Tail Vein Injection: Eine Methode zur Verabreichung von Krebszellen für metastatische Studien in einem Mausmodell

Beginnen Sie mit dem Hinzufügen von Trypsin in eine Petrischale, die markierte Brustkrebszellen enthält, um sie von der Oberfläche zu lösen. Fügen Sie ein Medium hinzu, das Serum enthält, um die Aktion von Trypsin zu stoppen. Übertragen Sie die Zellsuspension in ein konisches Rohr und zentrifugieren Sie sie in die Pelletzelle.

Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen in phosphatgepufferter Saline wieder aus. Legen Sie die Röhre auf Eis, um den Zellstoffwechsel zu verlangsamen. Laden Sie diese Zellsuspension mit der erforderlichen Zellmenge in eine Luer-Schlossspritze und fixieren Sie eine Nadel darauf.

Legen Sie eine Maus in ein Nagetier Restrainer mit seinem Schwanz außen. Tauchen Sie den Schwanz in warmes Wasser, um die Venen zu verdünnen. Es gibt zwei Venen an den Seiten und eine Arterie auf der ventralen Seite des Schwanzes. Wischen Sie den Schwanz mit Alkohol ab, setzen Sie die Nadel ein und injizieren Sie die Zellsuspension.

Einmal in der Blutbahn, die injizierten Krebszellen in Organe, wie die Lunge eindringen, und vermehren. Entfernen Sie die Nadel langsam und verwenden Sie eine sterile Gaze an der Injektionsstelle, um Druck auszuüben, um Blutungen zu stoppen. Bringen Sie die Maus in ihren Käfig zurück und sorgen Sie für eine vollständige Wiederherstellung. Im folgenden Protokoll zeigen wir die Injektion von markierten metastasierenden Krebszellen in ein Mausmodell zur Quantifizierung von Brustkrebsmetastasierung und Kolonisation.

Aspirieren Sie die Medien und spülen Sie die Zellplatten mit 1X PBS. Versuchen Sie die Zellen mit 5 Milliliter Trypsin pro 15-Zentimeter-Platte für zwei bis fünf Minuten und übertragen Sie alle Zellen in ein konisches Rohr. Waschen Sie die verbleibenden Zellen aus der Gewebekulturschale mit genügend vollständigen Wachstumsmedien, um das Trypsin zu löschen. Fügen Sie die Wäsche in das gleiche konische Rohr. Zählen Sie die Zellen mithilfe eines automatisierten Zellenzählers, um die Gesamtzahl der Zellen zu bestimmen.

Als nächstes zentrifugieren Sie die Zellen bei 122 mal G für drei Minuten und aspirieren Sie den Überstand. Setzen Sie die Zellen in 1X PBS in der gewünschten Konzentration aus. Hier werden 25.000 Zellen in 100 Mikroliter PBS in jede Maus injiziert, so dass die resuspendierten Zellen bei 250.000 Zellen pro Milliliter liegen. Halten Sie die Zellsuspensionen bis zur Injektion auf Eis.

Arbeiten in einer Haube in der Tieranlage, sanft, aber gründlich mischen die Zellen durch Invertieren der Röhre oder mit einer 1-Milliliter-Spritze, um sicherzustellen, dass sie gleichmäßig resuspendiert werden. Laden Sie nun eine 1-Milliliter Luer-Sperrspritze mit Zellsuspension und vertreiben überschüssige Luftblasen. Legen Sie eine 1/2-Zoll-Nadel mit 30-Spur-Nadel auf die Spritze mit der Abschrägung und vertreiben Sie Luftblasen.

Legen Sie die Maus vorsichtig in einen Nagetier-Restrainer. Die seitliche Schwanzvene sollte sichtbar und erweitert sein. Wenn nicht, kneifen Sie vorsichtig die Basis des Schwanzes und tauchen Sie den Schwanz in warmes Leitungswasser, um die Venen zu verdünnen. Verwenden Sie ein Alkoholtuch, um den Schwanz zu reinigen. Dann setzen Sie die Nadel in die Schwanzvene, abschrägen Seite nach oben, und injizieren 100 Mikroliter Zellsuspension. Wenn die Nadel richtig in die Vene eingeführt wird, sollte sie leicht nach vorne und hinten gleiten, und es sollte kein Widerstand vorhanden sein, wenn der Kolben gedrückt wird.

Erfolgreiche Injektionen sollten auch zu einem Flush führen, bei dem die blaue Farbe der Vene für einige Sekunden nach der Injektion weiß wird. Entfernen Sie die Nadel langsam und setzen Sie mit einer sterilen Gaze Druck auf die Injektionsstelle, um Blutungen zu stoppen. Bringen Sie die Maus in ihren Käfig und Monitor für 15 Minuten, um eine vollständige Wiederherstellung zu gewährleisten.