Aquí, presentamos un flujo de trabajo rápido y rentable para caracterizar los genomas del virus de la rabia (RABV) utilizando tecnología de nanoporos. El flujo de trabajo está destinado a apoyar la vigilancia genómica a nivel local, proporcionando información sobre los linajes circulantes del RABV y su ubicación dentro de las filogenias regionales para guiar las medidas de control de la rabia.
Los datos genómicos se pueden utilizar para rastrear la transmisión y la propagación geográfica de enfermedades infecciosas. Sin embargo, la capacidad de secuenciación necesaria para la vigilancia genómica sigue siendo limitada en muchos países de ingresos bajos y medianos, donde la rabia transmitida por perros y/o la rabia transmitida por animales silvestres, como los murciélagos vampiros, plantea importantes problemas económicos y de salud pública. Presentamos aquí un flujo de trabajo rápido y asequible de muestra, secuencia e interpretación utilizando la tecnología de nanoporos. Se describen brevemente los protocolos para la recolección de muestras y el diagnóstico de la rabia, seguidos de detalles del flujo de trabajo optimizado de secuenciación del genoma completo, incluido el diseño del cebador y la optimización para la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) multiplex, una preparación de biblioteca de secuenciación modificada y de bajo costo, secuenciación con llamada de base en vivo y fuera de línea, designación de linaje genético y análisis filogenético. Se demuestra la implementación del flujo de trabajo y se destacan los pasos críticos para la implementación local, como la validación de la canalización, la optimización del cebador, la inclusión de controles negativos y el uso de datos disponibles públicamente y herramientas genómicas (GLUE, MADDOG) para la clasificación y ubicación dentro de las filogenias regionales y globales. El tiempo de respuesta para el flujo de trabajo es de 2 a 3 días y el costo oscila entre $25 por muestra para una tirada de 96 muestras y $80 por muestra para una tirada de 12 muestras. Llegamos a la conclusión de que el establecimiento de la vigilancia genómica del virus de la rabia en los países de ingresos bajos y medianos es factible y puede respaldar el progreso hacia el objetivo mundial de cero muertes humanas por rabia transmitidas por perros para 2030, así como un mejor monitoreo de la propagación de la rabia en la vida silvestre. Además, la plataforma se puede adaptar a otros patógenos, lo que ayuda a desarrollar una capacidad genómica versátil que contribuye a la preparación para epidemias y pandemias.
El virus de la rabia (RABV) es un lyssavirus de la familia Rhabdoviridae que causa una enfermedad neurológica mortalen los mamíferos. Aunque la rabia es 100% prevenible mediante la vacunación, sigue siendo un importante problema económico y de salud pública en los países endémicos. De las 60.000 muertes humanas por rabia que se estima que ocurren cada año, más del 95% se producen en África y Asia, donde los perros son el principal reservorio. Por el contrario, la vacunación canina ha llevado a la eliminación de la rabia transmitida por perros en Europa Occidental, América del Norte y gran parte de América Latina. En estas regiones, los reservorios de rabia ahora están restringidos a la vida silvestre, como murciélagos, mapaches, zorrillos y cánidossalvajes. En toda América Latina, el murciélago vampiro común es una fuente problemática de rabia debido a la transmisión regular de los murciélagos a los humanos y al ganado durante la alimentación nocturnacon sangre. Se estima que el impacto económico mundial anual de la rabia es de 8.600 millones de dólares, y que las pérdidas de ganado representan el 6%5.
Los datos de secuencia de patógenos virales combinados con metadatos sobre el momento y la fuente de las infecciones pueden proporcionar información epidemiológica sólida6. En el caso del RABV, la secuenciación se ha utilizado para investigar el origen de los brotes7,8, identificar las asociaciones de huéspedes con la fauna silvestre o los perros domésticos8,9,10,11,12 y rastrear las fuentes de los casos humanos 13,14. Las investigaciones de brotes mediante análisis filogenéticos han indicado que la rabia surgió en la provincia de Bali, Indonesia, anteriormente libre de rabia, a través de una sola introducción desde las áreas endémicas cercanas de Kalimantan o Sulawesi15. Mientras tanto, en Filipinas, se comprobó que un brote en la isla de Tablas, provincia de Romblon, se introdujo desde la isla principal de Luzón16. Los datos genómicos virales también se han utilizado para comprender mejor la dinámica de transmisión de patógenos necesaria para orientar geográficamente las medidas de control. Por ejemplo, la caracterización genómica del RABV ilustra la agrupación geográfica de los clados 17,18,19, la cocirculación de linajes 20,21,22, el movimiento viral mediado por humanos 17,23,24 y la dinámica de metapoblaciones 25,26.
La monitorización de enfermedades es una función importante de la vigilancia genómica que se ha mejorado con el aumento mundial de la capacidad de secuenciación en respuesta a la pandemia de SARS-CoV-2. La vigilancia genómica ha respaldado el seguimiento en tiempo real de las variantes preocupantes del SARS-COV-227,28 y las contramedidas asociadas 6. Los avances en la tecnología de secuenciación accesible, como la tecnología de nanoporos, han dado lugar a protocolos mejorados y más asequibles para la secuenciación rápida de patógenoshumanos 29,30,31,32 y animales33,34,35. Sin embargo, en muchos países donde la rabia es endémica, todavía existen barreras para poner en práctica la vigilancia genómica de patógenos, como lo demuestran las disparidades mundiales en la capacidad de secuenciación del SARS-CoV-236. Las limitaciones en la infraestructura de laboratorio, las cadenas de suministro y los conocimientos técnicos dificultan el establecimiento y la rutinización de la vigilancia genómica. En este artículo, demostramos cómo se puede implementar un flujo de trabajo de secuenciación del genoma completo optimizado, rápido y asequible para la vigilancia del RABV en entornos con recursos limitados.
Brunker et al.61 desarrollaron un flujo de trabajo accesible de secuenciación del genoma completo basado en nanoporos, utilizando recursos de la red ARTIC46. Aquí, presentamos un flujo de trabajo actualizado, con pasos completos de muestra, secuencia e interpretación. El flujo de trabajo detalla la preparación de muestras de tejido cerebral para la secuenciación del genoma completo, presenta una línea bioinformática para procesar lecturas y generar secuencias de consenso, y destaca dos herramientas específicas de la rabia para automatizar la asignación de linajes y determinar el contexto filogenético. El flujo de trabajo actualizado también proporciona instrucciones completas para la configuración de espacios de trabajo computacionales y de laboratorio adecuados, con consideraciones para la implementación en diferentes contextos (incluidos los entornos de bajos recursos). Hemos demostrado la implementación exitosa del flujo de trabajo tanto en entornos académicos como de institutos de investigación en cuatro países de ingresos bajos y medianos endémicos de RABV con una capacidad de vigilancia genómica nula o limitada. El flujo de trabajo ha demostrado ser resistente a la aplicación en diversos entornos y comprensible para usuarios con diferentes conocimientos.
Este flujo de trabajo para la secuenciación de RABV es el protocolo más completo disponible públicamente (que cubre los pasos de muestra, secuencia e interpretación) y está específicamente adaptado para reducir los costos de inicio y funcionamiento. El tiempo y el costo necesarios para la preparación y secuenciación de bibliotecas con tecnología de nanoporos se reducen considerablemente en relación con otras plataformas, como Illumina61, y los continuos desarrollos tecnológicos están mejorando la calidad y la precisión de la secuencia para que sean comparables con Illumina62.
Este protocolo está diseñado para ser resistente en diversos contextos de bajos recursos. Al consultar la guía de solución de problemas y modificaciones proporcionada junto con el protocolo principal, los usuarios pueden adaptar el flujo de trabajo a sus necesidades. La adición de herramientas bioinformáticas fáciles de usar al flujo de trabajo constituye un avance importante para el protocolo original, proporcionando métodos rápidos y estandarizados que pueden ser aplicados por usuarios con una experiencia bioinformática previa mínima para interpretar datos de secuencia en contextos locales. La capacidad de hacer esto in situ a menudo está limitada por la necesidad de tener habilidades específicas de programación y filogenética, que requieren una inversión intensiva y a largo plazo en la formación de habilidades. Si bien este conjunto de habilidades es importante para interpretar a fondo los datos de secuencia, las herramientas de interpretación básicas y accesibles son igualmente deseables para capacitar a los “campeones de la secuenciación” locales, cuya experiencia principal puede estar basada en el laboratorio húmedo, lo que les permite interpretar y apropiarse de sus datos.
Dado que el protocolo se ha llevado a cabo durante varios años en varios países, ahora podemos proporcionar orientación sobre cómo optimizar los esquemas de cebadores de multiplex para mejorar la cobertura y hacer frente a la diversidad acumulada. También se han realizado esfuerzos para ayudar a los usuarios a mejorar la eficacia en función de los costos o para facilitar la adquisición en una región determinada, lo que suele ser un desafío para la sostenibilidad de los enfoques moleculares63. Por ejemplo, en África (Tanzania, Kenia y Nigeria), optamos por una mezcla maestra de ligasa roma/TA en la etapa de ligadura del adaptador, que estaba más disponible en los proveedores locales y era una alternativa más barata a otros reactivos de ligadura.
Según la experiencia, hay varias formas de reducir el coste por muestra y por tirada. Reducir el número de muestras por ciclo (por ejemplo, de 24 a 12 muestras) puede prolongar la vida útil de las celdas de flujo en varios ciclos, mientras que aumentar el número de muestras por ciclo maximiza el tiempo y los reactivos. En nuestras manos, pudimos lavar y reutilizar celdas de flujo para una de cada tres secuenciaciones, lo que permitió secuenciar 55 muestras adicionales. Lavar la celda de flujo inmediatamente después de su uso, o si no es posible, eliminar el fluido residual del canal de desechos después de cada ejecución, parecía preservar el número de poros disponibles para una segunda ejecución. Teniendo en cuenta el número inicial de poros disponibles en una celda de flujo, también se puede optimizar una ejecución para planificar cuántas muestras se ejecutarán en una celda de flujo en particular.
Aunque el flujo de trabajo pretende ser lo más completo posible, con la adición de orientación detallada y recursos señalizados, el procedimiento sigue siendo complejo y puede ser desalentador para un nuevo usuario. Se anima al usuario a buscar formación y apoyo en persona, idealmente a nivel local, o alternativamente a través de colaboradores externos. En Filipinas, por ejemplo, un proyecto sobre el desarrollo de capacidades dentro de los laboratorios regionales para la vigilancia genómica del SARS-CoV-2 mediante ONT ha desarrollado competencias básicas entre los diagnosticadores de atención de la salud que son fácilmente transferibles a la secuenciación del RABV. Los pasos importantes, como la limpieza del cordón SPRI, pueden ser difíciles de dominar sin capacitación práctica, y una limpieza ineficaz puede dañar la celda de flujo y comprometer el funcionamiento. La contaminación de las muestras es siempre una preocupación importante cuando los amplicones se procesan en el laboratorio y puede ser difícil de eliminar. En particular, la contaminación cruzada entre muestras es extremadamente difícil de detectar durante la bioinformática posterior a la ejecución. Las buenas técnicas y prácticas de laboratorio, como mantener limpias las superficies de trabajo, separar las áreas pre y post PCR e incorporar controles negativos, son imprescindibles para garantizar el control de calidad. El rápido ritmo de desarrollo de la secuenciación de nanoporos es tanto una ventaja como una desventaja para la vigilancia genómica rutinaria del RABV. Las continuas mejoras en la precisión, la accesibilidad y el repertorio de protocolos de los nanoporos amplían y mejoran el alcance de su aplicación. Sin embargo, los mismos desarrollos dificultan el mantenimiento de los procedimientos operativos estándar y las tuberías bioinformáticas. En este protocolo, proporcionamos un documento que ayuda a la transición de los kits de preparación de bibliotecas de nanoporos más antiguos a los actuales (Tabla de materiales).
Un obstáculo común para la secuenciación en los países de ingresos bajos y medianos es la accesibilidad, que incluye no solo el costo, sino también la capacidad de adquirir consumibles de manera oportuna (en particular, los reactivos de secuenciación, que son relativamente nuevos para los equipos de adquisiciones y los proveedores) y los recursos computacionales, así como simplemente tener acceso a energía estable e Internet. El uso de la tecnología de secuenciación de nanoporos portátil como base de este flujo de trabajo ayuda con muchos de estos problemas de accesibilidad, y hemos demostrado el uso de nuestro protocolo en una variedad de entornos, realizando el protocolo completo y el análisis en el país. Es cierto que la adquisición de equipos y consumibles de secuenciación de manera oportuna sigue siendo un desafío y, en muchos casos, nos vimos obligados a transportar o enviar reactivos desde el Reino Unido. Sin embargo, en algunas zonas, pudimos depender totalmente de las rutas de suministro locales de reactivos, beneficiándonos de la inversión en secuenciación del SARS-CoV-2 (por ejemplo, Filipinas) que ha agilizado los procesos de adquisición y ha comenzado a normalizar la aplicación de la genómica de patógenos.
La necesidad de una conexión a Internet estable se minimiza con instalaciones únicas; por ejemplo, los repositorios de GitHub, la descarga de software y la secuenciación de nanoporos en sí solo requieren acceso a Internet para iniciar la ejecución (no en todo momento) o se pueden realizar completamente fuera de línea con el acuerdo de la empresa. Si los datos móviles están disponibles, se puede usar un teléfono como punto de acceso a la computadora portátil para comenzar la ejecución de secuenciación, antes de desconectarse durante la ejecución. Cuando se procesan muestras de forma rutinaria, los requisitos de almacenamiento de datos pueden crecer rápidamente y, lo ideal sería que los datos se almacenaran en un servidor. De lo contrario, los discos duros de unidades de estado sólido (SSD) son relativamente baratos de obtener.
Si bien reconocemos que todavía existen barreras para la vigilancia genómica en los países de ingresos bajos y medianos, el aumento de la inversión en el desarrollo de la accesibilidad y los conocimientos especializados en genómica (por ejemplo, la Iniciativa de Genómica de Patógenos de África [PGI de África])64 sugiere que esta situación mejorará. La vigilancia genómica es fundamental para la preparación ante pandemias6, y la capacidad puede establecerse mediante la rutinización de la vigilancia genómica de patógenos endémicos como el RABV. Las disparidades mundiales en las capacidades de secuenciación puestas de manifiesto durante la pandemia de SARS-CoV-2 deberían ser un motor de cambio catalizador para abordar estas desigualdades estructurales.
Este flujo de trabajo de muestra, secuencia e interpretación para el RABV, que incluye herramientas bioinformáticas accesibles, tiene el potencial de utilizarse para guiar las medidas de control dirigidas al objetivo de cero muertes humanas por rabia transmitida por perros para 2030 y, en última instancia, para la eliminación de las variantes del RABV. En combinación con los metadatos relevantes, los datos genómicos generados a partir de este protocolo facilitan la caracterización rápida del RABV durante las investigaciones de brotes y en la identificación de linajes circulantes en un país o región60,61,65. Ilustramos nuestra cartera de productos principalmente con ejemplos de la rabia transmitida por perros; sin embargo, el flujo de trabajo es directamente aplicable a la rabia de la fauna silvestre. Esta transferibilidad y bajo costo minimizan los desafíos para hacer que la secuenciación de rutina esté fácilmente disponible, no solo para la rabia sino también para otros patógenos46,66,67, para mejorar el manejo y control de la enfermedad.
The authors have nothing to disclose.
Este trabajo contó con el apoyo de Wellcome [207569/Z/17/Z, 224670/Z/21/Z], la financiación de Newton del Consejo de Investigación Médica [MR/R025649/1] y el Departamento de Ciencia y Tecnología de Filipinas (DOST), el esfuerzo mundial de investigación e innovación del Reino Unido sobre la COVID-19 [MR/V035444/1], el Fondo de Apoyo Estratégico Institucional de la Universidad de Glasgow [204820], el Premio al Nuevo Investigador del Consejo de Investigación Médica (KB) [MR/X002047/1], y el Fondo para el Desarrollo de la Asociación Internacional, una beca DOST British Council-Filipinas (CB), una beca GemVi del Instituto Nacional de Investigación en Salud [17/63/82] y becas de la Universidad de Glasgow del MVLS DTP (KC) [125638-06], el EPSRC DTP (RD) [EP/T517896/1] y el Wellcome IIB DTP (HF) [218518/Z/19/Z]. Agradecemos a los colegas y colaboradores que han apoyado este trabajo: Daniel Streicker, Alice Broos, Elizabeth Miranda, DVM, Daria Manalo, DVM, Thumbi Mwangi, Kennedy Lushasi, Charles Kayuki, Jude Karlo Bolivar, Jeromir Bondoc, Esteven Balbin, Ronnel Tongohan, Agatha Ukande, Davis Kuchaka, Mumbua Mutunga, Lwitiko Sikana y Anna Czupryna.
Brand name | |||
Software | |||
Sequencing software (MinKnow) |
Oxford Nanopore Technologies | https://community.nanoporetech.com/downloads | |
Bioinformatics tool kit (Guppy) |
Oxford Nanopore Technologies | https://community.nanoporetech.com/docs/prepare/library_prep_protocols/Guppy-protocol/v/gpb_2003_v1_revao_14dec2018 | |
Equipment | |||
Thermal cycler (miniPCR™ mini16 thermal cycler) |
Cambio | MP-QP-1016-01 | |
Homogenizer (Precellys Evolution Touch Homogenizer) |
Bertin Instruments | EQ02520-300 | |
Cold Racks (0.2-0.5mL) (PCR Mini-cooler with transparent lid) |
BRAND | 781260 | |
Pipettor | |||
(Pipetman L Fixed F1000L, 1000 uL) | Gilson | SKU: FA10030 | |
(Pipetman L Fixed F100L, 100 uL) | Gilson | SKU: FA10024 | |
(Pipetman L Fixed F10L, 10 uL) | Gilson | SKU: FA10020 | |
(Pipetman L Fixed F1L, 1 uL) | Gilson | SKU: FA10025 | |
(Pipetman L Fixed F20L, 20 uL) | Gilson | SKU: FA10021 | |
(Pipetman L Fixed F250L, 250 uL) | Gilson | SKU: FA10026 | |
Fluorometer (Qubit 4 Fluorometer) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | Q33238 | |
Laptop (Any brand with ~2 GB of drive space, minimum of 512 GB storage space, msi installer [GPU]) |
|||
Microcentrifuge (Refrigerated centrifuge) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 75004081 | |
Vortex mixer (Basic vortex mixer) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 88882011 | |
Magnetic rack (DynaMag -2 Magnet) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 12321D | |
Sequencing device (MinION) |
Oxford Nanopore Technologies | MinION Mk1B | |
RNA Extraction | |||
RNA extraction kit (Qiagen RNEasy Mini Kit 250) |
Qiagen | 74106 | |
RNA stabilizing reagents | |||
(RNA later) | Invitrogen | AM7020 | |
(DNA/RNA Shield) | Zymo Research | R1100-50 | |
PCR | |||
Nuclease-free Water (Nuclease-free Water [not DEPC-treated]) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | AM9937 | |
Master mix for first strand cDNA synthesis (LunaScript RT SuperMix Kit) |
New England Biolabs | E3010S | |
DNA amplification master mix (Q5® Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix [NEB]) |
New England Biolabs | M0494L | |
Primer (Scheme) (Custom DNA oligos) |
Invitrogen | ||
SPRI Bead Clean-up | |||
SPRI beads (Aline Biosciences PCR Clean DX ) |
Cambio | AL-AC1003-50 | |
Ethanol, Pure Absolute, >99.8% (GC) [Riedel-De Haen] | Merck | 818760 | |
Short Fragment buffer (SFB expansion pack) |
Oxford Nanopore Technologies | EXP-SFB001 | |
DNA Quantification | |||
DNA quantification kit (Qubit® dsDNA HS Assay Kit) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | Q32854 | |
DNA quantification assay tubes (Qubit™ Assay Tubes) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | Q32856 | |
End Prep and barcoding (Qubit™ Assay Tubes) |
|||
End Prep master mix (NEBNext Ultra End Repair/dA-Tailing Module) |
New England Biolabs | E7546L | |
Barcoding kit | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 | |
(Native Barcoding Expansion 1-12) | EXP-NBD104 | ||
(Native Barcoding Expansion 13-24) | EXP-NBD114 | ||
(Native Barcoding Expansion 96) | EXP-NBD196 | ||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 | |
(not compatible) | (not compatible) | ||
(Native Barcoding Kit 24 V14) | SQK-NBD114.24 | ||
(Native Barcoding Kit 96 V14) | SQK-NBD114.96 | ||
Ligation mastermix (Blunt/TA Ligase Master Mix) |
New England Biolabs | M0367S | |
Adapter Ligation | |||
Adapter ligation master mix | |||
(NEBNext Quick Ligation Module) | New England Biolabs | E6056S | |
(NEBNext Ultra II Ligation Module) | New England Biolabs | E7595S | |
(Blunt/TA Ligase Master Mix) | New England Biolabs | M0367S | |
Adapter mix | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 EXP-AMII001 |
|
(Adapter Mix II [AMII]) | |||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 EXP-NBA114 |
|
(Native adapter [NA]) | |||
Sequencing | |||
Flowcell priming kit | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 EXP-FLP002 |
|
(Flush Buffer [FB]) | |||
(Flush Tether [FT]) | |||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 EXP-FLP004 |
|
(Flow Cell Flush [FCF]) | |||
(Flow Cell Tether [FCT]) | |||
Ligation Sequencing Kit | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 SQK-LSK109 |
|
Adapter Mix (Adapter Mix [AMX]) |
|||
Ligation Buffer (Ligation buffer [LNB]) |
|||
Short Fragment Buffer (Short Fragment buffer [SFB]) |
|||
Sequencing Buffer (Sequencing Buffer [SQB]) |
|||
Elution Buffer (Elution buffer [EB]) |
|||
Loading Beads (Loading Beads [LB]) |
|||
Sequencing Tether (Sequencing Tether [SQT]) |
|||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 SQK-LSK114 |
|
Adapter Mix (Ligation Adapter [LA]) |
|||
Ligation Buffer (Ligation buffer [LNB]) |
|||
Short Fragment Buffer (Short Fragment buffer [SFB]) |
|||
Sequencing Buffer (Sequencing Buffer [SB]) |
|||
Elution Buffer (Elution buffer [EB]) |
|||
Loading Beads (Loading Beads [LIB]) |
|||
Sequencing Tether (Flow Cell Tether [FCT]) |
|||
Library solution (Library solution [LIS]) |
|||
Flush buffer (Flow Cell Flush [FCF]) |
|||
Flow Cell | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 FLO-MIN106D |
|
(Flow Cell [R9.4.1]) | |||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 FLO-MIN114 |
|
(Flow Cell [R10.4.1]) | |||
Flow Cell wash | |||
Flowcell wash kit (Flow cell wash kit) |
Oxford Nanopore Technologies | EXP-WSH004 | |
Consummables | |||
Surface decontaminant | |||
(DNA Away Surface Decontaminant, Squeeze Bottle [Molecular Bio]) | Thermofisher scientific/Fisher scientific | 7010PK | |
(RNase Away Surface Decontaminant, Bottle [Molecular Bio]) | Thermofisher scientific/Fisher scientific | 7002PK | |
PCR 8-Tube Strip 0.2ml, individual cap (PCR 8-Tube Strip 0.2ml, with Individual attached Flat Caps, Sterile, DNAse/RNAse, Pyrogen Free,Natural [Greiner]) |
Greiner | 608281 | |
PCR Tube 0.2ml (PCR Tube 0.2ml, Natural [Domed Cap] Bagged in 500s, Non-Sterile [Greiner]) |
Greiner | 671201 | |
1000µL Filter Tips (500) (Stacked 1000µL Filter Tips [500]) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 11977724 | |
100µL Filter Tips (1000) | Thermofisher scientific/Fisher scientific | 11947724 | |
10µL Filter Tips (1000) (Stacked 100µL Filter Tips [1000]) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 11907724 | |
Reinforced tubes tubes (2ml) with screw caps and o-rings (Fisherbrand™ Bulk tubes) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 15545809 | |
Microcentrifuge tube (1.5ml) (1.5 ml Eppendorf Tubes [500]) |
Eppendorf | 1229888 | |
DNA LoBind Tubes (1.5ml) (DNA LoBind Tubes) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 10051232 | |
Cryobabies labels | |||
Gloves (S/M/L) | |||
Paper towel |