JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

الأيض الشرياني الوريدي لقياس تبادل الأيض في الجسم الحي في الأنسجة الدهنية البنية

Published: October 06, 2023
doi:
10.3791/66012
, , , , , , ,
1Department of Biological Sciences,Sungkyunkwan University (SKKU), 2Department of Biochemistry, College of Natural Sciences,Chungnam National University, 3Department of Biotechnology, College of Life Sciences and Biotechnology,Korea University

Summary

في هذا البروتوكول ، يتم تحديد الطرق ذات الصلة بالأيض الشرياني الوريدي المحسن BAT باستخدام GC-MS في نموذج الماوس. تسمح هذه الطرق باكتساب رؤى قيمة في تبادل المستقلب بوساطة BAT على مستوى الكائن الحي.

Abstract

تلعب الأنسجة الدهنية البنية (BAT) دورا مهما في تنظيم التوازن الأيضي من خلال عملية فريدة لإنفاق الطاقة تعرف باسم توليد الحرارة غير المرتجف. لتحقيق ذلك، تستخدم BAT قائمة متنوعة من العناصر الغذائية المتداولة لدعم الطلب الأيضي المرتفع. بالإضافة إلى ذلك ، تفرز BAT العوامل النشطة بيولوجيا المشتقة من الأيض والتي يمكن أن تكون بمثابة وقود أيضي أو جزيئات إشارة ، مما يسهل الاتصال داخل الأنسجة بوساطة BAT و / أو الاتصال بين الأنسجة. هذا يشير إلى أن BAT تشارك بنشاط في تبادل الأيض النظامي ، وهي ميزة مثيرة للاهتمام بدأ استكشافها. هنا ، نقدم بروتوكولا ل BAT تحسين الأيض الشرياني الوريدي على مستوى الماوس الحي . يركز البروتوكول على الطرق ذات الصلة للتحفيز الحراري وتقنية أخذ عينات الدم الشرياني الوريدي باستخدام وريد سولزر ، الذي يستنزف بشكل انتقائي الدم الوريدي المشتق من BAT والدم الشرياني الجهازي. بعد ذلك ، يتم عرض بروتوكول الأيض القائم على كروماتوغرافيا الغاز باستخدام عينات الدم هذه. وينبغي أن يؤدي استخدام هذه التقنية إلى توسيع نطاق فهم تبادل الأيضات التي تنظمها أفضل التقنيات المتاحة على المستوى المشترك بين الأعضاء عن طريق قياس صافي امتصاص وإطلاق المستقلبات بواسطة أفضل التقنيات المتاحة.

Introduction

تمتلك الأنسجة الدهنية البنية (BAT) خاصية فريدة لإنفاق الطاقة تعرف باسم توليد الحرارة غير المرتعش (NST) ، والتي تتضمن كلا من البروتينات المعتمدة على فصل الميتوكوندريا 1 (UCP1) والآليات المستقلة عن UCP11،2،3،4،5. هذه الخصائص المميزة تورط BAT في تنظيم التمثيل الغذائي الجهازي والتسبب في أمراض التمثيل الغذائي ، بما في ذلك السمنة ومرض السكري من النوع 2 وأمراض القلب والأوعية الدموية ودنف السرطان6،7،8. أظهرت الدراسات الحديثة بأثر رجعي وجود ارتباط عكسي بين كتلة BAT و / أو نشاطها الأيضي مع السمنة وارتفاع السكر في الدم وصحة القلب والأوعية الدموية لدى البشر9،10،11.

في الآونة الأخيرة ، تم اقتراح BAT كحوض استقلابي مسؤول عن الحفاظ على NST ، لأنه يتطلب كميات كبيرة من العناصر الغذائية المتداولة كوقود حراري 6,7. علاوة على ذلك ، يمكن ل BAT توليد وإطلاق عوامل نشطة بيولوجيا ، يشار إليها باسم adipokines البنية أو BATokines ، والتي تعمل كإشارات للغدد الصماء و / أو paracrine ، مما يشير إلى مشاركتها النشطة في التوازن الأيضي على مستوى الأنظمة12،13،14،15. لذلك ، فإن فهم استقلاب المغذيات في BAT يجب أن يعزز فهمنا لأهميتها الفيزيولوجية المرضية في البشر ، بما يتجاوز دورها التقليدي كجهاز منظم للحرارة.

وقد أدت الدراسات الأيضية التي تستخدم مقتفيات النظائر المستقرة، بالاقتران مع الدراسات التقليدية لامتصاص المغذيات باستخدام المقتفيات الإشعاعية غير القابلة للاستقلاب إلى تحسين فهمنا للمغذيات التي تمتصها أفضل التقنيات المتاحة بشكل تفضيلي وكيفية استخدامها16،17،18،19،20،21،22،23،24،25، 26,27. على سبيل المثال ، أظهرت دراسات التتبع الإشعاعي أن BAT المنشط على البارد يمتص الجلوكوز والأحماض الدهنية المرتبطة بالبروتين الدهني والأحماض الأمينية متفرعة السلسلة16،17،18،19،20،21،22،23،27. سمح لنا تتبع النظائر الحديثة جنبا إلى جنب مع الدراسات الأيضية بقياس المصير الأيضي وتدفق هذه العناصر الغذائية داخل الأنسجة والخلايا المستزرعة24،25،26،28،29،30. ومع ذلك ، تركز هذه التحليلات في المقام الأول على الاستخدام الفردي للمغذيات ، مما يترك لنا معرفة محدودة بأدوار BAT على مستوى الأنظمة في تبادل مستقلب الأعضاء. ولا تزال الأسئلة المتعلقة بالسلسلة المحددة من المغذيات المتداولة التي تستهلكها أفضل التقنيات المتاحة ومساهماتها الكمية من حيث الكربون والنيتروجين بعيدة المنال. بالإضافة إلى ذلك ، فإن استكشاف ما إذا كان BAT يمكن أن يولد ويطلق BATokines المشتقة من الأيض (على سبيل المثال ، الليبوكينات) باستخدام العناصر الغذائية قد بدأ للتو12،13،14،15،31،32.

تحليل الدم الشرياني الوريدي هو نهج فسيولوجي كلاسيكي يستخدم لتقييم امتصاص أو إطلاق الجزيئات المتداولة في الأعضاء / الأنسجة. تم تطبيق هذه التقنية سابقا على BAT بين الكتفين للفئران لقياس الأكسجين والعديد من المستقلبات ، وبالتالي إنشاء BAT كموقع رئيسي للتوليد الحراري التكيفي مع إمكاناته التقويضية33،34،35،36،37. في الآونة الأخيرة ، اقترنت دراسة شريانية وريدية باستخدام BAT بين كتفي الفئران بنهج عبر omics ، مما أدى إلى تحديد BATokines غير المكتشفة التي أطلقتها BAT38 المحفزة حراريا.

أدت التطورات الحديثة في علم الأيض القائم على كروماتوغرافيا الغاز عالية الحساسية والكروماتوغرافيا السائلة (GC-MS و LC-MS) إلى إعادة الاهتمام بالدراسات الشريانية الوريدية للتحليل الكمي لتبادل المستقلب الخاص بالأعضاء39،40،41. تتيح هذه التقنيات ، بقدرتها العالية على التحليل ودقة الكتلة ، التحليل الشامل لمجموعة واسعة من المستقلبات باستخدام كميات عينات صغيرة.

تماشيا مع هذه التطورات ، نجحت دراسة حديثة في تكييف الأيض الشرياني الوريدي لدراسة أفضل التقنيات المتاحة على مستوى الماوس ، مما مكن من التحليل الكمي لأنشطة تبادل الأيض في أفضل التقنيات المتاحة في ظل ظروف مختلفة42. تقدم هذه المقالة بروتوكول الأيض الشرياني الوريدي المستهدف باستخدام GC-MS في نموذج الماوس C57BL / 6J.

Protocol

أجريت جميع التجارب بموافقة اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة Sungkyunkwan (IACUC). تم إيواء الفئران في منشأة حيوانية معتمدة من IACUC تقع في غرفة نظيفة عند 22 درجة مئوية ورطوبة 45٪ ، بعد دورة ضوء / ظلام يومية مدتها 12 ساعة. تم الاحتفاظ بها في رفوف جيدة التهوية وكان لديهم إمكانية الوصول إلى نظام غذائي ?…

Representative Results

يوضح الشكل 1 المخطط التجريبي لاستقلاب AV المحسن ل BAT. كما هو مذكور في قسم البروتوكول ، للحصول على الأنسجة الدهنية البنية المحفزة بشكل تفاضلي ، تخضع الفئران للتأقلم في درجة الحرارة باستخدام حاضنات القوارض أو تتلقى الإدارة الدوائية مثل ناهضات مستقبلات β الأدرينالية. بعد ذلك ،…

Discussion

تتمثل إحدى الخطوات الحاسمة في فهم الإمكانات الأيضية لأفضل التقنيات المتاحة في توازن طاقة الجسم بالكامل في تحديد العناصر الغذائية التي يستهلكها ، وكيفية معالجتها الأيضية ، وما هي المستقلبات التي يتم إطلاقها في الدورة الدموية. يقدم هذا البروتوكول تقنية متخصصة لأخذ العينات الشريانية الور?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نشكر جميع أعضاء مختبرات تشوي وجونغ على المناقشة المنهجية. نشكر C. Jang و D. Guertin على المشورة والتعليقات. نشكر M.S. Choi على القراءة النقدية للمخطوطة. تم تمويل هذا العمل من قبل NRF-2022R1C1C1012034 إلى S.M.J. ؛ NRF-2022R1C1C1007023 إلى DWC ؛ NRF-2022R1A4A3024551 إلى S.M.J. و D.W.C. تم دعم هذا العمل من قبل جامعة Chungnam الوطنية ل WTK تم إنشاء الشكل 1 والشكل 2 باستخدام BioRender (http://biorender.com/).

Materials

0.5-20 µL Filter Tips Axygen AX.TF-20-R-S
1 mL Syringe with attached needle – 26 G 5/8" BD Biosciences 309597
Agilent 5977B GC/MSD (mass selective detector) Agilent G7077B
Agilent 7693A Autosampler Agilent G4513A
Agilent 8890 GC System Agilent G3542A
Agilent J&W GC column (Capilary column) HP-5MS UI Agilent 19091S-433UI
Agilent MassHunter Workstation software_MS Quantitative analysis(Quant-My-way) Agilent G3335-90240
C57BL/6J mouse DBL C57BL/6JBomTac
CentriVap -50 °C Cold Trap (with Stainless steel Lid) LABCONCO  7811041
DL-Norvaline Sigma-Aldrich N7502-25G
Eppendorf centrifuge 5430R Eppendorf 5428000210
Eppendorf Safe-Lock Tubes 1.5 mL Eppendorf 30120086
Glass insert 250 μL  Agilent 5181-1270
Methanol (LC-MS grade) Sigma-Aldrich Q34966-1L
Methoxyamine hydrochloride Sigma-Aldrich 226904-5G
Microvette 200 Serum, 200 µL, cap red, flat base Sarstedt 20.1290.100
MTBSTFA Sigma-Aldrich 394882-100ML
Pyridine(anhydrous, 99.8%) Sigma-Aldrich 270970-100ML
Refrigerated CentriVap Complete Vaccum Concentrators LABCONCO  7310041
Rodent diet SAFE SAFE R+40-10
Rodent incubator Power scientific RIT33SD
Ultra-Fine Pen Needles – 29 G 1/2" BD Biosciences 328203
Vial Cap 9 mm Agilent 5190-9067
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL Agilent 5190-9063
Vial, ambr scrw wrtn 2 mL+A2:C40 Axygen PCR-02-C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cannon, B., Nedergaard, J. Brown adipose tissue: function and physiological significance. Physiol Rev. 84 (1), 277-359 (2004).
  2. Ikeda, K., et al. UCP1-independent signaling involving SERCA2b-mediated calcium cycling regulates beige fat thermogenesis and systemic glucose homeostasis. Nat Med. 23 (12), 1454-1465 (2017).
  3. Kazak, L., et al. A creatine-driven substrate cycle enhances energy expenditure and thermogenesis in beige fat. Cell. 163 (3), 643-655 (2015).
  4. Rahbani, J. F., et al. Creatine kinase B controls futile creatine cycling in thermogenic fat. Nature. 590 (7846), 480-485 (2021).
  5. Ukropec, J., Anunciado, R. P., Ravussin, Y., Hulver, M. W., Kozak, L. P. UCP1-independent thermogenesis in white adipose tissue of cold-acclimated Ucp1-/- mice. J Biol Chem. 281 (42), 31894-31908 (2006).
  6. Chen, K. Y., et al. Opportunities and challenges in the therapeutic activation of human energy expenditure and thermogenesis to manage obesity. J Biol Chem. 295 (7), 1926-1942 (2020).
  7. Wolfrum, C., Gerhart-Hines, Z. Fueling the fire of adipose thermogenesis. Science. 375 (6586), 1229-1231 (2022).
  8. Seki, T., et al. Brown-fat-mediated tumour suppression by cold-altered global metabolism. Nature. 608 (7922), 421-428 (2022).
  9. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  10. Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
  11. Yoneshiro, T., et al. Recruited brown adipose tissue as an antiobesity agent in humans. J Clin Invest. 123 (8), 3404-3408 (2013).
  12. Villarroya, F., Cereijo, R., Villarroya, J., Giralt, M. Brown adipose tissue as a secretory organ. Nat Rev Endocrinol. 13 (1), 26-35 (2017).
  13. Villarroya, J., et al. New insights into the secretory functions of brown adipose tissue. J Endocrinol. 243 (2), R19-R27 (2019).
  14. Scheele, C., Wolfrum, C. Brown adipose crosstalk in tissue plasticity and human metabolism. Endocr Rev. 41 (1), 53-65 (2020).
  15. Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nat Rev Endocrinol. 15 (9), 507-524 (2019).
  16. Nedergaard, J., Bengtsson, T., Cannon, B. Unexpected evidence for active brown adipose tissue in adult humans. Am J Physiol Endocrinol Metab. 293 (2), E444-E452 (2007).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. N Engl J Med. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  19. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. N Engl J Med. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  20. Saito, M., et al. High incidence of metabolically active brown adipose tissue in healthy adult humans: effects of cold exposure and adiposity. Diabetes. 58 (7), 1526-1531 (2009).
  21. Labbe, S. M., et al. In vivo measurement of energy substrate contribution to cold-induced brown adipose tissue thermogenesis. FASEB J. 29 (5), 2046-2058 (2015).
  22. Yoneshiro, T., et al. BCAA catabolism in brown fat controls energy homeostasis through SLC25A44. Nature. 572 (7771), 614-619 (2019).
  23. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. J Clin Invest. 122 (2), 545-552 (2012).
  24. Jung, S. M., et al. In vivo isotope tracing reveals the versatility of glucose as a brown adipose tissue substrate. Cell Rep. 36 (4), 109459 (2021).
  25. Wang, Z., et al. Chronic cold exposure enhances glucose oxidation in brown adipose tissue. EMBO Rep. 21 (11), e50085 (2020).
  26. Hui, S., et al. Quantitative fluxomics of circulating metabolites. Cell Metab. 32 (4), 676-688 (2020).
  27. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  28. Held, N. M., et al. Pyruvate dehydrogenase complex plays a central role in brown adipocyte energy expenditure and fuel utilization during short-term beta-adrenergic activation. Sci Rep. 8 (1), 9562 (2018).
  29. Panic, V., et al. Mitochondrial pyruvate carrier is required for optimal brown fat thermogenesis. Elife. 9, e52558 (2020).
  30. Winther, S., et al. Restricting glycolysis impairs brown adipocyte glucose and oxygen consumption. Am J Physiol Endocrinol Metab. 314 (3), E214-E223 (2018).
  31. Lynes, M. D., et al. The cold-induced lipokine 12,13-diHOME promotes fatty acid transport into brown adipose tissue. Nat Med. 23 (5), 631-637 (2017).
  32. Shamsi, F., Wang, C. H., Tseng, Y. H. The evolving view of thermogenic adipocytes – ontogeny, niche and function. Nat Rev Endocrinol. 17 (12), 726-744 (2021).
  33. Trayhurn, P. Fatty acid synthesis in vivo in brown adipose tissue, liver and white adipose tissue of the cold-acclimated rat. FEBS Lett. 104 (1), 13-16 (1979).
  34. Foster, D. O., Frydman, M. L., Usher, J. R. Nonshivering thermogenesis in the rat. I. The relation between drug-induced changes in thermogenesis and changes in the concentration of plasma cyclic AMP. Can J Physiol Pharmacol. 55 (1), 52-64 (1977).
  35. Foster, D. O., Frydman, M. L. Nonshivering thermogenesis in the rat. II. Measurements of blood flow with microspheres point to brown adipose tissue as the dominant site of the calorigenesis induced by noradrenaline. Can J Physiol Pharmacol. 56 (1), 110-122 (1978).
  36. Foster, D. O., Frydman, M. L. Tissue distribution of cold-induced thermogenesis in conscious warm- or cold-acclimated rats reevaluated from changes in tissue blood flow: the dominant role of brown adipose tissue in the replacement of shivering by nonshivering thermogenesis. Can J Physiol Pharmacol. 57 (3), 257-270 (1979).
  37. Lopez-Soriano, F. J., Alemany, M. Effect of cold-temperature exposure and acclimation on amino acid pool changes and enzyme activities of rat brown adipose tissue. Biochim Biophys Acta. 925 (3), 265-271 (1987).
  38. Cereijo, R., et al. CXCL14, a brown adipokine that mediates brown-fat-to-macrophage communication in thermogenic adaptation. Cell Metab. 28 (5), 750-763 (2018).
  39. Jang, C., Chen, L., Rabinowitz, J. D. Metabolomics and Isotope Tracing. Cell. 173 (4), 822-837 (2018).
  40. Murashige, D., et al. Comprehensive quantification of fuel use by the failing and nonfailing human heart. Science. 370 (6514), 364-368 (2020).
  41. Jang, C., et al. Metabolite exchange between mammalian organs quantified in pigs. Cell Metab. 30 (3), 594-606 (2019).
  42. Park, G., et al. Quantitative analysis of metabolic fluxes in brown fat and skeletal muscle during thermogenesis. Nat Metab. 5 (7), 1204-1220 (2023).
  43. Skop, V., Xiao, C., Liu, N., Gavrilova, O., Reitman, M. L. The effects of housing density on mouse thermal physiology depend on sex and ambient temperature. Mol Metab. 53, 101332 (2021).
  44. Himms-Hagen, J., et al. Effect of CL-316,243, a thermogenic beta 3-agonist, on energy balance and brown and white adipose tissues in rats. Am J Physiol. 266 (4 Pt 2), R1371-R1382 (1994).
  45. Mottillo, E. P., et al. Coupling of lipolysis and de novo lipogenesis in brown, beige, and white adipose tissues during chronic beta3-adrenergic receptor activation. J Lipid Res. 55 (11), 2276-2286 (2014).
  46. Smith, R. E., Roberts, J. C. Thermogenesis of brown adipose tissue in cold-acclimated rats. Am J Physiol. 206, 143-148 (1964).
  47. Mestres-Arenas, A., Cairo, M., Peyrou, M., Villarroya, F. Blood sampling for arteriovenous difference measurements across interscapular brown adipose tissue in rat. Methods Mol Biol. 2448, 273-282 (2022).
  48. Yu, Z., et al. Differences between human plasma and serum metabolite profiles. PLoS One. 6 (7), e21230 (2011).
  49. Kaluarachchi, M., et al. A comparison of human serum and plasma metabolites using untargeted (1)H NMR spectroscopy and UPLC-MS. Metabolomics. 14 (3), 32 (2018).
  50. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat Protoc. 2 (11), 2692-2703 (2007).
  51. Gonzalez-Dominguez, R., Gonzalez-Dominguez, A., Sayago, A., Fernandez-Recamales, A. Recommendations and best practices for standardizing the pre-analytical processing of blood and urine samples in metabolomics. Metabolites. 10 (6), 229 (2020).
  52. Jung, S. M., et al. Stable isotope tracing and metabolomics to study in vivo brown adipose tissue metabolic fluxes. Methods Mol Biol. 2448, 119-130 (2022).
  53. Ngo, J., et al. Mitochondrial morphology controls fatty acid utilization by changing CPT1 sensitivity to malonyl-CoA. EMBO J. 42 (11), e111901 (2023).
  54. Yoo, H. J., et al. MsrB1-regulated GAPDH oxidation plays programmatic roles in shaping metabolic and inflammatory signatures during macrophage activation. Cell Rep. 41 (6), 111598 (2022).
  55. Straw, J. A., Fregly, M. J. Evaluation of thyroid and adrenal-pituitary function during cold acclimation. J Appl Physiol. 23 (6), 825-830 (1967).
  56. Silva, J. E., Larsen, P. R. Potential of brown adipose tissue type II thyroxine 5′-deiodinase as a local and systemic source of triiodothyronine in rats. J Clin Invest. 76 (6), 2296-2305 (1985).
  57. Wilkerson, J. E., Raven, P. B., Bolduan, N. W., Horvath, S. M. Adaptations in man’s adrenal function in response to acute cold stress. J Appl Physiol. 36 (2), 183-189 (1974).
  58. Wagner, J. A., Horvath, S. M., Kitagawa, K., Bolduan, N. W. Comparisons of blood and urinary responses to cold exposures in young and older men and women. J Gerontol. 42 (2), 173-179 (1987).
  59. Lee, P., et al. Mild cold exposure modulates fibroblast growth factor 21 (FGF21) diurnal rhythm in humans: relationship between FGF21 levels, lipolysis, and cold-induced thermogenesis. J Clin Endocrinol Metab. 98 (1), E98-E102 (2013).
  60. Ameka, M., et al. Liver derived FGF21 maintains core body temperature during acute cold exposure. Sci Rep. 9 (1), 630 (2019).
  61. Shimano, M., Ouchi, N., Walsh, K. Cardiokines: recent progress in elucidating the cardiac secretome. Circulation. 126 (21), e327-e332 (2012).
  62. Planavila, A., Fernandez-Sola, J., Villarroya, F. Cardiokines as modulators of stress-induced cardiac disorders. Adv Protein Chem Struct Biol. 108, 227-256 (2017).
  63. Dettmer, K., Aronov, P. A., Hammock, B. D. Mass spectrometry-based metabolomics. Mass Spectrom Rev. 26 (1), 51-78 (2007).
  64. Lu, W., et al. Metabolite measurement: pitfalls to avoid and practices to follow. Annu Rev Biochem. 86, 277-304 (2017).
  65. Collins, S. L., Koo, I., Peters, J. M., Smith, P. B., Patterson, A. D. Current challenges and recent developments in mass spectrometry-based metabolomics. Annu Rev Anal Chem (Palo Alto Calif). 14 (1), 467-487 (2021).
  66. Beale, D. J., et al. Review of recent developments in GC-MS approaches to metabolomics-based research). Metabolomics. 14 (11), 152 (2018).
  67. Bae, H., Lam, K., Jang, C. Metabolic flux between organs measured by arteriovenous metabolite gradients. Exp Mol Med. 54 (9), 1354-1366 (2022).
  68. Paulus, A., Drude, N., van Marken Lichtenbelt, W., Mottaghy, F. M., Bauwens, M. Brown adipose tissue uptake of triglyceride-rich lipoprotein-derived fatty acids in diabetic or obese mice under different temperature conditions. EJNMMI Res. 10 (1), 127 (2020).
  69. Ohlson, K. B., Mohell, N., Cannon, B., Lindahl, S. G., Nedergaard, J. Thermogenesis in brown adipocytes is inhibited by volatile anesthetic agents. A factor contributing to hypothermia in infants. Anesthesiology. 81 (1), 176-183 (1994).
  70. Ohlson, K. B., et al. Inhibitory effects of halothane on the thermogenic pathway in brown adipocytes: localization to adenylyl cyclase and mitochondrial fatty acid oxidation. Biochem Pharmacol. 68 (3), 463-477 (2004).
  71. Ohlson, K. B., Lindahl, S. G., Cannon, B., Nedergaard, J. Thermogenesis inhibition in brown adipocytes is a specific property of volatile anesthetics. Anesthesiology. 98 (2), 437-448 (2003).

Tags

Arteriovenous MetabolomicsMetabolite ExchangeEnergy ExpenditureThermogenesisMouse ModelGas Chromatography-based Metabolomics

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Lee, S., Lim, G., Kim, S., Kim, H., Roh, Y. J., Kim, W., Choi, D. W., Jung, S. M. Arteriovenous Metabolomics to Measure In Vivo Metabolite Exchange in Brown Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (200), e66012, doi:10.3791/66012 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image