Este método implica la utilización de datos de diagnóstico clínico para pacientes con cáncer de próstata con el fin de guiar los procedimientos de muestreo, cuando el tejido biobancario después de la prostatectomía radical. Esto supera los problemas con los métodos publicados anteriormente en torno a la eficiencia y la disponibilidad de tejido fresco para una gama más amplia de aplicaciones posteriores.
Los métodos anteriores para biobanca de tejido prostático, después de la prostatectomía radical, generalmente implicaban muestreo aleatorio. Con el fin de aumentar la eficiencia, y permitir una mayor gama de aplicaciones aguas abajo, se desarrolló un método más específico de muestreo de tejido prostático. Aquí utilizamos tanto la resonancia magnética (RM) como los datos de biopsia para apuntar a áreas específicas del órgano para el muestreo. El método implica el uso de un dispositivo de corte de próstata publicado previamente que elimina una rebanada transversal de 5 mm de una región predeterminada de la próstata, seguido por la eliminación de biopsias de punzonado de 6 mm de áreas predeterminadas de esta rebanada. Estas muestras pueden almacenarse congeladas o fijas para fines de biobanca, o utilizarse de forma fresca inmediatamente con un 70% de confianza en el contenido tumoral, en comparación con el 10% de confianza del enfoque de muestreo aleatorio. Esto permite el uso de todas las técnicas estándar aguas abajo como la genómica, la proteómica o el trabajo histológico, pero también el trabajo que requiere tejido fresco como imágenes de tejidos vivos o cultivo ex vivo.
El acceso a tejido de cáncer de próstata humano de alta calidad es un requisito clave para impulsar la investigación eficaz en el campo. Hay una serie de métodos existentes para tomar muestras de tejido prostático después de la prostatectomía radical para la investigación. Por lo general, estos implican el uso de biopsias de punzonado para tomar muestras aleatorias de una rebanada fresca, congelada o fija de tejido prostático, y confirmar retrospectivamente si el tumor está presente o no en cada muestra por hematoxilina y eosina (H&E) según lo evaluado por un uropatólogo1,2,3,4,5. Una revisión reciente ha compilado una visión general de estos métodos existentes6. Estos métodos son útiles para ciertas aplicaciones posteriores, donde el tejido puede almacenarse y evaluarse para el contenido tumoral en una fecha posterior, como análisis genómicos a gran escala como el Consorcio Internacional del Genoma del Cáncer (ICGC) y el Atlas del Genoma del Cáncer (TCGA) 4,7. Sin embargo, estos métodos podrían mejorarse si usemos imágenes por resonancia magnética (RM) y/o datos de biopsia para apuntar a áreas específicas de la próstata para el muestreo. Esto mejoraría la metodología de dos maneras; en primer lugar, reduciendo el número de muestras de tejido recogidas, aumentando la eficiencia y reduciendo la presión sobre los departamentos de patología y el costo de almacenamiento, y en segundo lugar, permitiendo que el tejido fresco se utilice inmediatamente sin necesidad de confirmación inmediata de contenido tumoral, para nuevas tecnologías de vanguardia como imágenes de tejidos vivos, generación de organoides o cultivo ex vivo. Esta necesidad de investigación ha llevado al desarrollo del método PEOPLE (PatiEnt prOstate samPLes for rEsearch), y los resultados de los primeros 84 casos biofinanciados con PERSONAS se publicaron recientemente8. También se ha publicado una variación de este método con un aparato de corte impreso tridimensional (3D) y un molde específico del paciente, con el fin de facilitar la RMN ex vivo en el tejido de pre y post-fijación9,10.
Los pasos críticos dentro de este protocolo incluyen la identificación de la región tumoral para el muestreo, la medición de la próstata y el muestreo de tejido. En primer lugar, la medición de la RMN para identificar el área correcta del muestreo es clave. Demostramos este método en el video que lo acompaña; sin embargo, también recomendamos confirmar las mediciones con un radiólogo en primera instancia. Notas clínicas claras que apuntan al investigador hacia el área de las imágenes de RMN que contiene la lesión de índice son ideales. En segundo lugar, la medición de la próstata debe llevarse a cabo con cuidado, asegurando que la regla se mantiene en un ángulo para medir la longitud completa de la base al ápice, paralela a la anterior de la próstata. En tercer lugar, las áreas tumorales deben confirmarse antes del muestreo inspeccionando visualmente la rebanada de tejido en relación con la imagen original de la RMN, palpando el tejido (en algunos casos el área del tumor puede sentirse más densa) y evaluando visualmente el color del tejido (en algunos casos en que el tumor aparecerá más pálido que el tejido benigno circundante).
Este protocolo ha sido llevado a cabo en su totalidad en UCL/UCLH por investigadores postdoctorales no clínicos, un becario de patología, consultores de patología y técnicos de investigación. En nuestra experiencia, todos los pasos del protocolo se pueden aprender en menos de diez casos, independientemente de sus antecedentes técnicos. Sin embargo, recomendamos la capacitación de un radiólogo con respecto a la medición de la RMN y la capacitación de un patólogo con respecto al corte en primera instancia. El protocolo se puede modificar utilizando un controlador de corte impreso en 3D, como se publicó anteriormente10.
Las posibles limitaciones de la técnica incluyen el riesgo de impedir el diagnóstico. Cortar la próstata es un paso clave, lo que podría impedir la calificación o las tasas de margen positivo si se hace incorrectamente. Hay dos problemas potenciales aquí. En primer lugar, si toda la lesión de índice se elimina y se utiliza para la experimentación de tejido fresco inmediatamente, no se llevarán a cabo diagnósticos clínicos de rutina para esta lesión y el paciente puede ser diagnosticado erróneamente como que tiene un cáncer de grado inferior. Para evitar esto, el investigador debe discutir el plan de muestreo con el patólogo consultor que revisará rutinariamente el caso, antes del muestreo, y acordará el número y la ubicación de las muestras que se tomarán. Los tumores pequeños pueden excluirse localmente por esta razón. En segundo lugar, si la cápsula prostática no se fija correctamente a la tabla de corcho antes de la fijación, esto podría permitir que el tejido interno se abulte hacia afuera durante la fijación, alterando los márgenes quirúrgicos. Esto podría conducir a un margen falso positivo, donde el tumor restante parece residir en la cápsula debido exclusivamente a la deformación del tejido.
La importancia de esta técnica con respecto a los métodos existentes radica principalmente en la segmentación de tumores. Una serie de métodos para el muestreo de muestras de prostatectomía radical se ha publicado hasta la fecha; sin embargo, todos ellos se basan en un enfoque de muestreo total o parcialmente aleatorio1,2,3,4,5,6,7. El uso de biopsia y, en particular, datos de RMN aquí ha mejorado la eficiencia, lo que permite reducir el muestreo con mayor confianza en la obtención de tejido tumoral8.
Las aplicaciones futuras de este método permiten la adopción de una gama más amplia de técnicas posteriores que con los métodos de muestreo anteriores. Por ejemplo, la disponibilidad de tejido fresco que tiene una alta probabilidad de ser tumor significa que se pueden utilizar técnicas de tejido fresco más costosas y/o intensivas en mano de obra, ya que no se requieren muchas muestras para garantizar la presencia de tumor. Esto puede incluir y no se limita a, cultivo ex vivo, resonancia magnética ex vivo, imágenes avanzadas y transcriptomica.
The authors have nothing to disclose.
Los autores desean reconocer a Prostate Cancer UK por financiar SH en el marco del Centro de Excelencia y Premio de Viaje para el Cáncer de Próstata (TLD-PF16-004) y HP bajo INNOVATE (PG14-018-TR2). Este trabajo fue apoyado por investigadores del National Institute for Health Research University College London Hospitals Biomedical Research Centre.
6 mm biopsy punch | Fisher Scientific | 13404607 | Disposable biopsy punches for removing 6 mm tissue samples |
Black Ink | Leica Biosystems | 3801753 | Tissue marking & margin dye |
Blue Ink | Leica Biosystems | 3801751 | Tissue marking & margin dye |
Chainmail hand glove | Arco | 1456803 | Chainmail gloves to protect hand during slicing |
Cork board | Fisher Scientific | 12396447 | Cork board for pinning prostate to following sampling procedure |
Needles | SLS (Scientific Laboratory supplies) | SYR6112 | Sterile needles to use to pin tissue to cork board following sampling |
Prostate slicing aparatus | Insitute of Cancer Research, London | NA – must be obtained under MTA | A kit containing the slicer handle, blades, spacer, base, walls and pins |