una pizca dedo del pie y dar dosis suplementarias de ketamina si es necesario. El uso de métodos quirúrgicos asépticas estándar, colocar los animales en un aparato estereotáxico (David Kopf Eninstrumentos). Haga una incisión en la línea media a través de la piel en la parte superior del cráneo de los animales con pequeñas tijeras quirúrgicas o bisturí. Separar suavemente el tejido conjuntivo y limpiar la parte superior del cráneo con un pequeño raspador de hueso. Verifique que la cabeza del animal está a nivel tal que el z coordenadas de bregma y lambda son iguales. Determine las coordenadas estereotáxica para el área del cerebro objetivo de un atlas del cerebro tales como el cerebro de rata en estereotáxica Coordenadas (George Paxinos y Charles Watson, Academic Press, 2007) o El cerebro de ratón en estereotáxica Coordenadas (BJ Keith Franklin y George Paxinos, Academic Press , 2007). Marcar el sitio previsto de la inyección con una pluma quirúrgica. Cuidadosamente delgada del cráneo por encima del área de destino usando un taladro de mano y se detendrá cuando la broca de perforación alcanza la parte inferior del cráneo. Con un par de pinzas finas adicionales, retirar el hueso adelgazado con el fin de exponer la duramadre. Colocar la aguja de la jeringa sobre el objetivo sonA y bajar la aguja hasta que toque la duramadre y utilizar este punto para calcular la coordenada z. Muy bajar lentamente la aguja de inyección en el cerebro hasta que se alcanza la posición correcta z. En este protocolo, la región prelimbic de la corteza prefrontal medial (2,7 mm anterior al bregma, ± 0,5 mm lateral a la línea media, y -2,2 mm de duramadre) o subiculum dorsal (-6.0 mm anterior al bregma, ± 3,0 mm lateral a la línea media, y -2,0 mm a partir de la duramadre) se dirige en un adulto de rata Sprague Dawley macho (aprox. 275 g). Inyectar el virus a una tasa de 0,1 l / min. Después de que se complete la inyección de esperar 10 minutos antes de retirar la aguja para evitar el flujo de retorno del virus a la superficie del cerebro. Utilice una sutura de coser con aguja fija para sellar la piel y aplicar antibióticos a la herida. El curso temporal de la expresión funcional ChR2 y NpHR de vectores de AAV variará dependiendo del diseño experimental y el título viral. Para este experimento, in vivo </em> grabaciones se realizaron inyección de 18-21 días después. 3. Entrega Luz y En vivo Grabación de ChR2 o neuronas que expresan NpHR Conecte un electrodo de tungsteno (~ 1-1.5 MΩ, minipostes) a un tubo capilar de vidrio (Fisher Scientific) usando pegamento. Utilice una herramienta de extracción de la fibra (Thorlabs) para exponer el extremo desnudo de una fibra óptica multimodo (200 m de diámetro del núcleo, Thorlabs) y punta de fibra limpia con etanol. Muy ligera marcar punta de la fibra con un cuchillo de diamante en forma de cuña (Thorlabs) y retirar con cuidado el exceso de fibra (por ejemplo, con unas pinzas finas). La fibra debe adherirse fácilmente a la partitura. Conectar el extremo de FC de la fibra en el conector de PC en el puerto de salida de un solo láser de diodo de 200 mW ( www.Lumiphy.com ) con la longitud de onda deseada. Asegúrese de que las gafas de protección adecuada se usa en todo momento cuando se trabaja con el láser. Mida la lintensidad aser en la punta de la fibra óptica utilizando un medidor de potencia óptica ( www.Lumiphy.com ). Por in vivo grabaciones, intensidad de la luz tan poco como 20 a 100 mW / mm 2 puede evocar fiable ChR2-o la activación o silenciamiento mediado por NpHR, respectivamente, de la actividad neuronal. Inserte la fibra óptica en el tubo capilar. Coloque la punta de la fibra de aproximadamente 500 m por encima de la punta del electrodo de tungsteno y atar un hilo de sutura fina dos veces en unos pocos puntos cerca de la punta de modo que el electrodo y la fibra son rectas. Asegúrese de que la distancia entre la punta del electrodo y el nudo más cercano es el tiempo suficiente para la inserción de la región de destino. Preparar el animal como en los pasos 2.1 y 2.2. Utilice la craneotomía inicial como guía para hacer una nueva ventana pequeña limpia en el cráneo para colocar el Optrode ( www.Lumiphy.com ). Haga una pequeña incisión en la parte dura usando una aguja fina. Baje con cuidado la Optrode a través de la ventana de cráneo y en el cerebro para la región transducidas utilizando un micromanipulador (Narishige). Luego avanzar el Optrode lentamente en 10-50 micras pasos hasta la aparición de una célula responde a la luz. Una interfaz de usuario de software personalizado (NeuroLux Pro www.Lumiphy.com ) escrito en LabVIEW (National Instruments) se utiliza para controlar el láser de diodo único y para visualizar y registrar la actividad neuronal en curso. Señales grabadas se capturaron con una EJEMPLOS-20K (Kation Scientific) amplificador de paso de banda de filtrado (0,3-8 kHz), y un análogo de National Instruments para pizarra digital (NI USB-6009). La interfaz de usuario NeuroLux Pro permite la elección de las entradas analógicas (dos canales para elegir el neuronal y la señal TTL) y salida digital. El usuario puede definir la frecuencia de muestreo (20 kHz), el período de referencia (antes de la luz), y el período posterior a la luz. El usuario puede definir el stimulati láser TTLla anchura del impulso, frecuencia y periodo de estimulación (si la frecuencia es de 20 Hz y la estimulación periodo es de 500 ms, 10 pulsos láser con ancho de pulso definido se entregan). El usuario también puede elegir una entrega de luz continua (por ejemplo, la Figura 1). Para grabaciones repetidas, el usuario también puede definir el número de trenes de impulsos y el intervalo entre trenes. Los datos pueden ser adquiridos con o sin la grabación en el disco. Tras la grabación, los animales se anestesian con el cóctel de ketamina / xilazina y transcardially perfundidos con solución salina fisiológica y paraformaldehído (4%) con el fin de verificar la colocación Optrode y expresión opsina.

Representative Results

La Figura 1 muestra una captura de pantalla del software a medida (NeuroLux Pro) desarrollado en el entorno de LabVIEW (National Instruments) utilizado para la grabación simultánea de la actividad neuronal y el control de los parámetros del pulso de luz (es decir, frecuencia del pulso, ancho de pulso, periodo de estimulación). El programa de software envía una señal de comando a un dispositivo de adquisición digital que genera pulsos TTL para el control sobre el láser de diodo único. Además, el programa muestra el software y tiendas de la actividad neuronal registrada y señales TTL entregados. Estas señales son digitalizadas a través del dispositivo de adquisición a una tasa de muestra definida (por ejemplo, 20 kHz). Señales grabadas se almacenan como una matriz de doble precisión de dos dimensiones en un archivo binario. La Figura 2 muestra el Optrode personalizado que consiste en un electrodo de tungsteno unido a una fibra óptica. Una fibra óptica se fija al electrodo usando hilo de sutura delgada en trespuntos. Si es necesario, pegamento se puede utilizar para adherir ellos. Sin embargo, evitar la fijación de la fibra óptica de forma permanente al electrodo porque aunque el electrodo puede ser reutilizado varias veces, la transmisión de luz a través de la fibra se degradará con el uso repetido y debe ser escindido y limpiado o reemplazado con cada inserción en el cerebro. Paneles izquierdo de la Figura 3 muestran imágenes fluorescentes de la proteína fluorescente de color amarillo, lo que indica una mayor real ChR2 y expresión NpHR. Estas fotografías muestran la expresión NpHR representante en subiculum dorsal de rata (Figura 3A) y la expresión en la corteza ChR2 prelimbic (Figura 3B). La expresión viral se restringió principalmente a la subículo dorsal y corteza prelimbic (por ejemplo, algunos de fluorescencia se observó en el giro dentado (Figura 3A, izquierda)). También se observaron las huellas de los electrodos (pista fina, punta de flecha) y fibra óptica (pista de espesor, flecha). <p class = "jove_content"> panel izquierdo de la Figura 4 muestra que ChR2 inducida Rematar temporal preciso en rata corteza prelimbic. Figura 4A es un ejemplo de rastreo de los potenciales de acción activada-ChR2 en respuesta a 20 Hz entrega de 10 mseg pulsos de luz azul a la rata prelimbic corteza. Raster parcela (Figura 4 B) muestra la activación inducida por ChR2 en seis neuronas representativas. Todas las neuronas registradas mostraron clavar luz evocada con fidelidad perfecta. En contraste con ChR2, NpHR rápidamente y de manera reversible silenciada actividad espontánea in vivo en la corteza prelimbic de rata (panel de la derecha de la figura 4). Figura 4C es un ejemplo de rastreo que muestra que la iluminación continua 532 nm (10 s) de la corteza prelimbic expresar bajo el NpHR promotor CaMKllα elimina la actividad de una sola unidad espontánea in vivo. Tenga en cuenta que el silenciamiento completa de la actividad de células piramidales prelimbic es tiempo-bloqueado en el suministro de luz continua 10 seg. Bajoer raster parcela (Figura 4D) muestra silenciamiento inducido por NpHR en seis neuronas representativas. Ambas grabaciones en vivo son típicas que se obtienen a partir de ratas adultas Sprague-Dawley, en el que la entrega de AAV-mediada por los genes opsina microbianos produjo 18-21 días antes. La Figura 5 muestra el resultado de la estimulación repetida ChR2 de un piramidal neurona prelimbic rata. Pulso de luz azul (10 ms) se entregó a 20 Hz durante 5 seg (100 pulsos total). Trazas de tensión del spiking luz evocados fueron adquiridos repetidamente cada 2 minutos durante una sesión de grabación de 2 horas (61 repeticiones en total). Incluso cuando se utiliza este protocolo de estimulación repetitiva, ChR2 indujo clavar estable y robusto en respuesta a la administración de luz. Las figuras 6 y 7 muestran los resultados de la fotoinhibición inducida por NpHR y fotoactivación impulsado-ChR2 de rata actividad de la neurona subicular. Como es el caso en la corteza prelimbic, NpHR y ChR2 pudieronmediar en la inhibición y la activación de las neuronas subicular opsina transducidas con alta reproducibilidad del tiempo de salida al mar inducida por la luz. Figura 1. Captura de pantalla de la interfaz del software Pro NeuroLux para la entrega simultánea de luz y el registro electrofisiológico. En la foto se muestra traza silenciamiento NpHR inducida de la actividad espontánea de la rata de células piramidales prelimbic en respuesta a 10 segundos del continuo suministro de luz 532 nm. Haga clic aquí para ver más grande la figura . Figura 2. Imagen de alta potencia de Optrode personalizado. Una fibra óptica se inserta en el tubo capilar de vidrio unido a un electrodo de tungsteno y fija al electrodo usando hilo de sutura. La distancia de centro a centro de entreen la punta del electrodo y la punta de la fibra es de aproximadamente 500 micras. Figura 3. La expresión viral y la colocación Optrode. (Izquierda) Las fotografías muestran la expresión NpHR representante en subiculum dorsal (A) y la expresión en la corteza ChR2 prelimbic (B). (Derecha) Esquema que representa la ubicación donde se tomó cada fotografía. La punta de flecha y la flecha en cada fotografía indican la ubicación del electrodo de tungsteno y de fibra óptica, respectivamente. SUB: subiculum, DG: giro dentado, PL:. Córtex prelimbic Haga clic aquí para ver más grande la figura . Figura 4. En vivo registros electrofisiológicos de ChR2 o transducidas-NpHR prelimb ratacorteza IC. (A) Ejemplo rastro de los potenciales de acción provocados-ChR2 en respuesta a 20 Hz entrega de azul (473 nm) de impulsos de luz (10 ms, azul de barras). (B) parcela Raster mostrando clavar inducida ChR2 en seis neuronas representativas. Cada unidad de actividad se representa como un punto. (C) Ejemplo rastro de supresión inducida por NpHR de la actividad espontánea en verde continuo (532 nm) de iluminación de luz (10 seg, barra de color verde). (D) parcela Raster mostrando silenciamiento inducido por NpHR en seis neuronas representativas. Cada actividad de la unidad se representa como un punto. Haga clic aquí para ver más grande la figura . Figura 5. Rematar impulsado ChR2 repetitivo 20 Hz de una neurona piramidal prelimbic rata in vivo. (A) Tensión rastros del spiking luz evocadosadquirido en los puntos temporales 0, 30, 60, 90, 120 minutos después del comienzo de las grabaciones. (B) parcela Raster mostrando todas las 61 repeticiones (2 minutos de intervalo entre ensayos, 120 min en total) de la activación inducida por la luz. Cada actividad de la unidad se representa como un punto. Haga clic aquí para ver más grande la figura . Figura 6. En vivo registros electrofisiológicos de subiculum dorsal de rata transducidas-NpHR. (A) Ejemplo de rastreo mostrando que 10 seg continua iluminación 532 nm (barra verde) del subiculum dorsal expresar NpHR elimina la actividad espontánea. (B) Promedio de formas de onda de las dos unidades de grabado de la traza anterior. El umbral de amplitud se utiliza para la identificación de dos neuronas distintas. (C) parcela Raster muestra cinco repeticioness de silenciamiento inducido por NpHR de estas unidades. Cada unidad de actividad se representa como un punto. Figura 7. Repetitivo 20 Hz CR2 impulsada enriquecidas de una rata dorsal subicular neuronas in vivo. (A) Tensión rastros de luz-evocó la Rematar adquiridas en los puntos de tiempo 0, 30, 60, 90, 120 minutos después del inicio de las grabaciones. Recuadro: la actividad de ruptura típica de esta célula. (B) parcela Raster mostrando todas las 61 repeticiones (2 minutos de intervalo entre ensayos, 120 min en total) de la activación inducida por la luz. Cada actividad de la unidad se representa como un punto. Haga clic aquí para ver más grande la figura .

Discussion

Una amplia gama de técnicas disponibles para la genética de metas de genes opsina microbianas a regiones discretas del cerebro en los roedores. La entrega de genes viral proporciona un enfoque relativamente barata y rápida para mediar ChR2 y NpHR expresión con especificidad de tipo celular. Sistemas de vectores de AAV son una opción común para uso en experimentos optogenetic debido a títulos altos de producción que permanecen estables durante el almacenamiento, su falta de patogenicidad, y su capacidad de producir la expresión génica a largo plazo 10. Muchas de las construcciones opsina con promotores específicos de células de tipo están comercialmente disponibles en una variedad de serotipos de AAV de instalaciones básicas de vectores, tales como la Universidad de Pennsylvania ( http://www.med.upenn.edu/gtp/vectorcore ) o la Universidad de Carolina del Norte en Chapel Hill ( http://genetherapy.unc.edu ). Un inconveniente de la tecnología de AAV es lacapacidad limitada de embalaje (~ 4,7 kb), que impone una restricción en el tamaño de la casete del transgén que puede ser utilizado para la orientación específica de la célula. Como alternativa, los vectores lentivirales, que tienen una capacidad de envasado más grande, son capaces de acomodar opsina dirigidos bajo el control de secuencias promotoras más grandes.

El uso de un Optrode permite la detección fiable de señales electrofisiológicas en combinación con la entrega de luz temporalmente-precisa. Como se describió anteriormente, sin embargo, es necesario tener cuidado suficiente en su construcción. Dado que la fibra óptica escindido es frágil, atar el hilo de sutura con demasiada fuerza puede hacer que la fibra se rompa. A pesar de que la Optrode se puede utilizar para realizar varias grabaciones, el electrodo y la fibra óptica se deben limpiar (o manualmente troceados en el caso de la extremo desnudo de la fibra óptica) antes de la inserción debido a que la impedancia del electrodo y la calidad de la luz entregada se degradará con el uso repetido.

Durante elegrabaciones ctrophysiological es importante que el Optrode ser avanzado lentamente. El Optrode utilizado aquí tiene aproximadamente 350 micras de espesor (electrodo de tungsteno: 125 micras; núcleo de fibra óptica: 200 m) y el descenso rápido podría conducir a un movimiento de tejido cerebral. Artefactos inducidos por luz también se pueden considerar con especial registro y entrega de la luz reglajes 11-12. Aunque no se encontraron artefacto inducido por la luz en nuestra condición experimental, grabaciones fuera de la zona del cerebro transducidas potencialmente se pueden utilizar como un control para los artefactos de luz. Otra consideración durante el proceso de grabación es la intensidad de la luz necesaria para observar los cambios en las neuronas CHR2 o NpHR expresan, especialmente para largas grabaciones de duración. Intensidad del láser fuerte y la iluminación láser de largo podría resultar en el daño tisular y / o una disminución de la respuesta a la luz posterior entrega 12-13. Para la experimentación del comportamiento se requiere el uso de un vector viral de control para eliminating ningún efecto debido al calor emitido desde la fibra. Para muchas de las construcciones optogenetic disponibles comercialmente existen construcciones de control complementarios en los que se ha eliminado la secuencia del gen de la opsina.

Cabe señalar que diseñado ChR2 variantes con propiedades mejoradas y la cinética se han desarrollado junto con otros opsinas de silenciamiento que pueden ser más adecuados para ciertos preguntas experimentales 14-15. Por ejemplo, una nueva variante ChR2 establecido a través de mutagénesis dirigida, denominada "Cheta", puede conducir de alta fidelidad Rematar neuronal en las frecuencias (hasta al menos 200 Hz) por encima de la del original ChR2 14.

La combinación de in vivo de suministro de luz y la grabación simultánea de las respuestas neuronales es un paso crítico en el establecimiento de relaciones de causalidad entre la actividad con dibujos en las poblaciones de células genéticamente específicos y eventos de comportamiento en el tiempo de bloqueo correspondientes. Los procedimientos y hardware descrito aquí proporciona un enfoque directo para la aplicación de la optogenética para Vivo grabaciones cabeza-fija en en roedores.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional sobre el Abuso de Drogas (NIDA) de subvención R01 DA24040 (DCC) de la Universidad de Colorado Fondo Semilla Innovador (DCC), y NIDA beca de formación T32 DA017637 (MVB).

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Syringe Hamilton 7653-01 10 μl
Removable Needle Hamilton 7803-03 31 gauge, beveled tip
Microinjector Pump World Precision Instruments UMP3
Pump Controller World Precision Instruments SYS-MICRO4
Silicone Oil Alfa Aesar A12728
Laser Protective Eyeware Kentek KMT-4501
Multimode Optical Fiber Thorlabs BFL37-200 200 μm diameter core, 0.37 NA
Fiber Stripping Tool Thorlabs T12S21 for 200 μm diameter core multimode fiber
Optical Power Meter Lumiphy LLC www.lumiphy.com
Photodetector Newport 818-SL/DB
Blue Laser (445-473 nm, 100-200 mW) Lumiphy LLC www.lumiphy.com coupled to a 200 μm multimode fiber with FC/PC adapter
Green Laser (532 nm, 100-200 mW) Lumiphy LLC www.lumiphy.com coupled to a 200 μm multimode fiber with FC/PC adapter
Tungsten/Fiber Optrode Lumiphy LLC www.lumiphy.com Lumitrode
Glass Capillary Tube Fisher Scientific 22-362-566
Hydraulic Micromanipulator Narishige MO-22
Amplifier Kation Scientific ExAmp-20K
Data Acquistion Device National Instruments NI USB-6009
Rodent Head Restraint for Recording Lumiphy LLC www.lumiphy.com
Small Animal Stereotaxic Unit David Kopf Instruments Model 963
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References

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Nakamura, S., Baratta, M. V., Cooper, D. C. A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo. J. Vis. Exp. (79), e50291, doi:10.3791/50291 (2013).
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