Summary

Evaluatie van Caspase-activering om aangeboren immuunceldood te beoordelen

Published: January 20, 2023
doi:

Summary

Dit protocol beschrijft een uitgebreide methode voor het beoordelen van caspase-activering (caspase-1, caspase-3, caspase-7, caspase-8, caspase-9 en caspase-11) in reactie op zowel in vitro als in vivo (bij muizen) modellen van infectie, steriele beledigingen en kanker om de initiatie van celdoodroutes te bepalen, zoals pyroptose, apoptose, necroptose en PANoptose.

Abstract

Aangeboren immuniteit biedt de kritieke eerste verdedigingslinie als reactie op ziekteverwekkers en steriele beledigingen. Een belangrijke mechanistische component van deze respons is de initiatie van aangeboren immuungeprogrammeerde celdood (PCD) om geïnfecteerde of beschadigde cellen te elimineren en immuunresponsen te verspreiden. Overtollig PCD wordt echter geassocieerd met ontsteking en pathologie. Daarom is het begrijpen van de activering en regulatie van PCD een centraal aspect van het karakteriseren van aangeboren immuunresponsen en het identificeren van nieuwe therapeutische doelen in het hele ziektespectrum.

Dit protocol biedt methoden voor het karakteriseren van aangeboren immuun-PCD-activering door caspasen te monitoren, een familie van cysteïne-afhankelijke proteasen die vaak worden geassocieerd met verschillende PCD-routes, waaronder apoptose, pyroptose, necroptose en PANoptose. Eerste rapporten karakteriseerden caspase-2, caspase-8, caspase-9 en caspase-10 als initiator caspases en caspase-3, caspase-6 en caspase-7 als effector caspases in apoptose, terwijl latere studies vonden dat de inflammatoire caspasen, caspase-1, caspase-4, caspase-5 en caspase-11, pyroptose veroorzaken. Het is nu bekend dat er uitgebreide overspraak is tussen de caspasen en andere aangeboren immuun- en celdoodmoleculen over de eerder gedefinieerde PCD-routes, waardoor een belangrijke kenniskloof wordt geïdentificeerd in het mechanistische begrip van aangeboren immuniteit en PCD en leidt tot de karakterisering van PANoptose. PANoptose is een unieke aangeboren immuuninflammatoire PCD-route gereguleerd door PANoptosoomcomplexen, die componenten, waaronder caspasen, van andere celdoodroutes integreren.

Hier worden methoden gegeven voor het beoordelen van de activering van caspasen als reactie op verschillende stimuli. Deze methoden maken de karakterisering van PCD-routes mogelijk, zowel in vitro als in vivo, omdat geactiveerde caspasen proteolytische splitsing ondergaan die kan worden gevisualiseerd door western blotting met behulp van optimale antilichamen en blottingcondities. Er zijn een protocol en western blotting workflow opgesteld die de beoordeling van de activering van meerdere caspasen uit dezelfde cellulaire populatie mogelijk maken, waardoor een uitgebreide karakterisering van de PCD-processen wordt geboden. Deze methode kan worden toegepast op onderzoeksgebieden in ontwikkeling, homeostase, infectie, ontsteking en kanker om PCD-routes te evalueren tijdens cellulaire processen in gezondheid en ziekte.

Introduction

Het aangeboren immuunsysteem fungeert als de eerste verdedigingslinie tijdens infectie en als reactie op steriele stimuli, zoals weefselbeschadiging en veranderingen in homeostase. Aangeboren immuunsensoren op het celoppervlak en in het cytoplasma reageren op pathogene of schade-geassocieerde moleculaire patronen (respectievelijk PAMPs of DAMPs) om ontstekingssignaleringsroutes en cellulaire reacties te activeren. Een van de belangrijkste processen van de aangeboren immuunrespons is de inductie van celdood om geïnfecteerde of beschadigde cellen te verwijderen en verdere aangeboren en adaptieve immuunresponsen te stimuleren. Geprogrammeerde celdood (PCD) is een zeer geconserveerd proces tussen soorten, wat het evolutionaire belang ervan als een aangeboren immuunmechanisme benadrukt.

Er zijn verschillende aangeboren immuun PCD-routes die in alle celtypen kunnen worden geactiveerd. Caspasen zijn een belangrijke familie van sterk geconserveerde, intracellulaire, cysteïne-afhankelijke proteasen die van cruciaal belang zijn voor veel PCD-routes, waaronder de traditioneel niet-inflammatoire apoptoseroute, evenals inflammatoire PCD-routes zoals pyroptose, necroptose en PANoptose 1,2,3,4,5 . Er zijn 11 menselijke en 10 muriene caspasen die goed gedefinieerd zijn, evenals pseudo-caspasen die functioneel kunnen zijn, en de meeste worden constitutief uitgedrukt als inactieve monomere of dimerische pro-caspasen die decolleté vereisen voor activering 6,7. Caspasen bevatten ook belangrijke domeinen voor de rekrutering en vorming van multiproteïnecomplexen. Deze omvatten het caspase-activerings- en rekruteringsdomein (CARD), dat te vinden is in caspase-1, caspase-2, caspase-4, caspase-5, caspase-9 en caspase-11, of het death effector-domein (DED), dat wordt gevonden in caspase-8 en caspase-10. Door zowel hun proteolytische activiteit als hun vermogen om multiproteïnecomplexen te vormen, zijn caspasen kritieke aanjagers van aangeboren immuun-PCD.

De rol van caspasen in aangeboren immuun-PCD werd voor het eerst geïdentificeerd in apoptose, waarbij de initiator caspases, caspase-2, caspase-8, caspase-9 en caspase-10, de beul caspases, caspase-3, caspase-6 en caspase-7 activeren om celdood 8,9,10,11,12 te veroorzaken. Initiator caspasen kunnen worden geactiveerd door diverse signaalcascades; De extrinsieke route activeert caspase-8 door extracellulaire ligand-geïnduceerde doodsreceptorsignalering en de intrinsieke route activeert caspase-9 door de verstoring van mitochondriale integriteit13. Geactiveerde initiator caspasen splitsen de linker en scheiden de grote en kleine katalytische subeenheden van beul caspasen om hun actieve vormen te produceren. De caspasen van de beul splitsen vervolgens hun substraten om de cel te demonteren, wat resulteert in DNA-degradatie, membraanblebbing, nucleaire fragmentatie en het vrijkomen van apoptotische lichamen14,15. Dit proces eindigt meestal in een niet-lytische en niet-inflammatoire vorm van celdood in combinatie met de onmiddellijke klaring van de stervende cellen door efferocytose16. Defecten in efferocytose of een gebrek aan fagocytische cellen kunnen echter leiden tot de accumulatie van apoptotische cellen, die vervolgens lytische en inflammatoire celdood ondergaan17,18.

De inflammatoire caspasen, waaronder caspase-1 (mens en muis), caspase-4 en caspase-5 (menselijk) en caspase-11 (muis), zijn ontdekt te worden geactiveerd tijdens een vorm van inflammatoir aangeboren immuun PCD (III-PCD) genaamd pyroptose. Caspase-1-activering is geassocieerd met de vorming van inflammasomen, multiproteïnecomplexen die een cytosolische aangeboren immuunsensor, een adaptermolecuul (apoptose-geassocieerd speck-achtig eiwit met een CARD [ASC]) en caspase-1 bevatten. De vorming van dit complex stelt caspase-1 in staat om nabijheidsgemedieerde autoproteolyse te ondergaan om zijn actieve vorm vrij te geven, die doelsubstraten kan splitsen, waaronder de pro-inflammatoire cytokines interleukine (IL) -1β en IL-18 en het porievormende molecuul gasdermine D (GSDMD)19,20,21,22,23 . Caspase-11, caspase-4 en caspase-5 kunnen GSDMD ook activeren zonder de stroomopwaartse vorming van het inflammasoom na het detecteren van PAMP’s zoals lipopolysaccharide (LPS)19,20. Deze caspasen ondergaan dimerisatie gevolgd door oligomerisatie en zelfsplitsing voor activering na binding aan cytosolisch LPS, wat leidt tot niet-canonieke inflammasoomactivering24,25,26 en caspase-1 activering op een celintrinsieke manier om IL-1β en IL-18 rijping20 te induceren. De rijping en afgifte van deze pro-inflammatoire cytokines karakteriseren deze caspasen als ‘inflammatoir’. Bovendien is gebleken dat de apoptotische caspase-8 zich lokaliseert naar het inflammasoom, waardoor een verband wordt gelegd tussen apoptotische en pyroptotische processen. Studies hebben aangetoond dat de apoptotische caspase-8 ook van cruciaal belang is voor het reguleren van een andere vorm van PCD genaamd necroptose. Het verlies van caspase-8 resulteert in spontane receptor-interagerende serine-threonine kinase 3 (RIPK3)-gemedieerde gemengde lineage kinase domein-like pseudokinase (MLKL) activering om de III-PCD route van necroptose 27,28,29,30,31,32,33,34,35 aan te sturen.

Hoewel caspasen historisch zijn geclassificeerd als “apoptotisch” of “inflammatoir” op basis van het type celdood dat ze initiëren, suggereert groeiend bewijs dat er uitgebreide overspraak is tussen de aangeboren immuun-PCD-routes door caspasen 3,4. Bijvoorbeeld, de inflammatoire caspase-1 van inflammasomen splitst de apoptotische caspase-7 op zijn canonieke activeringsplaats34. Caspase-1 activering kan ook leiden tot de splitsing van apoptotische substraten zoals poly(ADP-ribose) polymerase 1 (PARP1)36. In cellen zonder GSDMD kan caspase-1 ook caspase-337,38 splijten. Bovendien kan de canoniek apoptotische caspase-3 gasdermin E (GSDME) splitsen om PCD17,18 te induceren en verwerkt ook GSDMD in een inactieve vorm40. Verder is caspase-8 rekrutering voor het inflammasoomcomplex waargenomen 39,40,41,42,43,44,45, en caspase-8 is een belangrijke regulator van canonieke en niet-canonieke inflammasoomactivatie 39. Er zijn ook overlappende en redundante rollen voor caspase-8 en caspase-1 in veel ontstekingsaandoeningen, en aangeboren immuun-PCD gekenmerkt door de activering van pyroptotische, apoptotische en necroptotische componenten komt voor in het ziektespectrum 39,46,47,48,49,50.

Op basis van deze overspraak tussen inflammatoire en apoptotische caspasen werd een belangrijke kloof in het mechanistische begrip van aangeboren immuniteit en PCD geïdentificeerd, wat leidde tot de ontdekking van PANoptose. PANoptose is een unieke vorm van III-PCD die wordt geactiveerd als reactie op pathogenen, PAMP’s, DAMP’s en veranderingen in homeostase en wordt gereguleerd door PANoptosomen – veelzijdige macromoleculaire complexen die componenten van andere celdoodroutes integreren 44,50,51,52,53,54,55 . De totaliteit van de biologische effecten in PANoptose kan niet individueel worden verklaard door pyroptose, apoptose of necroptose alleen 3,4,35,36,39,46,47,48, aangezien PANoptose wordt gekenmerkt door de activering van meerdere caspasen, waaronder caspase-1, caspase-11, caspase-8, caspase-9, caspase-3 en/of caspase-7, afhankelijk van de context 44,48,49,50,51,52,53,54,56,57,58,59,60,61,62 . PANoptose is in toenemende mate betrokken bij infectie- en ontstekingsziekten, evenals bij kankers en kankertherapieën 3,4,35,36,39,44,46,47,48,49,50,51,52,53 ,54,56
,57,58,59,60,61,62,63,64,65,66.

Gezien de essentiële rol van caspasen in celdoodroutes, waaronder apoptose, pyroptose, necroptose en PANoptose, is het belangrijk om technieken te ontwikkelen om hun activering te karakteriseren en de volledige complexiteit van de PCD-routes te begrijpen. Het protocol beschrijft hier een methode om cellen te stimuleren en de daaropvolgende activering van caspasen te meten (figuur 1). Deze methode maakt gebruik van de proteolytische splitsing van caspasen, die over het algemeen nodig is voor hun activering, als een middel om ze te bestuderen. Door middel van western blotting kunnen de eiwitgroottes worden bepaald, waardoor de inactieve pro-caspasen en hun geactiveerde, gesplitste vormen duidelijk kunnen worden gevisualiseerd en gedifferentieerd.

De belangrijkste voordelen van dit protocol zijn 1) het vermogen om de activering van meerdere caspasen parallel van een enkele populatie van endogene cellen te beoordelen om pcd-activering nauwkeuriger te bepalen en 2) het gebruik van relatief eenvoudige laboratoriumtechnieken die geen uitgebreide training of dure apparatuur vereisen. Eerdere protocollen hebben westerse blotting, fluorescerende reporters of antilichaamkleuring gebruikt om caspase-activering in kweeksupernatanten, cel- en weefsellysaten, hele cellen via microscopie en in vivo 67,68,69,70,71 te controleren, maar deze technieken controleren over het algemeen slechts één of twee caspasen in een monster. Bovendien, terwijl synthetische peptidesubstraten die caspasesplitsingsplaatsen bevatten die fluoresceren bij splitsing zijn gebruikt om caspase-activering in cel- of weefsellysaten te controleren69, kunnen deze substraten vaak door meer dan één caspase worden gesplitst, waardoor het moeilijk is om de specifieke activering van individuele caspasen in dit systeem te bepalen. Bovendien stelt het gebruik van western blotting in plaats van het gebruik van fluorescerende reporters of andere op tags gebaseerde methoden onderzoekers in staat om endogene cellen te gebruiken in plaats van specifieke cellijnen te maken met reportergenen. Er zijn meerdere voordelen aan het gebruik van endogene cellen, waaronder het feit dat veel vereeuwigde cellijnen een tekort hebben aan belangrijke celdoodmoleculen72,73, wat de resultaten zou kunnen beïnvloeden. Bovendien maakt het gebruik van endogene cellen de evaluatie van verschillende celtypen mogelijk, zoals macrofagen, epitheelcellen en endotheelcellen, in plaats van een enkele afstamming. Western blotting is ook een relatief eenvoudige en kosteneffectieve techniek die kan worden uitgevoerd in laboratoria over de hele wereld zonder de noodzaak van grote, dure apparatuur of gecompliceerde opstellingen.

Dit protocol is breed toepasbaar in de biologie om zowel de celdoodafhankelijke als celdoodonafhankelijke functies van caspasen te begrijpen, inclusief hun steigerrollen en functies in andere ontstekingssignaleringsroutes74. Het toepassen van deze methode maakt een uniforme aanpak mogelijk in de studie van aangeboren immuun-PCD-routes en ontstekingssignalering tussen ziekten en aandoeningen, en dit protocol kan worden gebruikt om kritieke regulerende processen en mechanistische verbindingen te identificeren die de ontwikkeling van toekomstige therapeutische strategieën zullen informeren.

Protocol

Het gebruik en de procedures voor dieren werden goedgekeurd door het St. Jude Children’s Research Hospital Committee on the Use and Care of Animals. 1. De oplossingen voorbereiden Bereid L929-geconditioneerde media voor.Plaat 1 × 106 L929-cellen (zie materiaaltabel) in een 182 cm 2-weefselkweekkolf met 50 ml L929-kweekmedia (zie tabel 1 voor de bereiding van de media). Kweek de cellen in een …

Representative Results

PANoptosis is waargenomen als reactie op talrijke bacteriële, virale en schimmelinfecties en andere ontstekingsstimuli, evenals in kankercellen 44,48,49,50,51,52,53,54,56,57,58,60,61,62 …

Discussion

Het monitoren van caspase splitsing en activering biedt een van de meest uitgebreide beelden van aangeboren immuun PCD-activering als onderdeel van de aangeboren immuunrespons. Het hier beschreven protocol demonstreert een strategie om caspase-activering te controleren als reactie op IAV-, HSV1- en F. novicida-infecties en de steriele trigger LPS + ATP, maar tal van andere stimuli kunnen PCD induceren en kunnen in deze methode worden gebruikt, zoals is aangetoond in verschillende publicaties 44,48,49,50,51,52,53…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We bedanken leden van het Kanneganti-lab voor hun opmerkingen en suggesties, en we bedanken J. Gullett, PhD, voor wetenschappelijke bewerkingsondersteuning. Het werk in ons lab wordt ondersteund door National Institutes of Health (NIH) subsidies AI101935, AI124346, AI160179, AR056296 en CA253095 (aan T.-D.K.) en door de Amerikaanse Libanese Syrian Associated Charities (aan T.-D.K.). De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet noodzakelijkerwijs de officiële standpunten van de National Institutes of Health.

Materials

0.45 μm filter Millipore SCHVU05RE
10 mL syringe BD Biosciences 309604
12% polyacrylamide gel with 10 wells  Bio-Rad 4561043
12-well plate  Corning 07-200-82
18 G needle  BD Biosciences 305195
25 G needle  BD Biosciences 305122
50 mL tube  Fisher Scientific 50-809-218
70 μm cell strainer  Corning 431751
150 mm tissue culture dishes Corning 430597
182-cm2 tissue culture flask Genesee Scientific 25-211
Accessory white trans tray Cytiva 29-0834-18
Anti–caspase-1 antibody AdipoGen AG-20B-0042-C100
Anti–caspase-11 antibody Novus Biologicals NB120-10454
Anti–caspase-3 antibody Cell Signaling Technology 9662
Anti–caspase-7 antibody Cell Signaling Technology 9492
Anti–caspase-8 antibody Cell Signaling Technology 4927
Anti–caspase-9 antibody Cell Signaling Technology 9504
Anti–cleaved caspase-3 antibody  Cell Signaling Technology 9661
Anti–cleaved caspase-7 antibody  Cell Signaling Technology 9491
Anti–cleaved caspase-8 antibody  Cell Signaling Technology 8592
Anti-mouse HRP-conjugated secondary antibody  Jackson ImmunoResearch Laboratories 315-035-047
Anti-rabbit HRP-conjugated secondary antibody  Jackson ImmunoResearch Laboratories 111-035-047
Anti-rat HRP-conjugated secondary antibody  Jackson ImmunoResearch Laboratories 112-035-003
Anti–β-Actin antibody (C4) HRP Santa Cruz sc-47778 HRP
ATP InvivoGen tlrl-atpl
BBL Trypticase Soy Broth BD Biosciences 211768
Bead bath Chemglass Life Sciences CLS-4598-009
Biophotometer D30 Eppendorf 6133000010
BME Sigma M6250
Bromophenol blue  Sigma BO126
Cell scrapers CellTreat Scientific Products 229315
Chemiluminescence imager (Amersham 600)  Cytiva 29083461
CO2 chamber VetEquip 901703
Cuvettes Fisher Scientific 14-955-129
Dissecting scissors Thermo Fisher Scientific 221S
DMEM Thermo Fisher Scientific 11995-073
DTT Sigma 43815
Eelectrophoresis apparatus  Bio-Rad 1658004
Ethanol Pharmco 111000200
Fetal bovine serum  Biowest S1620
Filter paper Bio-Rad 1703965
Forceps Fisher Scientific 22-327379
Francisella novicida (U112 strain) BEI Resources NR-13
Gel releaser  Bio-Rad 1653320
Gentamycin Gibco 15750060
Glycerol Sigma G7893
Glycine Sigma G8898
HCl Sigma H9892
Heat block Fisher Scientific 23-043-160
Herpes simplex virus 1 (HF strain) ATCC VR-260
High glucose DMEM  Sigma D6171
Human anti–caspase-1 antibody R&D Systems MAB6215
Human anti–caspase-8 antibody Enzo ALX-804-242
Humidified incubator  Thermo Fisher Scientific 51026282
Image analysis software ImageJ v1.53a
IMDM Thermo Fisher Scientific 12440-053
Influenza A virus (A/Puerto Rico/8/34, H1N1 [PR8])  constructed per Hoffmann et al.
L929 cells ATCC CCL-1 cell line for creating L929-conditioned media
L-cysteine  Thermo Fisher Scientific BP376-100
Luminata Forte Western HRP substrate Millipore WBLUF0500 standard-sensitivity HRP substrate
MDCK cells ATCC CCL-34 cell line for determining IAV viral titer
Methanol Sigma 322415
Microcentrifuge Thermo Fisher Scientific 75002401
Non-essential amino acids  Gibco 11140050
Nonfat dried milk powder Kroger
NP-40 solution  Sigma 492016
PBS Thermo Fisher Scientific 10010023
Penicillin and streptomycin  Sigma P4333
Petri dish Fisher Scientific 07-202-011
PhosSTOP Roche PHOSS-RO
Power source  Bio-Rad 164-5052
Protease inhibitor tablet Sigma S8820
PVDF membrane  Millipore IPVH00010
Rocking shaker Labnet S2035-E
SDS Sigma L3771
Sodium chloride  Sigma S9888
Sodium deoxycholate Sigma 30970
Sodium hydroxide Sigma 72068
Sodium pyruvate  Gibco 11360-070
Square Petri dish Fisher Scientific FB0875711A
Stripping buffer Thermo Fisher Scientific 21059
Super Signal Femto HRP substrate Thermo Fisher Scientific 34580 high-sensitivity HRP substrate
Tabletop centrifuge Thermo Fisher Scientific 75004524
Trans-Blot semi-dry system  Bio-Rad 170-3940
Tris Sigma TRIS-RO
Tween 20  Sigma P1379
Ultrapure lipopolysaccharide (LPS) from E. coli 0111:B4 InvivoGen tlrl-3pelps
Vero cells ATCC CCL-81 cell line for determining HSV1 viral titer

References

  1. Alnemri, E. S., et al. Human ICE/CED-3 protease nomenclature. Cell. 87 (2), 171 (1996).
  2. Man, S. M., Kanneganti, T. D. Converging roles of caspases in inflammasome activation, cell death and innate immunity. Nature Reviews Immunology. 16 (1), 7-21 (2016).
  3. Gullett, J. M., Tweedell, R. E., Kanneganti, T. D. It’s all in the PAN: Crosstalk, plasticity, redundancies, switches, and interconnectedness encompassed by PANoptosis underlying the totality of cell death-associated biological effects. Cells. 11 (9), 1495 (2022).
  4. Pandian, N., Kanneganti, T. D. PANoptosis: A unique innate immune inflammatory cell death modality. Journal of Immunology. 209 (9), 1625-1633 (2022).
  5. Galluzzi, L., et al. Molecular mechanisms of cell death recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2018. Cell Death & Differentiation. 25 (3), 486-541 (2018).
  6. Shi, Y. Caspase activation: Revisiting the induced proximity model. Cell. 117 (7), 855-858 (2004).
  7. Galluzzi, L., Lopez-Soto, A., Kumar, S., Kroemer, G. Caspases connect cell-death signaling to organismal homeostasis. Immunity. 44 (2), 221-231 (2016).
  8. Fernandes-Alnemri, T., Litwack, G., Alnemri, E. S. CPP32, a novel human apoptotic protein with homology to Caenorhabditis elegans cell death protein Ced-3 and mammalian interleukin-1 beta-converting enzyme. Journal of Biological Chemistry. 269 (49), 30761-30764 (1994).
  9. Tewari, M., et al. Yama/CPP32 beta, a mammalian homolog of CED-3, is a CrmA-inhibitable protease that cleaves the death substrate poly(ADP-ribose) polymerase. Cell. 81 (5), 801-809 (1995).
  10. Nicholson, D. W., et al. Identification and inhibition of the ICE/CED-3 protease necessary for mammalian apoptosis. Nature. 376 (6535), 37-43 (1995).
  11. Stennicke, H. R., et al. Pro-caspase-3 is a major physiologic target of caspase-8. Journal of Biological Chemistry. 273 (42), 27084-27090 (1998).
  12. Twiddy, D., Cohen, G. M., Macfarlane, M., Cain, K. Caspase-7 is directly activated by the approximately 700-kDa apoptosome complex and is released as a stable XIAP-caspase-7 approximately 200-kDa complex. Journal of Biological Chemistry. 281 (7), 3876-3888 (2006).
  13. Kesavardhana, S., Malireddi, R. K. S., Kanneganti, T. D. Caspases in cell death, inflammation, and pyroptosis. Annual Reviews of Immunology. 38, 567-595 (2020).
  14. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. British Journal of Cancer. 26 (4), 239-257 (1972).
  15. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: Controlled demolition at the cellular level. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 9 (3), 231-241 (2008).
  16. Morioka, S., Maueröder, C., Ravichandran, K. S. Living on the edge: Efferocytosis at the interface of homeostasis and pathology. Immunity. 50 (5), 1149-1162 (2019).
  17. Wang, Y., et al. Chemotherapy drugs induce pyroptosis through caspase-3 cleavage of a gasdermin. Nature. 547 (7661), 99-103 (2017).
  18. Rogers, C., et al. Cleavage of DFNA5 by caspase-3 during apoptosis mediates progression to secondary necrotic/pyroptotic cell death. Nature Communications. 8, 14128 (2017).
  19. Kayagaki, N., et al. Caspase-11 cleaves gasdermin D for non-canonical inflammasome signalling. Nature. 526 (7575), 666-671 (2015).
  20. Shi, J., Gao, W., Shao, F. Pyroptosis: Gasdermin-mediated programmed necrotic cell death. Trends in Biochemical Sciences. 42 (4), 245-254 (2017).
  21. Sborgi, L., et al. GSDMD membrane pore formation constitutes the mechanism of pyroptotic cell death. EMBO Journal. 35 (16), 1766-1778 (2016).
  22. Aglietti, R. A., et al. GsdmD p30 elicited by caspase-11 during pyroptosis forms pores in membranes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (28), 7858-7863 (2016).
  23. Hagar, J. A., Powell, D. A., Aachoui, Y., Ernst, R. K., Miao, E. A. Cytoplasmic LPS activates caspase-11: implications in TLR4-independent endotoxic shock. Science. 341 (6151), 1250-1253 (2013).
  24. Kayagaki, N., et al. Noncanonical inflammasome activation by intracellular LPS independent of TLR4. Science. 341 (6151), 1246-1249 (2013).
  25. Shi, J., et al. Inflammatory caspases are innate immune receptors for intracellular LPS. Nature. 514 (7521), 187-192 (2014).
  26. Lamkanfi, M., et al. Targeted peptidecentric proteomics reveals caspase-7 as a substrate of the caspase-1 inflammasomes. Molecular & Cellular Proteomics. 7 (12), 2350-2363 (2008).
  27. Kalai, M., et al. Tipping the balance between necrosis and apoptosis in human and murine cells treated with interferon and dsRNA. Cell Death & Differentiation. 9 (9), 981-994 (2002).
  28. Li, C., et al. Development of atopic dermatitis-like skin disease from the chronic loss of epidermal caspase-8. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (51), 22249-22254 (2010).
  29. Kovalenko, A., et al. Caspase-8 deficiency in epidermal keratinocytes triggers an inflammatory skin disease. Journal of Experimental Medicine. 206 (10), 2161-2177 (2009).
  30. Kang, T. B., et al. Caspase-8 serves both apoptotic and nonapoptotic roles. Journal of Immunology. 173 (5), 2976-2984 (2004).
  31. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471 (7338), 363-367 (2011).
  32. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471 (7338), 368-372 (2011).
  33. Zhang, H., et al. Functional complementation between FADD and RIP1 in embryos and lymphocytes. Nature. 471 (7338), 373-376 (2011).
  34. Shi, J., et al. Cleavage of GSDMD by inflammatory caspases determines pyroptotic cell death. Nature. 526 (7575), 660-665 (2015).
  35. Hitomi, J., et al. Identification of a molecular signaling network that regulates a cellular necrotic cell death pathway. Cell. 135 (7), 1311-1323 (2008).
  36. Malireddi, R. K., Ippagunta, S., Lamkanfi, M., Kanneganti, T. D. Cutting edge: Proteolytic inactivation of poly(ADP-ribose) polymerase 1 by the Nlrp3 and Nlrc4 inflammasomes. Journal of Immunology. 185 (6), 3127-3130 (2010).
  37. Tsuchiya, K., et al. Caspase-1 initiates apoptosis in the absence of gasdermin D. Nature Communications. 10 (1), (2019).
  38. Taabazuing, C. Y., Okondo, M. C., Bachovchin, D. A. Pyroptosis and apoptosis pathways engage in bidirectional crosstalk in monocytes and macrophages. Cell Chemical Biology. 24 (4), 507-514 (2017).
  39. Gurung, P., et al. FADD and caspase-8 mediate priming and activation of the canonical and noncanonical Nlrp3 inflammasomes. Journal of Immunology. 192 (4), 1835-1846 (2014).
  40. Man, S. M., et al. Inflammasome activation causes dual recruitment of NLRC4 and NLRP3 to the same macromolecular complex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (20), 7403-7408 (2014).
  41. Man, S. M., et al. Salmonella infection induces recruitment of Caspase-8 to the inflammasome to modulate IL-1beta production. Journal of Immunology. 191 (10), 5239-5246 (2013).
  42. Van Opdenbosch, N., et al. Caspase-1 engagement and TLR-induced c-FLIP expression suppress ASC/caspase-8-dependent apoptosis by inflammasome sensors NLRP1b and NLRC4. Cell Reports. 21 (12), 3427-3444 (2017).
  43. Pierini, R., et al. AIM2/ASC triggers caspase-8-dependent apoptosis in Francisella-infected caspase-1-deficient macrophages. Cell Death & Differentiation. 19 (10), 1709-1721 (2012).
  44. Lee, S., et al. AIM2 forms a complex with pyrin and ZBP1 to drive PANoptosis and host defence. Nature. 597 (7876), 415-419 (2021).
  45. Sagulenko, V., et al. AIM2 and NLRP3 inflammasomes activate both apoptotic and pyroptotic death pathways via ASC. Cell Death & Differentiation. 20 (9), 1149-1160 (2013).
  46. Lukens, J. R., et al. Dietary modulation of the microbiome affects autoinflammatory disease. Nature. 516 (7530), 246-249 (2014).
  47. Gurung, P., Burton, A., Kanneganti, T. D. NLRP3 inflammasome plays a redundant role with caspase 8 to promote IL-1beta-mediated osteomyelitis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (16), 4452-4457 (2016).
  48. Kuriakose, T., et al. ZBP1/DAI is an innate sensor of influenza virus triggering the NLRP3 inflammasome and programmed cell death pathways. Science Immunology. 1 (2), (2016).
  49. Malireddi, R. K. S., et al. TAK1 restricts spontaneous NLRP3 activation and cell death to control myeloid proliferation. Journal of Experimental Medicine. 215 (4), 1023-1034 (2018).
  50. Malireddi, R. K. S., et al. Innate immune priming in the absence of TAK1 drives RIPK1 kinase activity-independent pyroptosis, apoptosis, necroptosis, and inflammatory disease. Journal of Experimental Medicine. 217 (3), (2020).
  51. Christgen, S., et al. Identification of the PANoptosome: A molecular platform triggering pyroptosis, apoptosis, and necroptosis (PANoptosis). Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 10, 237 (2020).
  52. Malireddi, R. K. S., et al. RIPK1 distinctly regulates Yersinia-induced inflammatory cell death, PANoptosis. Immunohorizons. 4 (12), 789-796 (2020).
  53. Zheng, M., Karki, R., Vogel, P., Kanneganti, T. D. Caspase-6 is a key regulator of innate immunity, inflammasome activation, and host defense. Cell. 181 (3), 674-687 (2020).
  54. Karki, R., et al. ADAR1 restricts ZBP1-mediated immune response and PANoptosis to promote tumorigenesis. Cell Reports. 37 (3), 109858 (2021).
  55. Wang, Y., et al. Single cell analysis of PANoptosome cell death complexes through an expansion microscopy method. Cellular and Molecular Life Sciences. 79 (10), 531 (2022).
  56. Malireddi, R. K. S., et al. Inflammatory cell death, PANoptosis, mediated by cytokines in diverse cancer lineages inhibits tumor growth. Immunohorizons. 5 (7), 568-580 (2021).
  57. Kesavardhana, S., et al. The Zα2 domain of ZBP1 is a molecular switch regulating influenza-induced PANoptosis and perinatal lethality during development. Journal of Biological Chemistry. 295 (24), 8325-8330 (2020).
  58. Banoth, B., et al. ZBP1 promotes fungi-induced inflammasome activation and pyroptosis, apoptosis, and necroptosis (PANoptosis). Journal of Biological Chemistry. 295 (52), 18276-18283 (2020).
  59. Karki, R., et al. Interferon regulatory factor 1 regulates PANoptosis to prevent colorectal cancer. JCI Insight. 5 (12), 136720 (2020).
  60. Zheng, M., et al. Impaired NLRP3 inflammasome activation/pyroptosis leads to robust inflammatory cell death via caspase-8/RIPK3 during coronavirus infection. Journal of Biological Chemistry. 295 (41), 14040-14052 (2020).
  61. Karki, R., et al. Synergism of TNF-α and IFN-γ triggers inflammatory cell death, tissue damage, and mortality in SARS-CoV-2 infection and cytokine shock syndromes. Cell. 184 (1), 149-168 (2021).
  62. Karki, R., et al. ZBP1-dependent inflammatory cell death, PANoptosis, and cytokine storm disrupt IFN therapeutic efficacy during coronavirus infection. Science Immunology. 7 (74), (2022).
  63. Jiang, W., Deng, Z., Dai, X., Zhao, W. PANoptosis: A new insight into oral infectious diseases. Frontiers in Immunology. 12, 789610 (2021).
  64. Chi, D., et al. Real-time induction of macrophage apoptosis, pyroptosis, and necroptosis by Enterococcus faecalis OG1RF and two root canal isolated strains. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 720147 (2021).
  65. Lin, J. F., et al. Phosphorylated NFS1 weakens oxaliplatin-based chemosensitivity of colorectal cancer by preventing PANoptosis. Signal Transduction and Targeted Therapy. 7 (1), 54 (2022).
  66. Song, M., et al. Self-assembled polymeric nanocarrier-mediated co-delivery of metformin and doxorubicin for melanoma therapy. Drug Delivery. 28 (1), 594-606 (2021).
  67. Boucher, D., Chan, A., Ross, C., Schroder, K. Quantifying caspase-1 activity in murine macrophages. Methods in Molecular Biology. 1725, 163-176 (2018).
  68. Boucher, D., Duclos, C., Denault, J. B. General in vitro caspase assay procedures. Methods in Molecular Biology. 1133, 3-39 (2014).
  69. Kaushal, V., Herzog, C., Haun, R. S., Kaushal, G. P. Caspase protocols in mice. Methods in Molecular Biology. 1133, 141-154 (2014).
  70. Swacha, P., Gekara, N. O., Erttmann, S. F. Biochemical and microscopic analysis of inflammasome complex formation. Methods in Enzymology. 625, 287-298 (2019).
  71. Talley, S., et al. A caspase-1 biosensor to monitor the progression of inflammation in vivo. Journal of Immunology. 203 (9), 2497-2507 (2019).
  72. Pelegrin, P., Barroso-Gutierrez, C., Surprenant, A. P2X7 receptor differentially couples to distinct release pathways for IL-1beta in mouse macrophage. Journal of Immunology. 180 (11), 7147-7157 (2008).
  73. Yu, J. W., et al. Cryopyrin and pyrin activate caspase-1, but not NF-kappaB, via ASC oligomerization. Cell Death & Differentiation. 13 (2), 236-249 (2006).
  74. Henry, C. M., Martin, S. J. Caspase-8 acts in a non-enzymatic role as a scaffold for assembly of a pro-inflammatory "FADDosome" complex upon TRAIL stimulation. Molecular Cell. 65 (4), 715-729 (2017).
  75. Hoffmann, E., Neumann, G., Kawaoka, Y., Hobom, G., Webster, R. G. A DNA transfection system for generation of influenza A virus from eight plasmids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (11), 6108-6113 (2000).
  76. Simpson, R. J. Homogenization of mammalian tissue. Cold Spring Harbor Protocols. (7), (2010).

Play Video

Cite This Article
Han, J., Tweedell, R. E., Kanneganti, T. Evaluation of Caspase Activation to Assess Innate Immune Cell Death. J. Vis. Exp. (191), e64308, doi:10.3791/64308 (2023).

View Video