Summary

Kvantifisering og helgenomkarakterisering av SARS-CoV-2 RNA i avløpsvann og luftprøver

Published: June 30, 2023
doi:

Summary

Denne protokollen tar sikte på å kvantifisere SARS-CoV-2 RNA i avløpsvann og luftprøver som skal brukes til avløpsvannbaserte epidemiologiske studier og å vurdere eksponeringsrisikoen for SARS-CoV-2 i innendørs og utendørs aerosoler. Denne protokollen beskriver også en flislagt amplikon langmalsekvenseringstilnærming for SARS-CoV-2 helgenomkarakterisering.

Abstract

Avløpsvannbasert epidemiologi har dukket opp som et lovende og effektivt overvåkingssystem for SARS-CoV-2 og andre smittsomme sykdommer i mange nasjoner. Prosessen involverer vanligvis avløpsvannkonsentrasjon, nukleinsyreekstraksjon, amplifisering av utvalgte genomiske segmenter og deteksjon og kvantifisering av det amplifiserte genomiske segmentet. Denne metoden kan på samme måte utnyttes for å oppdage og kvantifisere smittsomme stoffer, som SARS-CoV-2, i luftprøver. I utgangspunktet ble SARS-CoV-2 antatt å spre seg primært gjennom nær personlig kontakt med dråper generert av en infisert person mens han snakket, nyset, hostet, sang eller pustet. Et økende antall studier har imidlertid rapportert tilstedeværelsen av SARS-CoV-2 RNA i luften av helseinstitusjoner, og etablert luftbåren overføring som en levedyktig rute for viruset. Denne studien presenterer en sammensetning av etablerte protokoller for å lette miljødeteksjon, kvantifisering og sekvensering av virus fra både avløpsvann og luftprøver.

Introduction

I desember 2019 dukket det opp en ny sykdom kalt COVID-19, forårsaket av et tidligere ukjent koronavirus, SARS-CoV-21. Den resulterende globale pandemien har presentert en betydelig utfordring for kliniske og folkehelselaboratorier over hele verden, ettersom et stort antall individer krever testing for nøyaktig å vurdere virusoverføring og utbredelse i samfunnet. I mange regioner er det imidlertid økonomisk umulig å oppnå det nødvendige testnivået på en rettidig og romlig omfattende måte 2,3. Dagens overvåkingssystemer basert på individuell klinisk diagnostikk er avhengig av symptombelastning og individuell rapportering, samt i hvilken grad disse symptomene overlapper med eksisterende sykdommer som sirkulerer i befolkningen 4,5,6,7,8,9,10. Følgelig bidrar et høyt antall asymptomatiske tilfeller til en betydelig underestimering av sykdomsbyrde 7,11.

På grunn av disse utfordringene ble avløpsvannbasert epidemiologi (WBE) for COVID-19-overvåking foreslått som en komplementær overvåkingsstrategi. WBE ble første gang beskrevet i 200112, og ble opprinnelig brukt til å spore kokain og andre ulovlige rusmidler13. Denne tilnærmingen er avhengig av antagelsen om at det er mulig å beregne den opprinnelige konsentrasjonen av ethvert stoff som er stabilt i avløpsvann og utskilt av mennesker 8,12. WBE har blitt implementert med suksess i mange land som et komplementært og effektivt overvåkingssystem for SARS-CoV-2 3,8,14,15,16. De fleste metoder for å oppdage humane virus i vannmiljøer følger disse trinnene: konsentrasjon, nukleinsyreekstraksjon, amplifisering av det valgte genomiske segmentet (eller segmentene) og deteksjon / kvantifisering av det forsterkede genomiske segmentet3.

Et annet viktig miljø for påvisning og kvantifisering av SARS-CoV-2 er i luftprøver. I utgangspunktet ble SARS-CoV-2 antatt å overføres hovedsakelig gjennom nær personlig kontakt med luftveisdråper fra aerosoler generert av en infisert person mens du snakker, nyser, hoster, synger eller puster17. Imidlertid begynte flere studier å rapportere tilstedeværelsen av SARS-CoV-2 RNA i luften, spesielt i helseinstitusjoner og andre lukkede rom 18,19,20,21. Det er funnet bevis for SARS-CoV-2-levedyktighet i luftprøver tatt innendørs på sykehus og andre lukkede rom når viruskonsentrasjonen var tilstrekkelig høy22,23,2 4. Utendørsstudier har generelt ikke funnet holdepunkter for SARS-CoV-2, bortsett fra i overfylte uteområder 21,25,26,27,28,29. Per nå har luftbåren overføring av SARS-CoV-2 blitt anerkjent som en overføringsmåte30,31. En nylig gjennomgangsstudie viser forskjellene mellom utendørs, hvor risikoen for luftbåren overføring er minimal utenfor overfylte områder, og innendørs, hvor større risiko kan være tilstede i dårlig ventilerte miljøer der sterke kilder (dvs. antall smittede personer) kan være til stede. En nylig omfattende gjennomgangsstudie har fremhevet de betydelige forskjellene mellom risikoen for luftbåren overføring i utendørs versus innendørs miljøer, spesielt i overfylte områder med dårlig ventilasjon. Studien indikerer at risikoen for luftbåren overføring er minimal i utendørsmiljøer, hvor det er et større volum luft tilgjengelig for fortynning og spredning av viruspartikler32. Disse funnene har viktige implikasjoner for folkehelsepolitikk og retningslinjer knyttet til COVID-19. Ved å anerkjenne de betydelige forskjellene i overføringsrisiko mellom innendørs og utendørs miljøer, kan beslutningstakere utvikle mer effektive strategier for å redusere spredningen av viruset og beskytte folkehelsen.

Det finnes en rekke metoder og protokoller for påvisning, kvantifisering og sekvensering av SARS-CoV-2 fra forskjellige miljøprøver. Denne metodeartikkelen tar sikte på å presentere en kombinasjon av veletablerte protokoller som tillater laboratorier med ulike kapasitetsnivåer å utføre miljødeteksjon, kvantifisering og sekvensering av virus fra avløpsvann og luftprøver.

Protocol

Alle metodene beskrevet her er publisert andre steder og inneholder små modifikasjoner fra de opprinnelige metodene. 1. Innsamling av avløpsvann og forbehandling av prøver MERK: På grunn av de lave konsentrasjonene av SARS-CoV-2 RNA i miljøprøver, er implementeringen av et konsentrasjonstrinn avgjørende for en vellykket deteksjon33,34,35. Beskrevet her…

Representative Results

Resultatene oppsummert i tabell 3 viser eksempler på påvisning og kvantifisering av SARS-CoV-2 RNA i avløpsvann og luftprøver ved hjelp av metoden beskrevet i denne artikkelen. Avløpsvannprøver ble samlet inn fra renseanlegg i Spania og Slovenia og ble ansett som positive hvis Ct var mindre enn 40 i minst to av de tre replikatene, med kvantifisering ansett som gyldig hvis Ct hadde en variasjon på mindre enn 5%. I Spania og Portugal ble det samlet inn innendørs og utendørs luftprøver, og de samm…

Discussion

Mikrobiell og viral deteksjon og kvantifisering ved hjelp av (RT-) qPCR-metoder har fått utbredt aksept på grunn av deres bemerkelsesverdige følsomhet. Imidlertid står disse teknikkene overfor mange utfordringer når man analyserer miljøprøver. Avløpsvannprøver inneholder en overflod av hemmende stoffer som kan forskyve målinger og gi misvisende resultater. For å takle disse begrensningene og forbedre presisjonen, ble en kompleks protokoll unnfanget, designet og implementert. Denne protokollen ble skreddersydd …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble utført med økonomisk støtte fra den regionale regjeringen i Castilla y Leon og FEDER-programmet (prosjektene CLU 2017-09, UIC315 og VA266P20).

Materials

Adapter+A25+A2:D19+A2:D20+A2+A2:D19 Oxford Nanopore EXP-AMII001 Sequencing
AllPrep PowerViral DNA/RNA Kit Qiagen 28000-50 RNA extraction kit
AMPure XP Beckman Coulter A63880 PCR Purification, NGS Clean-up, PCR clean-up
ARTIC SARS-CoV-2 Amplicon Panel IDT 10011442 SARS-CoV-2 genome amplification
Blunt/TA Ligase Master Mix NEB M0367S Library preparation
CENTRICON PLUS­70 10KDA. Fisher Scientific 10296062 Concentration filters
CORIOLIS COMPACT AIR SAMPLER Bertin Technologies 083-DU001 Air sampler
Duran laboratory bottles Merck Z305200-10EA Sampling Bottles
Flow Cell (R9.4.1) Oxford Nanopore FLO-MIN106D Sequencing
General labarotory consumables (tubes, qPCR plates, etc)
Ligation Sequencing Kit Oxford Nanopore SQK-LSK109 Sequencing
LunaScript RT SuperMix Kit NEB E3010  cDNA synthesis
Mengovirus extraction control Kit Biomérieux KMG Concentration control
Nalgene General Long-Term Storage Cryogenic Tubes Thermofisher 5011-0012 Sample storage
Native Barcoding Expansion 1-12 (PCR-free Oxford Nanopore EXP-NBD104 Barcoding
NEBNext Ultra II End Repair/dA-Tailing Module NEB E7595 DNA repair
NEBNext VarSkip Short SARS-CoV-2 Primer Mixes NEB E7658 SARS-CoV-2 genome amplification
NEBNext Quick Ligation Reaction Buffer NEB B6058S Sequencing 
Phosphate buffered saline Merck P4474 Collection buffer
Phosphate-buffered saline (PBS, 1X), sterile-filtered Thermofisher J61196.AP Elution of air samples
Q5 Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix NEB M0494S hot start DNA polymerase
Qubit RNA HS Assay Kit Thermofisher Q32852 RNA quantitation
SARS-CoV-2 RUO qPCR Primer & Probe Kit IDT 10006713 Primer-Probe mix and qPCR positive control
TaqPath 1-Step RT-qPCR Master Mix Thermofisher A15299 RT-qPCR kit

References

  1. Naming the Coronavirus Disease (COVID-19) and the Virus that Causes it. World Health Organization Available from: https://www.who.int/emergencies/diseases/novel-coronavirus-2019/technical-guidance/naming-the-coronavirus-disease (2020)
  2. Lab Workplace Safety. Centers for Disease Control and Prevention Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/lab/lab-safety-practices.html (2020)
  3. Gonçalves, J., et al. Centralized and decentralized wastewater-based epidemiology to infer COVID-19 transmission – A brief review. One Health. 15, 100405 (2022).
  4. Dawood, F. S., et al. Estimated global mortality associated with the first 12 months of 2009 pandemic influenza A H1N1 virus circulation: a modelling study. The Lancet Infectious Diseases. 12 (9), 687-695 (2012).
  5. Gonçalves, J., Koritnik, T., Paragi, M. Assessment of weather and atmospheric pollution as a co-factor in the spread of SARS-CoV-2. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 92 (3), e2021094 (2021).
  6. Gonçalves, J., et al. Detection of SARS-CoV-2 RNA in hospital wastewater from a low COVID-19 disease prevalence area. The Science of The Total Environment. 755, 143226 (2021).
  7. Mizumoto, K., Kagaya, K., Zarebski, A., Chowell, G. Estimating the asymptomatic proportion of coronavirus disease 2019 (COVID-19) cases on board the Diamond Princess cruise ship, Yokohama, Japan, 2020. Eurosurveillance. 25 (10), 2000180 (2020).
  8. Polo, D., et al. Making waves: Wastewater-based epidemiology for COVID-19 – approaches and challenges for surveillance and prediction. Water Research. 186, 116404 (2020).
  9. Shmueli, G., Burkom, H. Statistical challenges facing early outbreak detection in biosurveillance. Technometrics. 52 (1), 39-51 (2010).
  10. Simonsen, L., et al. Global mortality estimates for the 2009 influenza pandemic from the GLaMOR project: A modeling study. PLoS Medicine. 10 (11), e1001558 (2013).
  11. Oran, D. P., Topol, E. J. Prevalence of asymptomatic SARS-CoV-2 infection: a narrative reivew. Annals of Internal Medicine. 173, 362-367 (2020).
  12. Daughton, C., Jones-Lepp, T. Pharmaceuticals and Personal Care Products in the Environment: Scientific and Regulatory Issues. ACS Symposium Series. , (2001).
  13. Zuccato, E., et al. Cocaine in surface waters: a new evidence-based tool to monitor community drug abuse. Environmental Health. 4, 14 (2005).
  14. Aguiar-Oliveira, M. d. e. L., et al. Wastewater-based epidemiology (WBE) and viral detection in polluted surface water: A valuable tool for COVID-19 surveillance-a brief review. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17, 9251 (2020).
  15. García-Encina, P. A. Wastewater-based epidemiology (WBE). Water and Environment Journal. 35 (4), 1162-1163 (2021).
  16. Mao, K., Zhang, H., Pan, Y., Yang, Z. Biosensors for wastewater-based epidemiology for monitoring public health. Water Research. 191, 116787 (2021).
  17. Shereen, M. A., Khan, S., Kazmi, A., Bashir, N., Siddique, R. COVID-19 infection: Origin, transmission, and characteristics of human coronaviruses. Journal of Advanced Research. 24, 91-98 (2020).
  18. Chia, P. Y., et al. Detection of air and surface contamination by SARS-CoV-2 in hospital rooms of infected patients. Nature Communications. 11 (1), 2800 (2020).
  19. Lei, H., et al. SARS-CoV-2 environmental contamination associated with persistently infected COVID-19 patients. Influenza and Other Respiratory Viruses. 14 (6), 688-699 (2020).
  20. Razzini, K., et al. SARS-CoV-2 RNA detection in the air and on surfaces in the COVID-19 ward of a hospital in Milan, Italy. The Science of The Total Environment. 742, 140540 (2020).
  21. da Silva, P. G., Gonçalves, J., Nascimento, M. S. J., Sousa, S. I. V., Mesquita, J. R. Detection of SARS-CoV-2 in the indoor and outdoor areas of urban public transport systems of three major cities of Portugal in 2021. International Journal of Environmental Research and Public Health. 19 (10), 5955 (2022).
  22. Barbieri, P., et al. Molecular detection of SARS-CoV-2 from indoor air samples in environmental monitoring needs adequate temporal coverage and infectivity assessment. Environmental Research. 198, 111200 (2021).
  23. Lednicky, J., et al. Earliest detection to date of SARS-CoV-2 in Florida: Identification together with influenza virus on the main entry door of a university building, February 2020. PLoS One. 16 (1), 0245352 (2021).
  24. Santarpia, J. L., et al. Aerosol and surface contamination of SARS-CoV-2 observed in quarantine and isolation care. Scientific Reports. 10 (1), 12732 (2020).
  25. Chirizzi, D., et al. SARS-CoV-2 concentrations and virus-laden aerosol size distributions in outdoor air in north and south of Italy. Environment International. 146, 106255 (2021).
  26. Hadei, M., et al. Presence of SARS-CoV-2 in the air of public places and transportation. Atmospheric Pollution Research. 12 (3), 302-306 (2021).
  27. Moreno, T., et al. Tracing surface and airborne SARS-CoV-2 RNA inside public buses and subway trains. Environment International. 147, 106326 (2021).
  28. Mouchtouri, V. A., et al. Environmental contamination of SARS-CoV-2 on surfaces, air-conditioner and ventilation systems. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 230, 113599 (2020).
  29. Setti, L., et al. Airborne transmission route of COVID-19: why 2 meters/6 feet of inter-personal distance could not be enough. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17, 2932 (2020).
  30. SARS-CoV-2 Transmission. Centers for Disease Control and Prevention (CDC) Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/science/science-briefs/sars-cov-2-transmission.html (2021)
  31. Coronavirus Disease (COVID-19): How is it Transmitted. World Health Organization Available from: https://www.who.int/news-room/q-a-detail/coronavirus-disease-covid-19-how-is-it-transmitted (2021)
  32. Dinoi, A., et al. A review on measurements of SARS-CoV-2 genetic material in air in outdoor and indoor environments: Implication for airborne transmission. The Science of the Total Environment. 809, 151137 (2022).
  33. Bosch, A., et al. Analytical methods for virus detection in water and food. Food Analytical Methods. 4, 4-12 (2011).
  34. Gonçalves, J., et al. Surveillance of human enteric viruses in coastal waters using concentration with methacrylate monolithic supports prior to detection by RT-qPCR. Marine Pollution Bulletin. 128, 307-317 (2018).
  35. La Rosa, G., Muscillo, M. Molecular detection of viruses in water and sewage. Viruses in Food and Water. , 97-125 (2013).
  36. Medema, G., Heijnen, L., Elsinga, G., Italiaander, R., Brouwer, A. Presence of SARS-Coronavirus-2 RNA in sewage and correlation with reported COVID-19 prevalence in the early stage of the epidemic in the Netherlands. Environmental Science & Technology Letters. 7 (7), 511-516 (2020).
  37. CDC – 2019-nCoV Real-Time RT-PCR Diagnostic Panel Fact Sheet for Healthcare Providers. Centers for Disease Control and Prevention Available from: https://stacks.cdc.gov/view/cdc/85028 (2020)
  38. Conte, M. Airborne concentrations of SARS-CoV-2 in indoor community environments in Italy. Environmental Science and Pollution Research International. 29 (10), 13905-13916 (2022).
  39. nCoV-2019 sequencing protocol v3 (LoCost). protocols.io Available from: https://www.protocols.io/view/ncov-2019-sequencing-protocol-v3-locost-bh42j8ye (2020)
  40. Tyson, J. R. . Improvements to the ARTIC multiplex PCR method for SARS-CoV-2 genome sequencing using nanopore. , (2020).
  41. . ARTIC SARS-CoV-2 Workflow Available from: https://github.com/epi2me-labs/wf-artic (2022)
  42. Li, H., et al. The sequence alignment/map format and SAMtools. Bioinformatics. 25 (16), 2078-2079 (2009).
  43. . Freyja Available from: https://github.com/andersen-lab/Freyja (2022)
  44. Li, H. A statistical framework for SNP calling, mutation discovery, association mapping and population genetical parameter estimation from sequencing data. Bioinformatics. 27 (21), 2987-2993 (2011).
  45. Grubaugh, N. D., et al. An amplicon-based sequencing framework for accurately measuring intrahost virus diversity using PrimalSeq and iVar. Genome Biology. 20 (1), 8 (2019).
  46. Hadfield, J., et al. Nextstrain: real-time tracking of pathogen evolution. Bioinformatics. 34 (23), 4121-4123 (2018).
  47. Aksamentov, I., Roemer, C., Hodcroft, E. B., Neher, R. A. Nextclade: clade assignment, mutation calling and quality control for viral genomes. Journal of Open Source Software. 6 (67), 3773 (2021).
  48. Markt, R., et al. Detection and stability of SARS-CoV-2 fragments in wastewater: impact of storage temperature. Pathogens. 10 (9), 1215 (2021).
  49. Kocamemi, B. A., et al. First Data-Set on SARS-CoV-2 Detection for Istanbul Wastewaters in Turkey. MedRxiv. , (2020).
  50. Randazzo, W., et al. SARS-CoV-2 RNA in wastewater anticipated COVID-19 occurrence in a low prevalence area. Water Research. 181, 115942 (2020).
  51. Hoorfar, J., et al. Practical considerations in design of internal amplification controls for diagnostic PCR assays. Journal of Clinical Microbiology. 42 (5), 1863-1868 (2004).
  52. Parshionikar, S. U., Cashdollar, J., Shay Fout, G. Development of homologous viral internal controls for use in RT-PCR assays of waterborne enteric viruses. Journal of Virological Methods. 121, 39-48 (2004).
  53. Nalla, A. K. Comparative performance of SARS-CoV-2 detection assays using seven different primer-probe sets and one assay kit. Journal of Clinical Microbiology. 58 (6), 00557 (2020).
  54. Hirotsu, Y., Mochizuki, H., Omata, M. Double-quencher probes improve detection sensitivity toward Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) in a reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) assay. Journal of Virological Methods. 284, 113926 (2020).
  55. Ahmed, W. First confirmed detection of SARS-CoV-2 in untreated wastewater in Australia: A proof of concept for the wastewater surveillance of COVID-19 in the community. The Science of The Total Environment. 728, 138764 (2020).
  56. Bar-Or, I., et al. Detection of SARS-CoV-2 variants by genomic analysis of wastewater samples in Israel. The Science of the Total Environment. 789, 148002 (2021).
  57. La Rosa, G., Bonadonna, L., Lucentini, L., Kenmoe, S., Suffredini, E. Coronavirus in water environments: Occurrence, persistence and concentration methods – A scoping review. Water Research. 179, 115899 (2020).
  58. Wu, F., et al. SARS-CoV-2 titers in wastewater are higher than expected from clinically confirmed cases. mSystems. 5, 00614 (2020).
  59. Wurtzer, S., et al. Evaluation of lockdown effect on SARS-CoV-2 dynamics through viral genome quantification in waste water, Greater Paris, France, 5 March to 23 April 2020. European Communicable Disease Bulletin. 25 (50), 2000776 (2020).
  60. . VATar COVID-19 | Caso de Exito – Ministerio para la Transición Ecologica y el Reto Demografico Available from: https://esri.es/es-es/descubre-los-gis/casos-de-exito/administracion-/vatar-covod19-miteco-cs (2022)
  61. Nemudryi, A., et al. Temporal detection and phylogenetic assessment of SARS-CoV-2 in municipal wastewater. Cell Reports. Medicine. 1 (6), 100098 (2020).
  62. Rios, G., et al. Monitoring SARS-CoV-2 variants alterations in Nice neighborhoods by wastewater nanopore sequencing. The Lancet Regional Health. Europe. 10, 100202 (2021).
  63. Gomes da Silva, P. Environmental dissemination of SARS-CoV-2 in a University Hospital during the COVID-19 5th wave Delta variant peak in Castile-León, Spain. International Journal of Environmental Research and Public Health. 20, 1574 (2023).
  64. Gonçalves, J., et al. . Exposure assessment of SARS-CoV-2 and Nov GII/GII in aerosols generated by a municipal wastewater treatment plant. , (2022).
  65. Lednicky, J. A., et al. Isolation of SARS-CoV-2 from the air in a car driven by a COVID patient with mild illness. International Journal of Infectious Diseases. 108, 212-216 (2021).

Play Video

Cite This Article
Gonçalves, J., Gomes da Silva, P., Koritnik, T., Bosilj, M., Torres-Franco, A., Diaz, I., Rodriguéz, E., Marcos, E., Mesquita, J. R., García-Encina, P. Quantification and Whole Genome Characterization of SARS-CoV-2 RNA in Wastewater and Air Samples. J. Vis. Exp. (196), e65053, doi:10.3791/65053 (2023).

View Video