JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Türkçe

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

Atık Su ve Hava Örneklerinde SARS-CoV-2 RNA'sının Miktar Tayini ve Tüm Genom Karakterizasyonu

Published: June 30, 2023
doi:
10.3791/65053
, , , , , , , , ,
1Institute of Sustainable Processes,University of Valladolid, 2Department of Chemical Engineering and Environmental Technology,University of Valladolid, 3Department of Public Health Microbiology,National Laboratory of Health, Environment and Food, 4ICBAS – School of Medicine and Biomedical Sciences,Porto University, 5Epidemiology Research Unit (EPIUnit),Instituto de Saúde Pública da Universidade do Porto, 6Laboratório para a Investigação Integrativa e Translacional em Saúde Populacional (ITR)

Summary

Bu protokol, atık su bazlı epidemiyoloji çalışmaları için kullanılacak atık su ve hava örneklerinde SARS-CoV-2 RNA’sının miktarını belirlemeyi ve iç ve dış aerosollerde SARS-CoV-2’ye maruz kalma riskini değerlendirmeyi amaçlamaktadır. Bu protokol aynı zamanda SARS-CoV-2 tüm genom karakterizasyonu için kiremitli amplikon uzun şablon dizileme yaklaşımını da açıklar.

Abstract

Atık su bazlı epidemiyoloji, birçok ülkede SARS-CoV-2 ve diğer bulaşıcı hastalıklar için umut verici ve etkili bir sürveyans sistemi olarak ortaya çıkmıştır. Süreç tipik olarak atık su konsantrasyonunu, nükleik asit ekstraksiyonunu, seçilen genomik segmentlerin amplifikasyonunu ve amplifiye edilmiş genomik segmentin tespitini ve nicelleştirilmesini içerir. Bu metodoloji, hava örneklerinde SARS-CoV-2 gibi bulaşıcı ajanları tespit etmek ve ölçmek için benzer şekilde kullanılabilir. Başlangıçta, SARS-CoV-2’nin öncelikle enfekte bir kişi tarafından konuşurken, hapşırırken, öksürürken, şarkı söylerken veya nefes alırken üretilen damlacıklarla yakın kişisel temas yoluyla yayıldığı varsayılmıştır. Bununla birlikte, giderek artan sayıda çalışma, sağlık tesislerinin havasında SARS-CoV-2 RNA’nın varlığını bildirmiş ve hava yoluyla bulaşmayı virüs için uygun bir yol olarak belirlemiştir. Bu çalışma, hem atık su hem de hava örneklerinden virüslerin çevresel tespitini, miktarını belirlemesini ve dizilenmesini kolaylaştırmak için yerleşik protokollerin bir bileşimini sunmaktadır.

Introduction

Aralık 2019’da, daha önce bilinmeyen bir koronavirüs olan SARS-CoV-21’in neden olduğu COVID-19 adlı yeni bir hastalık ortaya çıktı. Ortaya çıkan küresel salgın, dünya çapında klinik ve halk sağlığı laboratuvarları için önemli bir zorluk teşkil etti, çünkü çok sayıda kişi toplumda virüs bulaşmasını ve yaygınlığını doğru bir şekilde değerlendirmek için teste ihtiyaç duyuyor. Bununla birlikte, birçok bölgede, zamanında ve mekansal olarak kapsamlı bir şekilde gerekli test seviyesine ulaşmak ekonomik olarak mümkün değildir 2,3. Bireysel klinik tanıya dayalı mevcut sürveyans sistemleri, büyük ölçüde semptom şiddetine ve bireysel raporlamaya ve ayrıca bu semptomların popülasyonda dolaşan mevcut hastalıklarla ne ölçüde örtüştüğünedayanmaktadır 4,5,6,7,8,9,10. Sonuç olarak, çok sayıda asemptomatik vaka, hastalık yükünün önemli ölçüde hafife alınmasına katkıda bulunur 7,11.

Bu zorluklar nedeniyle, tamamlayıcı bir sürveyans stratejisi olarak COVID-19 sürveyansı için atık su bazlı epidemiyoloji (WBE) önerilmiştir. WBE ilk olarak 2001’detanımlanmıştır 12 ve başlangıçta kokain ve diğer yasadışı uyuşturucuların izini sürmek için kullanılmıştır13. Bu yaklaşım, atık suda stabil olan ve insanlar tarafından atılan herhangi bir maddenin başlangıç konsantrasyonunu hesaplamanın mümkün olduğu varsayımına dayanmaktadır 8,12. WBE, SARS-CoV-2 3,8,14,15,16 için tamamlayıcı ve etkili bir sürveyans sistemi olarak birçok ülkede başarıyla uygulanmıştır. Sucul ortamlarda insan virüslerini tespit etme yöntemlerinin çoğu şu adımları takip eder: konsantrasyon, nükleik asit ekstraksiyonu, seçilen genomik segmentin (veya segmentlerin) amplifikasyonu ve amplifiye edilmiş genomik segmentin tespiti/miktarının belirlenmesi3.

SARS-CoV-2’nin tespiti ve miktarının belirlenmesi için bir diğer önemli ortam da hava örnekleridir. Başlangıçta, SARS-CoV-2’nin esas olarak enfekte bir kişi tarafından konuşurken, hapşırırken, öksürürken, şarkı söylerken veya nefes alırken üretilen aerosollerden solunum damlacıkları ile yakın kişisel temas yoluyla bulaştığı düşünülüyordu17. Bununla birlikte, birkaç çalışma, özellikle sağlık tesislerinde ve diğer kapalı alanlarda havada SARS-CoV-2 RNA’nın varlığını bildirmeye başladı 18,19,20,21. Hastanelerde ve diğer kapalı alanlarda iç mekanlarda alınan hava örneklerinde SARS-CoV-2 canlılığına dair kanıt, virüs konsantrasyonu yeterince yüksek olduğundabulunmuştur 22,23,2 4. Açık hava çalışmaları, kalabalık dış mekanlar dışındagenellikle SARS-CoV-2 kanıtı bulamamıştır 21,25,26,27,28,29. Şu an itibariyle, SARS-CoV-2’nin hava yoluyla bulaşması bir bulaşma şekli olarak kabul edilmiştir30,31. Yakın tarihli bir gözden geçirme çalışması, kalabalık alanların dışında hava yoluyla bulaşma risklerinin minimum olduğu dış mekanlar ile güçlü kaynakların (yani enfekte insan sayısının) bulunabileceği yetersiz havalandırılan ortamlarda daha büyük risklerin bulunabileceği iç mekanlar arasındaki farkları göstermektedir. Yakın zamanda yapılan kapsamlı bir gözden geçirme çalışması, özellikle havalandırmanın yetersiz olduğu kalabalık alanlarda, dış ve kapalı ortamlarda hava yoluyla bulaşma riskleri arasındaki önemli farklılıkları vurgulamıştır. Çalışma, virüs partiküllerinin seyreltilmesi ve dağılması için daha büyük bir hava hacminin bulunduğu dış ortamlarda hava yoluyla bulaşma riskinin minimum olduğunu göstermektedir32. Bu bulguların COVID-19 ile ilgili halk sağlığı politikaları ve kılavuzları için önemli etkileri vardır. Politika yapıcılar, iç ve dış ortamlar arasındaki bulaşma risklerindeki önemli farklılıkları kabul ederek, virüsün yayılmasını azaltmak ve halk sağlığını korumak için daha etkili stratejiler geliştirebilirler.

Farklı çevresel örneklerden SARS-CoV-2’nin tespiti, miktarı ve dizilimi için çeşitli yöntemler ve protokoller vardır. Bu yöntem makalesi, farklı kapasite seviyelerine sahip laboratuvarların atık su ve hava örneklerinden virüslerin çevresel tespitini, miktarını belirlemesini ve dizilenmesini gerçekleştirmesine olanak tanıyan köklü protokollerin bir kombinasyonunu sunmayı amaçlamaktadır.

Protocol

Burada açıklanan tüm yöntemler başka bir yerde yayınlanmıştır ve orijinal yöntemlerden küçük değişiklikler içerir. 1. Atık su toplama ve numune ön işleme NOT: Çevresel örneklerdeki düşük SARS-CoV-2 RNA konsantrasyonları nedeniyle, başarılı bir tespit için bir konsantrasyon adımının uygulanmasıçok önemlidir 33,34,35. Burada a…

Representative Results

Tablo 3’te özetlenen sonuçlar, bu makalede açıklanan yöntem kullanılarak atık su ve hava örneklerinde SARS-CoV-2 RNA’nın tespiti ve miktarının belirlenmesine ilişkin örnekleri göstermektedir. Atık su numuneleri İspanya ve Slovenya’daki atık su arıtma tesislerinden toplandı ve üç kopyadan en az ikisinde Ct 40’tan azsa pozitif olarak kabul edildi ve Ct’nin %5’ten daha az bir varyasyona sahip olması durumunda miktar belirleme geçerli kabul edildi. İspanya ve Portekiz’de iç ve dış …

Discussion

(RT-)qPCR yöntemleri kullanılarak mikrobiyal ve viral tespit ve miktar tayini, dikkate değer duyarlılıkları nedeniyle yaygın olarak kabul görmüştür. Bununla birlikte, bu teknikler çevresel örnekleri analiz ederken çok sayıda zorlukla karşı karşıyadır. Atık su numuneleri, ölçümleri çarpıtabilecek ve yanıltıcı sonuçlar üretebilecek çok sayıda inhibitör madde içerir. Bu sınırlamaların üstesinden gelmek ve hassasiyeti artırmak için karmaşık bir protokol tasarlandı, tasarlandı ve u…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma, Castilla y Leon Bölgesel Hükümeti ve FEDER programının mali desteğiyle gerçekleştirilmiştir (CLU 2017-09, UIC315 ve VA266P20 projeleri).

Materials

Adapter+A25+A2:D19+A2:D20+A2+A2:D19 Oxford Nanopore EXP-AMII001 Sequencing
AllPrep PowerViral DNA/RNA Kit Qiagen 28000-50 RNA extraction kit
AMPure XP Beckman Coulter A63880 PCR Purification, NGS Clean-up, PCR clean-up
ARTIC SARS-CoV-2 Amplicon Panel IDT 10011442 SARS-CoV-2 genome amplification
Blunt/TA Ligase Master Mix NEB M0367S Library preparation
CENTRICON PLUS­70 10KDA. Fisher Scientific 10296062 Concentration filters
CORIOLIS COMPACT AIR SAMPLER Bertin Technologies 083-DU001 Air sampler
Duran laboratory bottles Merck Z305200-10EA Sampling Bottles
Flow Cell (R9.4.1) Oxford Nanopore FLO-MIN106D Sequencing
General labarotory consumables (tubes, qPCR plates, etc)
Ligation Sequencing Kit Oxford Nanopore SQK-LSK109 Sequencing
LunaScript RT SuperMix Kit NEB E3010  cDNA synthesis
Mengovirus extraction control Kit Biomérieux KMG Concentration control
Nalgene General Long-Term Storage Cryogenic Tubes Thermofisher 5011-0012 Sample storage
Native Barcoding Expansion 1-12 (PCR-free Oxford Nanopore EXP-NBD104 Barcoding
NEBNext Ultra II End Repair/dA-Tailing Module NEB E7595 DNA repair
NEBNext VarSkip Short SARS-CoV-2 Primer Mixes NEB E7658 SARS-CoV-2 genome amplification
NEBNext Quick Ligation Reaction Buffer NEB B6058S Sequencing 
Phosphate buffered saline Merck P4474 Collection buffer
Phosphate-buffered saline (PBS, 1X), sterile-filtered Thermofisher J61196.AP Elution of air samples
Q5 Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix NEB M0494S hot start DNA polymerase
Qubit RNA HS Assay Kit Thermofisher Q32852 RNA quantitation
SARS-CoV-2 RUO qPCR Primer & Probe Kit IDT 10006713 Primer-Probe mix and qPCR positive control
TaqPath 1-Step RT-qPCR Master Mix Thermofisher A15299 RT-qPCR kit
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Naming the Coronavirus Disease (COVID-19) and the Virus that Causes it. World Health Organization Available from: https://www.who.int/emergencies/diseases/novel-coronavirus-2019/technical-guidance/naming-the-coronavirus-disease (2020)
  2. Lab Workplace Safety. Centers for Disease Control and Prevention Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/lab/lab-safety-practices.html (2020)
  3. Gonçalves, J., et al. Centralized and decentralized wastewater-based epidemiology to infer COVID-19 transmission – A brief review. One Health. 15, 100405 (2022).
  4. Dawood, F. S., et al. Estimated global mortality associated with the first 12 months of 2009 pandemic influenza A H1N1 virus circulation: a modelling study. The Lancet Infectious Diseases. 12 (9), 687-695 (2012).
  5. Gonçalves, J., Koritnik, T., Paragi, M. Assessment of weather and atmospheric pollution as a co-factor in the spread of SARS-CoV-2. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 92 (3), e2021094 (2021).
  6. Gonçalves, J., et al. Detection of SARS-CoV-2 RNA in hospital wastewater from a low COVID-19 disease prevalence area. The Science of The Total Environment. 755, 143226 (2021).
  7. Mizumoto, K., Kagaya, K., Zarebski, A., Chowell, G. Estimating the asymptomatic proportion of coronavirus disease 2019 (COVID-19) cases on board the Diamond Princess cruise ship, Yokohama, Japan, 2020. Eurosurveillance. 25 (10), 2000180 (2020).
  8. Polo, D., et al. Making waves: Wastewater-based epidemiology for COVID-19 – approaches and challenges for surveillance and prediction. Water Research. 186, 116404 (2020).
  9. Shmueli, G., Burkom, H. Statistical challenges facing early outbreak detection in biosurveillance. Technometrics. 52 (1), 39-51 (2010).
  10. Simonsen, L., et al. Global mortality estimates for the 2009 influenza pandemic from the GLaMOR project: A modeling study. PLoS Medicine. 10 (11), e1001558 (2013).
  11. Oran, D. P., Topol, E. J. Prevalence of asymptomatic SARS-CoV-2 infection: a narrative reivew. Annals of Internal Medicine. 173, 362-367 (2020).
  12. Daughton, C., Jones-Lepp, T. Pharmaceuticals and Personal Care Products in the Environment: Scientific and Regulatory Issues. ACS Symposium Series. , (2001).
  13. Zuccato, E., et al. Cocaine in surface waters: a new evidence-based tool to monitor community drug abuse. Environmental Health. 4, 14 (2005).
  14. Aguiar-Oliveira, M. d. e. L., et al. Wastewater-based epidemiology (WBE) and viral detection in polluted surface water: A valuable tool for COVID-19 surveillance-a brief review. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17, 9251 (2020).
  15. García-Encina, P. A. Wastewater-based epidemiology (WBE). Water and Environment Journal. 35 (4), 1162-1163 (2021).
  16. Mao, K., Zhang, H., Pan, Y., Yang, Z. Biosensors for wastewater-based epidemiology for monitoring public health. Water Research. 191, 116787 (2021).
  17. Shereen, M. A., Khan, S., Kazmi, A., Bashir, N., Siddique, R. COVID-19 infection: Origin, transmission, and characteristics of human coronaviruses. Journal of Advanced Research. 24, 91-98 (2020).
  18. Chia, P. Y., et al. Detection of air and surface contamination by SARS-CoV-2 in hospital rooms of infected patients. Nature Communications. 11 (1), 2800 (2020).
  19. Lei, H., et al. SARS-CoV-2 environmental contamination associated with persistently infected COVID-19 patients. Influenza and Other Respiratory Viruses. 14 (6), 688-699 (2020).
  20. Razzini, K., et al. SARS-CoV-2 RNA detection in the air and on surfaces in the COVID-19 ward of a hospital in Milan, Italy. The Science of The Total Environment. 742, 140540 (2020).
  21. da Silva, P. G., Gonçalves, J., Nascimento, M. S. J., Sousa, S. I. V., Mesquita, J. R. Detection of SARS-CoV-2 in the indoor and outdoor areas of urban public transport systems of three major cities of Portugal in 2021. International Journal of Environmental Research and Public Health. 19 (10), 5955 (2022).
  22. Barbieri, P., et al. Molecular detection of SARS-CoV-2 from indoor air samples in environmental monitoring needs adequate temporal coverage and infectivity assessment. Environmental Research. 198, 111200 (2021).
  23. Lednicky, J., et al. Earliest detection to date of SARS-CoV-2 in Florida: Identification together with influenza virus on the main entry door of a university building, February 2020. PLoS One. 16 (1), 0245352 (2021).
  24. Santarpia, J. L., et al. Aerosol and surface contamination of SARS-CoV-2 observed in quarantine and isolation care. Scientific Reports. 10 (1), 12732 (2020).
  25. Chirizzi, D., et al. SARS-CoV-2 concentrations and virus-laden aerosol size distributions in outdoor air in north and south of Italy. Environment International. 146, 106255 (2021).
  26. Hadei, M., et al. Presence of SARS-CoV-2 in the air of public places and transportation. Atmospheric Pollution Research. 12 (3), 302-306 (2021).
  27. Moreno, T., et al. Tracing surface and airborne SARS-CoV-2 RNA inside public buses and subway trains. Environment International. 147, 106326 (2021).
  28. Mouchtouri, V. A., et al. Environmental contamination of SARS-CoV-2 on surfaces, air-conditioner and ventilation systems. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 230, 113599 (2020).
  29. Setti, L., et al. Airborne transmission route of COVID-19: why 2 meters/6 feet of inter-personal distance could not be enough. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17, 2932 (2020).
  30. SARS-CoV-2 Transmission. Centers for Disease Control and Prevention (CDC) Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/science/science-briefs/sars-cov-2-transmission.html (2021)
  31. Coronavirus Disease (COVID-19): How is it Transmitted. World Health Organization Available from: https://www.who.int/news-room/q-a-detail/coronavirus-disease-covid-19-how-is-it-transmitted (2021)
  32. Dinoi, A., et al. A review on measurements of SARS-CoV-2 genetic material in air in outdoor and indoor environments: Implication for airborne transmission. The Science of the Total Environment. 809, 151137 (2022).
  33. Bosch, A., et al. Analytical methods for virus detection in water and food. Food Analytical Methods. 4, 4-12 (2011).
  34. Gonçalves, J., et al. Surveillance of human enteric viruses in coastal waters using concentration with methacrylate monolithic supports prior to detection by RT-qPCR. Marine Pollution Bulletin. 128, 307-317 (2018).
  35. La Rosa, G., Muscillo, M. Molecular detection of viruses in water and sewage. Viruses in Food and Water. , 97-125 (2013).
  36. Medema, G., Heijnen, L., Elsinga, G., Italiaander, R., Brouwer, A. Presence of SARS-Coronavirus-2 RNA in sewage and correlation with reported COVID-19 prevalence in the early stage of the epidemic in the Netherlands. Environmental Science & Technology Letters. 7 (7), 511-516 (2020).
  37. CDC – 2019-nCoV Real-Time RT-PCR Diagnostic Panel Fact Sheet for Healthcare Providers. Centers for Disease Control and Prevention Available from: https://stacks.cdc.gov/view/cdc/85028 (2020)
  38. Conte, M. Airborne concentrations of SARS-CoV-2 in indoor community environments in Italy. Environmental Science and Pollution Research International. 29 (10), 13905-13916 (2022).
  39. nCoV-2019 sequencing protocol v3 (LoCost). protocols.io Available from: https://www.protocols.io/view/ncov-2019-sequencing-protocol-v3-locost-bh42j8ye (2020)
  40. Tyson, J. R. . Improvements to the ARTIC multiplex PCR method for SARS-CoV-2 genome sequencing using nanopore. , (2020).
  41. . ARTIC SARS-CoV-2 Workflow Available from: https://github.com/epi2me-labs/wf-artic (2022)
  42. Li, H., et al. The sequence alignment/map format and SAMtools. Bioinformatics. 25 (16), 2078-2079 (2009).
  43. . Freyja Available from: https://github.com/andersen-lab/Freyja (2022)
  44. Li, H. A statistical framework for SNP calling, mutation discovery, association mapping and population genetical parameter estimation from sequencing data. Bioinformatics. 27 (21), 2987-2993 (2011).
  45. Grubaugh, N. D., et al. An amplicon-based sequencing framework for accurately measuring intrahost virus diversity using PrimalSeq and iVar. Genome Biology. 20 (1), 8 (2019).
  46. Hadfield, J., et al. Nextstrain: real-time tracking of pathogen evolution. Bioinformatics. 34 (23), 4121-4123 (2018).
  47. Aksamentov, I., Roemer, C., Hodcroft, E. B., Neher, R. A. Nextclade: clade assignment, mutation calling and quality control for viral genomes. Journal of Open Source Software. 6 (67), 3773 (2021).
  48. Markt, R., et al. Detection and stability of SARS-CoV-2 fragments in wastewater: impact of storage temperature. Pathogens. 10 (9), 1215 (2021).
  49. Kocamemi, B. A., et al. First Data-Set on SARS-CoV-2 Detection for Istanbul Wastewaters in Turkey. MedRxiv. , (2020).
  50. Randazzo, W., et al. SARS-CoV-2 RNA in wastewater anticipated COVID-19 occurrence in a low prevalence area. Water Research. 181, 115942 (2020).
  51. Hoorfar, J., et al. Practical considerations in design of internal amplification controls for diagnostic PCR assays. Journal of Clinical Microbiology. 42 (5), 1863-1868 (2004).
  52. Parshionikar, S. U., Cashdollar, J., Shay Fout, G. Development of homologous viral internal controls for use in RT-PCR assays of waterborne enteric viruses. Journal of Virological Methods. 121, 39-48 (2004).
  53. Nalla, A. K. Comparative performance of SARS-CoV-2 detection assays using seven different primer-probe sets and one assay kit. Journal of Clinical Microbiology. 58 (6), 00557 (2020).
  54. Hirotsu, Y., Mochizuki, H., Omata, M. Double-quencher probes improve detection sensitivity toward Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) in a reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) assay. Journal of Virological Methods. 284, 113926 (2020).
  55. Ahmed, W. First confirmed detection of SARS-CoV-2 in untreated wastewater in Australia: A proof of concept for the wastewater surveillance of COVID-19 in the community. The Science of The Total Environment. 728, 138764 (2020).
  56. Bar-Or, I., et al. Detection of SARS-CoV-2 variants by genomic analysis of wastewater samples in Israel. The Science of the Total Environment. 789, 148002 (2021).
  57. La Rosa, G., Bonadonna, L., Lucentini, L., Kenmoe, S., Suffredini, E. Coronavirus in water environments: Occurrence, persistence and concentration methods – A scoping review. Water Research. 179, 115899 (2020).
  58. Wu, F., et al. SARS-CoV-2 titers in wastewater are higher than expected from clinically confirmed cases. mSystems. 5, 00614 (2020).
  59. Wurtzer, S., et al. Evaluation of lockdown effect on SARS-CoV-2 dynamics through viral genome quantification in waste water, Greater Paris, France, 5 March to 23 April 2020. European Communicable Disease Bulletin. 25 (50), 2000776 (2020).
  60. . VATar COVID-19 | Caso de Exito – Ministerio para la Transición Ecologica y el Reto Demografico Available from: https://esri.es/es-es/descubre-los-gis/casos-de-exito/administracion-/vatar-covod19-miteco-cs (2022)
  61. Nemudryi, A., et al. Temporal detection and phylogenetic assessment of SARS-CoV-2 in municipal wastewater. Cell Reports. Medicine. 1 (6), 100098 (2020).
  62. Rios, G., et al. Monitoring SARS-CoV-2 variants alterations in Nice neighborhoods by wastewater nanopore sequencing. The Lancet Regional Health. Europe. 10, 100202 (2021).
  63. Gomes da Silva, P. Environmental dissemination of SARS-CoV-2 in a University Hospital during the COVID-19 5th wave Delta variant peak in Castile-León, Spain. International Journal of Environmental Research and Public Health. 20, 1574 (2023).
  64. Gonçalves, J., et al. . Exposure assessment of SARS-CoV-2 and Nov GII/GII in aerosols generated by a municipal wastewater treatment plant. , (2022).
  65. Lednicky, J. A., et al. Isolation of SARS-CoV-2 from the air in a car driven by a COVID patient with mild illness. International Journal of Infectious Diseases. 108, 212-216 (2021).

Tags

Wastewater-based EpidemiologySARS-CoV-2COVID-19Air SamplingViral RNART-qPCRMengovirusN1 GeneN2 GeneRNA ExtractionCentrifugal UltrafiltrationComposite Wastewater SampleMolecular Biology

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Gonçalves, J., Gomes da Silva, P., Koritnik, T., Bosilj, M., Torres-Franco, A., Diaz, I., Rodriguéz, E., Marcos, E., Mesquita, J. R., García-Encina, P. Quantification and Whole Genome Characterization of SARS-CoV-2 RNA in Wastewater and Air Samples. J. Vis. Exp. (196), e65053, doi:10.3791/65053 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image