Summary

Geração de Transgênicos e Nocautes em Espécies Strongyloides por Microinjeção

Published: October 07, 2021
doi:

Summary

O kit de ferramentas genômicas funcionais para os nematoides parasitéticos Strongyloides stercoralis e Strongyloides ratti inclui transgênese, mutagênese mediada por CRISPR/Cas9 e RNAi. Este protocolo demonstrará como usar a microinjeção intragonadal para introduzir componentes transgenes e CRISPR em S. stercoralis e S. ratti.

Abstract

O gênero Strongyloides consiste em várias espécies de nematoides penetrantes na pele com diferentes faixas hospedeiras, incluindo Strongyloides stercoralis e Strongyloides ratti. S. stercoralis é um nematode parasitário humano-parasitico e penetrante na pele que infecta aproximadamente 610 milhões de pessoas, enquanto o parasita de rato S. ratti está intimamente relacionado com S. stercoralis e é frequentemente usado como modelo de laboratório para S. stercoralis. Tanto S. stercoralis quanto S. ratti são facilmente favoráveis à geração de transgênicos e nocautes através da técnica de entrega de ácido nucleico exógeno da microinjeção intragonadal, e como tal, surgiram como sistemas de modelo para outros helmintos parasitas que ainda não são favoráveis a esta técnica.

Os adultos parasitéticos Strongyloides habitam o intestino delgado de seu hospedeiro e liberam descendentes no ambiente através das fezes. Uma vez no ambiente, as larvas se desenvolvem em adultos livres, que vivem em fezes e produzem descendentes que devem encontrar e invadir um novo hospedeiro. Esta geração ambiental é única para as espécies Strongyloides e semelhante o suficiente em morfologia ao modelo nematode de vida livre Caenorhabditis elegans que técnicas desenvolvidas para C. elegans podem ser adaptadas para uso com esses nematoides parasitas, incluindo microinjeção intragonadal. Usando microinjeção intragonadal, uma grande variedade de transgenes pode ser introduzida em Strongyloides. Os componentes CRISPR/Cas9 também podem ser microinjetados para criar larvas mutantes strongyloides . Aqui, descreve-se a técnica de microinjeção intragonadal em Strongyloides, incluindo a preparação de adultos livres, o procedimento de injeção e a seleção de progêneria transgênica. Imagens de larvas transgênicas strongyloides criadas usando mutagênese CRISPR/Cas9 estão incluídas. O objetivo deste artigo é permitir que outros pesquisadores usem a microinjeção para criar strongyloides transgênicos e mutantes.

Introduction

Strongyloides stercoralis tem sido negligenciado por muito tempo como um importante patógeno humano comparado com as minhocas mais reconhecidas e a lombriga Ascaris lumbricoides1. Estudos anteriores de carga de vermes muitas vezes subestimaram severamente a prevalência de S. stercoralis devido à baixa sensibilidade dos métodos diagnósticos comuns para S. stercoralis2. Nos últimos anos, estudos epidemiológicos baseados em ferramentas de diagnóstico aprimoradas estimaram que a verdadeira prevalência de infecções por S. stercoralis é muito maior do que o relatado anteriormente, aproximadamente 610 milhões de pessoas em todo o mundo2.

Tanto S. stercoralis quanto outras espécies strongyloides, incluindo o parasita de rato intimamente relacionado e o modelo de laboratório comum S. ratti, têm um ciclo de vida incomum que é vantajoso para estudos genômicos experimentais porque consiste tanto das gerações parasitárias quanto de vida livre (ambiental)3 (Figura 1). Especificamente, tanto S. stercoralis quanto S. ratti podem percorrer uma única geração de vida livre. A geração de vida livre consiste em larvas pós-parasitárias que se desenvolvem em machos e fêmeas adultos vivos livres; toda a descendência dos adultos livres se desenvolve em larvas infecciosas, que devem infectar um hospedeiro para continuar o ciclo de vida. Além disso, essa geração ambiental ou de vida livre pode ser manipulada experimentalmente em laboratório. Como adultos strongyloides de vida livre e adultos C. elegans compartilham morfologia semelhante, técnicas como microinjeção intragonadal que foram originalmente desenvolvidas para C. elegans podem ser adaptadas para uso com strongyloidesadultos de vida livre 4,5. Enquanto o DNA é geralmente introduzido em fêmeas adultas de vida livre, tanto machos quanto fêmeas de Strongyloides podem ser microinjetados6. Assim, ferramentas genômicas funcionais estão disponíveis para interrogar muitos aspectos da biologia de Strongyloides. Outros nematoides parasitas não possuem uma geração livre e, como resultado, não são tão facilmente favoráveis às técnicas genômicas funcionais3.

Figure 1
Figura 1: O ciclo de vida Strongyloides stercoralis. As fêmeas parasitárias S. stercoralis habitam o intestino delgado de seus hospedeiros mamíferos (humanos, primatas não humanos, cães). As fêmeas parasitas se reproduzem por partenogênese e colocam ovos dentro do intestino delgado. Os ovos eclodem enquanto ainda estão dentro do hospedeiro em larvas pós-parasitárias, que são então passadas para o ambiente com fezes. Se as larvas pós-parasitárias são machos, elas se desenvolvem em machos adultos vivos livres. Se as larvas pós-parasitárias forem fêmeas, elas podem se desenvolver em fêmeas adultas de vida livre (desenvolvimento indireto) ou larvas infecciosas de terceiro estágio (iL3s; desenvolvimento direto). Os machos e fêmeas que vivem livremente se reproduzem sexualmente para criar descendentes que são constrangidos a se tornarem iL3s. Sob certas condições, S. stercoralis também pode sofrer autoinfecção, na qual algumas das larvas pós-parasitárias permanecem dentro do intestino hospedeiro em vez de passar para o ambiente em fezes. Essas larvas podem evoluir para larvas autoinfetivas (L3a) dentro do hospedeiro, penetrar através da parede intestinal, migrar através do corpo e, eventualmente, retornar ao intestino para se tornarem adultos reprodutivos. O ciclo de vida de S. ratti é semelhante, exceto que S. ratti infecta ratos e não tem um ciclo autoinfetivo. A geração ambiental é fundamental para o uso de espécies Strongyloides para estudos genéticos. As fêmeas adultas de vida livre (P0) podem ser microinjetadas; sua descendência, que todos se tornarão iL3s, são os transgênicos F1 potenciais. Este valor foi modificado de Castelletto et al. 3. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

S. stercoralis compartilha muitos aspectos de sua biologia com outros nematoides gastrointestinais humanos-parasitas, incluindo invasão de hospedeiro e modulação imunológica hospedeira. Por exemplo, as minhocas parasitárias humanas nos gêneros Necator e Ancylostoma também infectam pela penetração da pele, navegam de forma semelhante através do corpo e, em última análise, residem como adultos parasitas no intestino delgado7. Assim, muitos nematoides gastrointestinais provavelmente usam comportamentos sensoriais comuns e técnicas de evasão imunológica. Como resultado, o conhecimento obtido de Strongyloides complementará os achados em outros nematoides menos geneticamente tratáveis e levará a uma compreensão mais completa desses parasitas complexos e importantes.

Este protocolo de microinjeção descreve o método para introduzir DNA em fêmeas adultas de vida livre strongyloides para fazer prole transgênico e mutante. Os requisitos de manutenção da cepa, incluindo o tempo de desenvolvimento de vermes adultos para microinjeções e a coleta de progêneria transgênica, são descritos. Protocolos e uma demonstração da técnica completa de microinjeção, juntamente com protocolos para cultivo e triagem de progêneria transgênica, estão incluídos, juntamente com uma lista de todos os equipamentos e consumíveis necessários.

Protocol

NOTA: Gerbils foram usados para passagem de S. stercoralis, e ratos foram usados para passagem de S. ratti. Todos os procedimentos foram aprovados pelo Escritório de Supervisão de Pesquisa Animal da UCLA (Protocolo nº 2011-060-21A), que adere às normas AAALAC e ao Guia de Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. As seguintes tarefas devem ser concluídas pelo menos um dia antes da microinjeção: cultivo de vermes, preparação de almofadas de microinjeção, criação de construções para a mistu…

Representative Results

Se o experimento foi bem sucedido, as larvas F1 expressarão o fenótipo de interesse transgênico e/ou mutante (Figura 4). No entanto, as taxas de transformação são altamente variáveis e dependem dos construtos, da saúde dos vermes, das condições de cultivo pós-injeção e da habilidade do experimentador. Em geral, um experimento bem sucedido produzirá > 15 larvas F1 por fêmea injetada e uma taxa de transformação de >3% para marcadores fluorescentes. Se o n…

Discussion

Este protocolo de microinjeção detalha os métodos para a introdução de construções para transgênese e mutagênese mediada por CRISPR/Cas9 em S. stercoralis e S. ratti. Tanto para S. stercoralis quanto para S. ratti, a sobrevida pós-injeção e a taxa de transgênese ou mutagênese estão sujeitas a várias variáveis que podem ser ajustadas.

A primeira consideração crítica para a transgênese bem sucedida é como transgenes plasmídeos são cons…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

pPV540 e pPV402 foram presentes gentis do Dr. James Lok na Universidade da Pensilvânia. Agradecemos a Astra Bryant por comentários úteis sobre o manuscrito. Este trabalho foi financiado por um Burroughs-Wellcome Fund Investigators no Prêmio Patogênese da Doença, um Howard Hughes Medical Institute Faculty Scholar Award, e National Institutes of Health R01 DC017959 (E.A.H.).

Materials

(−)-Nicotine, ≥99% (GC), liquid Sigma-Aldrich N3876-5ML nicotine for paralyzing worms
3" iron C-clamp, 3" x 2" (capacity x depth) VWR 470121-790 C-clamp to secure setup to bench top
Agarose LE Phenix RBA-500 agarose for slides
Bone char, 4 lb pail, 10 x 28 mesh Ebonex n/a charcoal for fecal-charcoal cultures
Bone char, granules, 10 x 28 mesh Reade bonechar10x28 charcoal for fecal-cultures (alternative to the above)
Coarse micromanipulator Narishige MMN-1 coarse micromanipulator
Corning Costar Spin-X centrifuge tube filters Fisher 07-200-385 microfilter column
Cover glass, 48 x 60 mm, No. 1 thickness Brain Research Lab 4860-1 coverslips (48 x 60 mm)
Deep Petri dishes, heavy version with 6 vents, 100 mm diameter VWR 82050-918 10 cm Petri dishes (for fecal-charcoal cultures)
Eisco retort base w/ rod Fisher 12-000-101 stand for Baermann apparatus
Eppendorf FemtoJet microinjector microloader tips VWR 89009-310 for filling microinjection needles
Fisherbrand absorbent underpads Fisher 14-206-62 bench paper (for prepping)
Fisherbrand Cast-Iron Rings Fisher 14-050CQ Baermann o-ring
Fisherbrand tri-cornered polypropylene beakers Fisher 14-955-111F Plastic beaker (for mixing)
Fisherbrand tri-cornered polypropylene beakers Fisher 14-955-111F Plastic beaker (for catch bucket/water bucket)
Fisherbrand tri-cornered polypropylene beakers Fisher 14-955-111F Plastic beaker (x2) (to make holder)
Gorilla epoxie in syringe McMaster-Carr 7541A51 glue (to attach tubing)
Halocarbon oil 700 Sigma-Aldrich H8898-50ML halocarbon oil
High-temperature silicone rubber tubing for food and beverage, 1/2" ID, 5/8" OD McMaster-Carr 3038K24 tubing (for funnel)
KIMAX funnels, long stem, 60° Angle, Kimble Chase VWR 89001-414 Baermann funnel
Kimberly-Clark Professional Kimtech Science benchtop protectors Fisher 15-235-101 bench paper (for prepping)
Leica stereomicroscope with fluorescence Leica M165 FC GFP stereomicroscope for identifying and sorting transgenic worms
microINJECTOR brass straight arm needle-holder Tritech MINJ-4 microinjection needle holder
microINJECTOR system Tritech MINJ-1 microinjection system
Mongolian Gerbils Charles River Laboratories 213-Mongolian Gerbil gerbils for maintenance of S. stercoralis, male 4-6 weeks
Nasco Whirl-Pak easy-to-close bags, 18 oz VWR 11216-776 Whirl-Pak sample bags
Nylon tulle (mesh) Jo-Ann Fabrics zprd_14061949a nylon mesh for Baermann holder
Platinum wire, 36 Gauge, per inch Thomas Scientific 1233S72 platinum/iridium wire for worm picks
Puritan tongue depressors, 152 mm (L) x 17.5 mm (W) VWR 62505-007 wood sticks (for mixing samples)
QIAprep Spin Miniprep Kit (250) QIAGEN 27106 QIAGEN miniprep kit
Rats-Long Evans Envigo 140 HsdBlu:LE Long Evans rats for maintenance of S. ratti, female 4-6 weeks
Rats-Sprague Dawley Envigo 002 Hsd:Sprague Dawley SD rats for maintenance of S. ratti, female 4-6 weeks
Really Useful Boxes translucent storage boxes with lids, 1.6 L capacity, 7-5/8" x 5-5/16" x 4-5/16" Office Depot 452369 plastic boxes for humidified chamber
Shepherd techboard, 8 x 16.5 inches Newco 999589 techboard
Stainless steel raised wire floor Ancare R20SSRWF wire cage bottoms
StalkMarket compostable cutlery spoons, 6", white, pack of 1,000 Office Depot 9587303 spoons
Stender dish, stacking type, 37 x 25 mm Carolina (Science) 741012 watch glasses (small, round)
Stereomicroscope Motic K-400 LED dissecting prep scope
Storage tote, color clear/white, outside height 4-7/8 in, outside length 13-5/8 in, Sterilite Grainger 53GN16 plastic boxes for humidified chamber
Sutter P-30 micropipette puller Sutter P-30/P needle puller with platinum/iridium filament
Syracuse watch glasses Fisher S34826 watch glasses (large, round)
Thermo Scientific Castaloy fixed-angle clamps Fisher 05-769-2Q funnel clamps (2x)
Three-axis hanging joystick oil hydrolic micromanipulator Narishige MM0-4 fine micromanipulator
United Mohr pinchcock clamps Fisher S99422 Pinch clamps (2x)
Vented, sharp-edge Petri dishes (60 mm diameter) Tritech Research T3308P 6 cm Petri dishes (for small-scale fecal-charcoal cultures)
VWR light-duty tissue wipers VWR 82003-820 lining for Baermann holder
watch glass, square, 1-5/8 in Carolina (Science) 742300 watch glasses (small, square)
Whatman qualitative grade plain circles, grade 1, 5.5 cm diameter Fisher 09-805B filter paper (for 6 cm Petri dishes)
Whatman qualitative grade plain circles, grade 1, 9 cm diameter Fisher 09-805D filter paper (for 10 cm Petri dishes)
World Precision Instrument borosilicate glass capillary, 1.2 mm x 4 in Fisher 50-821-813 glass capillaries for microinjection needles
X-Acto Knives, No. 1 Knife With No. 11 Blade Office Depot 238816 X-Acto knives without blades to hold worm picks
Zeiss AxioObserver A1 Zeiss n/a inverted microscope

References

  1. Krolewiecki, A. J., et al. A public health response against Strongyloides stercoralis: time to look at soil-transmitted helminthiasis in full. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (5), 2165 (2013).
  2. Buonfrate, D., et al. The global prevalence of Strongyloides stercoralis infection. Pathogens. 9 (6), 468 (2020).
  3. Castelletto, M. L., Gang, S. S., Hallem, E. A. Recent advances in functional genomics for parasitic nematodes of mammals. Journal of Experimental Biology. 223, 206482 (2020).
  4. Evans, T. C., et al. Transformation and microinjection. WormBook. , (2006).
  5. Lok, J. B., Unnasch, T. R., et al. Transgenesis in animal parasitic nematodes: Strongyloides spp. and Brugia spp. WormBook. , (2013).
  6. Shao, H. G., Li, X. S., Lok, J. B. Heritable genetic transformation of Strongyloides stercoralis by microinjection of plasmid DNA constructs into the male germline. International Journal for Parasitology. 47 (9), 511-515 (2017).
  7. Schafer, T. W., Skopic, A. Parasites of the small intestine. Current Gastroenterology Reports. 8 (4), 312-320 (2006).
  8. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. The C. elegans Research Community, WormBook. , (2006).
  9. Gang, S. S., et al. Targeted mutagenesis in a human-parasitic nematode. PLoS Pathogens. 13 (10), 1006675 (2017).
  10. Lok, J. B. Strongyloides stercoralis: a model for translational research on parasitic nematode biology. The C. elegans Research Community, WormBook. , (2007).
  11. Hawdon, J. M., Schad, G. A. Long-term storage of hookworm infective larvae in buffered saline solution maintains larval responsiveness to host signals. Proceedings of the Helminthological Society of Washington (USA). 58 (1), 140-142 (1991).
  12. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
  13. Junio, A. B., et al. Strongyloides stercoralis: cell- and tissue-specific transgene expression and co-transformation with vector constructs incorporating a common multifunctional 3′ UTR. Experimental Parasitology. 118 (2), 253-265 (2008).
  14. Gang, S. S., et al. Chemosensory mechanisms of host seeking and infectivity in skin-penetrating nematodes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (30), 17913-17923 (2020).
  15. Bryant, A. S., et al. A critical role for thermosensation in host seeking by skin-penetrating nematodes. Current Biology. 28 (14), 2338-2347 (2018).
  16. Lok, J. B. Nucleic acid transfection and transgenesis in parasitic nematodes. Parasitology. 139 (5), 574-588 (2012).
  17. Shao, H., et al. Transposon-mediated chromosomal integration of transgenes in the parasitic nematode Strongyloides ratti and establishment of stable transgenic lines. PLoS Pathogens. 8 (8), 1002871 (2012).
  18. Lok, J. piggyBac: a vehicle for integrative DNA transformation of parasitic nematodes. Mobile Genetic Elements. 3 (2), 24417 (2013).
  19. Li, X., et al. Successful transgenesis of the parasitic nematode Strongyloides stercoralis requires endogenous non-coding control elements. International Journal for Parasitology. 36 (6), 671-679 (2006).
  20. Bryant, A. S., Hallem, E. A. The Wild Worm Codon Adapter: a web tool for automated codon adaptation of transgenes for expression in non-Caenorhabditis nematodes. G3. 3 (7), (2021).
  21. Crane, M., et al. In vivo measurements reveal a single 5′-intron is sufficient to increase protein expression level in Caenorhabditis elegans. Scientific Reports. 9 (1), 9192 (2019).
  22. Han, Z., et al. Improving transgenesis efficiency and CRISPR-associated tools through codon optimization and native intron addition in Pristionchus nematodes. 유전학. 216 (4), 947-956 (2020).
  23. Adams, S., Pathak, P., Shao, H., Lok, J. B., Pires-daSilva, A. Liposome-based transfection enhances RNAi and CRISPR-mediated mutagenesis in non-model nematode systems. Scientific Reports. 9 (1), 483 (2019).
  24. Dulovic, A., Puller, V., Streit, A. Optimizing culture conditions for free-living stages of the nematode parasite Strongyloides ratti. Experimental Parasitology. 168, 25-30 (2016).
  25. Harvey, S. C., Gemmill, A. W., Read, A. F., Viney, M. E. The control of morph development in the parasitic nematode Strongyloides ratti. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 267 (1457), 2057-2063 (2000).
  26. Kim, A., Pyykko, I. Size matters: versatile use of PiggyBac transposons as a genetic manipulation tool. Molecular and Cellular Biochemistry. 354 (1-2), 301-309 (2011).
  27. Lok, J. B., Shao, H., Massey, H. C., Li, X. Transgenesis in Strongyloides and related parasitic nematodes: historical perspectives, current functional genomic applications and progress towards gene disruption and editing. Parasitology. 144 (3), 327-342 (2017).
  28. Farboud, B., Meyer, B. J. Dramatic enhancement of genome editing by CRISPR/Cas9 through improved guide RNA design. 유전학. 199 (4), 959-971 (2015).
  29. Cheong, M. C., et al. Identification of a nuclear receptor/coactivator developmental signaling pathway in the nematode parasite Strongyloides stercoralis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (8), 2021864118 (2021).
  30. Nolan, T. J., Megyeri, Z., Bhopale, V. M., Schad, G. A. Strongyloides stercoralis: the first rodent model for uncomplicated and hyperinfective strongyloidiasis, the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus). Journal of Infectious Diseases. 168 (6), 1479-1484 (1993).
  31. Li, X., et al. Transgenesis in the parasitic nematode Strongyloides ratti. Molecular and Biochemical Parasitology. 179 (2), 114-119 (2011).
  32. Viney, M. E. Exploiting the life cycle of Strongyloides ratti. Parasitology Today. 15 (6), 231-235 (1999).
  33. Stoltzfus, J. D., Massey, H. C., Nolan, T. J., Griffith, S. D., Lok, J. B. Strongyloides stercoralis age-1: a potential regulator of infective larval development in a parasitic nematode. PLoS ONE. 7 (6), 38587 (2012).
  34. Castelletto, M. L., Massey, H. C., Lok, J. B. Morphogenesis of Strongyloides stercoralis infective larvae requires the DAF-16 ortholog FKTF-1. PLoS Pathogens. 5 (4), 1000370 (2009).
  35. Douglas, B., et al. Transgenic expression of a T cell epitope in Strongyloides ratti reveals that helminth-specific CD4+ T cells constitute both Th2 and Treg populations. PLoS Pathogens. 17 (7), 1009709 (2021).

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Cite This Article
Castelletto, M. L., Hallem, E. A. Generating Transgenics and Knockouts in Strongyloides Species by Microinjection. J. Vis. Exp. (176), e63023, doi:10.3791/63023 (2021).

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