Summary

Detecteren Cortex Fragmenten Tijdens Bacteriële Spore Kiemkracht

Published: June 25, 2016
doi:

Summary

Herein, we describe a colorimetric assay to detect the presence of reducing sugars during bacterial spore germination.

Abstract

The process of endospore germination in Clostridium difficile, and other Clostridia, increasingly is being found to differ from the model spore-forming bacterium, Bacillus subtilis. Germination is triggered by small molecule germinants and occurs without the need for macromolecular synthesis. Though differences exist between the mechanisms of spore germination in species of Bacillus and Clostridium, a common requirement is the hydrolysis of the peptidoglycan-like cortex which allows the spore core to swell and rehydrate. After rehydration, metabolism can begin and this, eventually, leads to outgrowth of a vegetative cell. The detection of hydrolyzed cortex fragments during spore germination can be difficult and the modifications to the previously described assays can be confusing or difficult to reproduce. Thus, based on our recent report using this assay, we detail a step-by-step protocol for the colorimetric detection of cortex fragments during bacterial spore germination.

Introduction

Endospores metabolisch sluimerende vormen van bacteriën die het mogelijk maken bacteriën te volharden in ongunstige omgevingen. In veel sporenvormende bacteriën wordt spore vorming geïnduceerd door ontbering nutriënten maar dit proces kan worden geregeld door veranderingen in pH, blootstelling aan zuurstof of andere belastingen 1. Terwijl in hun metabolisch slapende spore vorm, bacteriën verzetten tegen UV-straling, uitdroging, hogere temperaturen en bevriezing 2. Het grootste deel van de kennis over de sporulatie proces komt uit studies in het model organisme, Bacillus subtilis. De sporulatie begint met DNA replicatie en de vorming van een axiaal filament 3,4. Een asymmetrisch septum verdeelt vervolgens de cel in twee ongelijke grootte compartimenten. Hoe groter compartiment, de moeder cel, overspoelt de kleinere compartiment, de forespore. Zowel de moeder cel en forespore coördineren genexpressie aan de spore en de moeder cel uiteindelijk lyseert rijpen, het loslaten van de dormant spore deze in het milieu 1.

De spore structuur en samenstelling is geconserveerd in vele soorten bacteriën. De spore kern heeft een lager watergehalte dan de vegetatieve cel en is rijk aan dipicolinezuur (DPA) 1,2. Tijdens spore vorming, is DPA gepompt in de spore kern in ruil voor water. Rondom de kern is een innerlijke spore membraan, waar in de meeste sporenvormende bacteriën, de receptoren die de kleine moleculen die de kieming (germinants) te stimuleren te herkennen zijn gelegen op 2. Gelegen net buiten binnenste membraan van de spore is een laag van celwand peptidoglycan. Een gespecialiseerde peptidoglycaanlaag (cortex) omgeeft de celwand peptidoglycan en bestaat uit veel van dezelfde componenten als celwand peptidoglycan [alternerende N-acetylglucosamine (NAG) en N-acetylmuraminezuur (NAM)]. Echter, circa 50% van de NAM residuen in de cortex omgezet naar muramic-δ-lactam 5,6 </sup>. Tijdens sporevorming worden deze muramic-δ-lactam residuen die door de spore cortex lytische enzymen (SCLEs), waardoor de cortex worden afgebroken (een proces dat cruciaal is kieming voltooid), maar niet de celwand. Rondom de cortex is een buitenste membraan en verschillende lagen van manteleiwitten 2.

Beheersing van het proces van kieming is van cruciaal belang voor de sporenvormende bacteriën. Kieming wordt gestart wanneer ontkiemende receptoren interageren met hun respectievelijke germinants 2. In veel sporenvormende bacteriën die germinants zijn aminozuren, suikers, nucleotiden, ionen of combinaties daarvan 2. C. difficile sporevorming wordt geïnitieerd door combinaties van bepaalde galzuren [bv taurocholinezuur (TA)] en aminozuren (bijvoorbeeld glycine) 7-10. Hoewel er verschillen tussen de C. difficile kieming route en de paden bestudeerd in andere sporenvormendebacteriën, zoals B. subtilis, voor alle is de absolute vereiste om de spore cortex degraderen om een vegetatieve cel te groeien van de gekiemde spore 2,8. Cortex afbraak kan door de SCLEs CwlJ / SleB (zoals in B. subtilis) of SLEC (zoals in veel Clostridia). Cortex hydrolyse reduceert de beperking op de celwand en spore. Dit maakt volledige kern rehydratatie, een noodzakelijke stap reactiveren veel van de eiwitten die nodig zijn voor cellulaire metabolisme 2.

Wanneer sporen ontkiemen kan de slapende spore verandert van een fase-heldere toestand naar een geleidelijk donkere toestand en dit proces worden gemeten door een verandering van de optische dichtheid (OD) bij 600 11 nm. Een eerdere rapport suggereert dat veel van deze verandering in OD door het vrijkomen van DPA uit de spore 12. Tijdens onze recente studie hebben we getracht de timing van C. vergelijken difficile spore kieming en bewaakt derelease van DPA en cortex fragmenten 9. Voor deze studie was het kritisch om de vrijlating van cortex fragmenten controleren zij begon te worden vrijgegeven door sporen ontkiemen.

De colorimetrische bepaling hier was gebaseerd op een werkwijze voor het detecteren van suikers met reducerende uiteinden ontwikkeld Ghuysen et al. 13. Omdat andere protocollen zijn beschreven voor de detectie van reducerende suikers of 14 hebben die protocollen 15 gewijzigd, kan de literatuur over dit onderwerp verwarrend. Hier hebben we detail een stap-voor-stap werkwijze voor de colorimetrische detectie van reducerende suikers vrijgemaakt ontkiemt C. difficile sporen. Hoewel deze studie maakt gebruik van C. difficile sporen, de reducerende suikers vrijkomt bij de kieming van sporen van andere sporenvormende bacteriën kunnen worden gedetecteerd met dit protocol 9,16,17.

Protocol

1. Het genereren van Monsters Heat activeren C. difficile sporen bij 65 ° C gedurende 30 min en op te slaan op ijs. Opmerking: C. difficile sporen kunnen worden geproduceerd en gezuiverd zoals eerder beschreven 7,9,10. Bereid de kieming oplossing X + 1 ml waarbij X het aantal te nemen monsters tijdens de test. Opmerking: De kieming oplossing is specifiek voor de soort bacteriën Spore bestudeerd. Voor het bepalen van C. difficile sporevorming, geb…

Representative Results

Tabel 1 toont typische resultaten met behulp NAG normen. De gegevens worden gebruikt om een standaardcurve te genereren. Tabel 2 toont typische resultaten van een assay kieming kieming buffer gesupplementeerd met 100 mM glycine en 10 mM TA (-kiemen bevorderen omstandigheden) of 100 mM glycine alleen (niet-kiemende omstandigheden). Aangezien TA, C. difficile sporen niet ontkiemen en er weinig verandering in de aanwezigheid van fragmenten cortex i…

Discussion

Bij stimulatie, sporen het kiemproces ondergaan verliezen hun resistentie eigenschappen zonder de noodzaak voor macromoleculaire synthese. Wanneer spore kieming wordt geactiveerd, de spore kern releases DPA in ruil voor water 2. Door de hoge DPA gehalte van de slapende spore, de spore kern onder hoge osmotische druk en de gespecialiseerde peptidoglycaan, cortex, helpt voorkomen dat de kern van zwelling door zich vermoedelijk als een belemmering voor uitbreiding 2.

De hi…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Het project beschreven wordt ondersteund door Award Nummer 5R01AI116895 van het Nationaal Instituut voor Allergie en Besmettelijke Ziekten. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en niet noodzakelijkerwijs het officiële standpunt van het Nationaal Instituut voor Allergie en Besmettelijke Ziekten en de National Institutes of Health.

Materials

2.0 mL screw cap tube USA scientific 1420-3700
p1000 eppendorf pippet Eppendorf
p200 eppendorf pippet Eppendorf
p20 eppendorf pippet Eppendorf
100-1250uL pipet tips VWR 89079-486
1-200uL pipet tips VWR 89079-458
N-acetyl-D-glucosamine Sigma A3286-25G
Hydrochloric Acid – 10N BDH-Aristar BDH3032-3.8LP
Acetic Anhydride Alfa Aesar L04295
Sodium Bicarbonate BDH BDH0280-500G
Potassium Tetraborate tetrahydrate Alfa Aesar 39435
Sodium Hydroxide BDH BDH8019-500G
4-(Dimethylamino)benzaldehyde Sigma 156477-100G
Saturated Phenol Fisher BP1750-400
2-Mercaptoethanol Aldrich M6250-100ML
SpectraMax M3 Molecular Devices
Acetic Acid, Glacial BDH BDH3098-3.8LP
Heated, Circulating Water Bath VWR Scientific Model 1136
Microtest 96 Falcon 353072 96 well clear tissue culture plates
Culture tubes VWR 89000-506
Lyophilizer
Heat Blocks
Vortex Machine

References

  1. Al-Hinai, M. A., Jones, S. W., Papoutsakis, E. T. The Clostridium sporulation programs: diversity and preservation of endospore differentiation. Microbiol Mol Biol Rev. 79, 19-37 (2015).
  2. Setlow, P. Germination of spores of Bacillus species: what we know and do not know. J Bacteriol. 196, 1297-1305 (2014).
  3. Tan, I. S., Ramamurthi, K. S. Spore formation in Bacillus subtilis. Environ Microbiol Rep. 6, 212-225 (2014).
  4. Fimlaid, K. A., Shen, A. Diverse mechanisms regulate sporulation sigma factor activity in the Firmicutes. Curr Opin Microbiol. 24, 88-95 (2015).
  5. Popham, D. L., Helin, J., Costello, C. E., Setlow, P. Analysis of the peptidoglycan structure of Bacillus subtilis endospores. J Bacteriol. 178, 6451-6458 (1996).
  6. Atrih, A., Zollner, P., Allmaier, G., Foster, S. J. Structural analysis of Bacillus subtilis 168 endospore peptidoglycan and its role during differentiation. J Bacteriol. 178, 6173-6183 (1996).
  7. Sorg, J. A., Sonenshein, A. L. Bile salts and glycine as cogerminants for Clostridium difficile spores. J. Bacteriol. 190, 2505-2512 (2008).
  8. Paredes-Sabja, D., Shen, A., Sorg, J. A. Clostridium difficile spore biology: sporulation, germination, and spore structural proteins. Trends Microbiol. 22 (7), (2014).
  9. Francis, M. B., Allen, C. A., Sorg, J. A. Spore cortex hydrolysis precedes DPA release during Clostridium difficile spore germination. J Bacteriol. 197 (14), (2015).
  10. Francis, M. B., Allen, C. A., Shrestha, R., Sorg, J. A. Bile acid recognition by the Clostridium difficile Germinant Receptor, CspC, is important for establishing infection. PLoS Pathog. 9, e1003356 (2013).
  11. Moir, A., Smith, D. A. The Genetics of bacterial spore germination. Annu. Rev. Microbiol. 44, 531-553 (1990).
  12. Zhang, P., Kong, L., Wang, G., Setlow, P., Li, Y. Q. Combination of Raman tweezers and quantitative differential interference contrast microscopy for measurement of dynamics and heterogeneity during the germination of individual bacterial spores. Journal of biomedical optics. 15, 056010 (2010).
  13. Ghuysen, J. -. M., Tipper, D. J., Strominger, J. L. Enzymes that degrade bacterial cell walls. Methods Enzymol. 8, 685-699 (1966).
  14. Park, J. T., Johnson, M. J. A submicrodetermination of glucose. J Biol Chem. 181, 149-151 (1949).
  15. Thompson, J. S., Shockman, G. D. A modification of the Park and Johnson reducing sugar determination suitable for the assay of insoluble materials: its application to bacterial cell walls. Anal Biochem. 22, 260-268 (1968).
  16. Paredes-Sabja, D., Setlow, P., Sarker, M. R. SleC is essential for cortex peptidoglycan hydrolysis during germination of spores of the pathogenic bacterium Clostridium perfringens. J Bacteriol. 191, 2711-2720 (2009).
  17. Paredes-Sabja, D., Sarker, M. R. Effect of the cortex-lytic enzyme SleC from non-food-borne Clostridium perfringens on the germination properties of SleC-lacking spores of a food poisoning isolate. Can J Microbiol. 56, 952-958 (2010).
  18. Hindle, A. A., Hall, E. A. Dipicolinic acid (DPA) assay revisited and appraised for spore detection. The Analyst. 124, 1599-1604 (1999).
  19. Kort, R., et al. Assessment of heat resistance of bacterial spores from food product isolates by fluorescence monitoring of dipicolinic acid release. Appl Environ Microbiol. 71, 3556-3564 (2005).
  20. Elson, L. A., Morgan, W. T. A colorimetric method for the determination of glucosamine and chondrosamine. The Biochemical journal. 27, 1824-1828 (1933).
  21. Ramirez, N., Abel-Santos, E. Requirements for germination of Clostridium sordellii spores in vitro. J. Bacteriol. 192, 418-425 (2010).
  22. Akoachere, M., et al. Indentification of an in vivo inhibitor of Bacillus anthracis spore germination. J. Biol. Chem. 282, 12112-12118 (2007).
  23. Duncan, C. L., Strong, D. H. Improved medium for sporulation of Clostridium perfringens. Appl Microbiol. 16, 82-89 (1968).
  24. Heffron, J. D., Lambert, E. A., Sherry, N., Popham, D. L. Contributions of four cortex lytic enzymes to germination of Bacillus anthracis spores. J Bacteriol. 192, 763-770 (2010).
  25. Meador-Parton, J., Popham, D. L. Structural analysis of Bacillus subtilis spore peptidoglycan during sporulation. J Bacteriol. 182, 4491-4499 (2000).
  26. Lambert, E. A., Popham, D. L. The Bacillus anthracis SleL (YaaH) protein is an N-acetylglucosaminidase involved in spore cortex depolymerization. J Bacteriol. 190, 7601-7607 (2008).
  27. Wang, S., Shen, A., Setlow, P., Li, Y. Q. Characterization of the Dynamic Germination of Individual Clostridium difficile Spores Using Raman Spectroscopy and Differential Interference Contrast Microscopy. J Bacteriol. 197, 2361-2373 (2015).

Play Video

Cite This Article
Francis, M. B., Sorg, J. A. Detecting Cortex Fragments During Bacterial Spore Germination. J. Vis. Exp. (112), e54146, doi:10.3791/54146 (2016).

View Video