Summary

Een aangepaste chirurgische techniek voor niertransplantatie bij muizen

Published: July 22, 2022
doi:

Summary

Dit protocol presenteert een nieuwe chirurgische techniek van niertransplantatie bij muizen, gericht op een aangepaste arteriële anastomosestrategie. Een vasculaire hechttechniek inclusief een eenvoudige en veiligere ureter-blaas anastomose methode wordt ook gepresenteerd. Deze wijzigingen verkorten de operatietijd en verbeteren het slagingspercentage van de niertransplantatieprocedure bij muizen.

Abstract

Niertransplantatie bij muizen is een gecompliceerde en uitdagende chirurgische procedure. Er zijn zeer weinig publicaties die de belangrijkste stappen van deze operatie aantonen. Daarom introduceert dit artikel de techniek en wijst op de chirurgische kanttekeningen die bij deze operatie horen. Bovendien worden belangrijke wijzigingen ten opzichte van de conventionele procedure aangetoond. Ten eerste wordt een pleister van de abdominale aorta gesneden en voorbereid zodat de proximale bifurcaties van de nierslagader, inclusief de ureterslagader, samen met de donornier en bloc worden doorsneden. Dit vermindert het risico op een urineleidernecrose en voorkomt de ontwikkeling van een urinewegocclusie. Ten tweede wordt een nieuwe methode van de vasculaire anastomose aangetoond waarmee de operator de grootte van de anastomose flexibel kan vergroten of verkleinen nadat de niertransplantatiereperfusie al is gestart. Dit voorkomt de ontwikkeling van vaatvernauwingen en intraabdominale bloedingen. Ten derde wordt een techniek getoond die de anastomose van de delicate donorureter en de ontvangende blaas mogelijk maakt die geen trauma veroorzaakt. Het aannemen van dit protocol kan de operatietijd verkorten en vermindert de schade aan de blaas van de ontvanger, waardoor het succespercentage van de operatie voor de ontvangende muizen aanzienlijk toeneemt.

Introduction

Sinds Sakowitz et al. in 1973 voor het eerst muismodellen van niertransplantatie ontwikkelden1, heeft het bewezen als een belangrijk experimenteel hulpmiddel om de mechanismen van transplantatie ischemische schade en alloimmune afstoting te bestuderen, evenals voor het ontwikkelen van nieuwe behandelingen gericht op het verlengen van allograft overleving en mogelijk om immunologische tolerantie te bereiken. De chirurgische techniek is echter complex en zeer veeleisend gebleken, soms met complicaties zoals vasculaire anastomotische stricturen die leiden tot prerenaal niet-immunologisch niertransplantatiefalen2, postrenaal falen veroorzaakt door ischemie en daaropvolgende necrose van de getransplanteerde urineleider, stricturen van de anastomose van de getransplanteerde urineleider en / of de urineblaas van de ontvanger die leidt tot een verstoring van de urine-uitstroom. Dit zijn allemaal redenen waarom niertransplantatie bij muizen niet verder is ontwikkeld en daarom niet veel wordt gebruikt. Het opzetten van een effectief en langdurig stabiel niertransplantatiemodel voor muizen zonder vasculaire en urinewegcomplicaties heeft nog steeds onvervangbare betekenis voor veel studies op het gebied van transplantatie met focus op de nierimmuun gemedieerde maar ook infectieziekten3. Bovendien biedt het muisniertransplantatiemodel, in vergelijking met andere orgaantransplantaties in muizenmodellen zoals long-, hart– en darmtransplantatie 4,5, een kans om overleving op lange termijn te bestuderen, zelfs in de setting van grote histocompatibiliteitsantigeenongelijkheid 3,6. Het is ook aangetoond dat in dezelfde setting van donor-ontvanger stamcombinaties verschillende orgaantransplantaties zoals hart of nier worden gekenmerkt door verschillende dynamieken en aanvallen van allograftafstoting3. Bovendien is het vanuit nefrologisch oogpunt een geschikter model voor het bestuderen van parenchymale gemedieerde immuunregulerende mechanismen in de context van acute en chronische afstotingsgebeurtenissen dan eenvoudige huidtransplantatie-experimenten.

Op basis van eerdere rapporten over de chirurgische techniek van niertransplantatie bij muizen 3,7,8,9, tonen we hier de volgende betrouwbare verbeteringen aan die de afgelopen 10 jaar met succes zijn toegepast binnen onze groep 10,11,12: Ten eerste wordt de ureterslagader veilig geconserveerd terwijl de nierslagader en bloc wordt gereseceerd samen met het respectieve deel van de abdominale aorta. Ten tweede, een nieuwe, eenvoudige en snelle techniek van een knooploze vasculaire anastomose waarbij de laatste steek van anastomose niet wordt gebonden aan het uiteinde van de bovenband zoals de traditionele aanpak, maar vrij blijft. Deze techniek maakt het mogelijk om de grootte van de anastomose na nierreperfusie te vergroten of te verkleinen om vaatvernauwing en intraabdominale bloedingen te voorkomen. Ten derde werden 21 G en 30 G spuitnaalden gebruikt als een hulppunctiegeleidingstool om de donorureter in de blaaswand van de ontvanger te implanteren, waardoor de schade aan de blaas van de ontvanger werd verminderd en de vorming van strictuurvrije anastomose werd vergemakkelijkt.

In dit rapport vergeleken we ook de traditionele, veel gebruikte techniek met de gemodificeerde die in ons laboratorium is vastgesteld en vonden we geen significant verschil in de mate van renale tubulaire atrofie en niertransplantatie interstitiële weefselfibrose. In eerdere studies vergeleken we bovendien de resultaten van deze nieuwe techniek met de conventionele methode in termen van lokale bloedingen, trombose, tijd voor het uitvoeren van de vaatanastomose en overlevingskans. We vonden verbeteringen zoals significante verminderingen van lokale trombosegebeurtenissen (1,1% versus 6,6%), een kortere tijd voor de anastomoseprocedure en een zeer reproduceerbare nier syngeneïsche transplantaatoverleving op lange termijn (95% versus 84% met de klassieke benadering)10.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd volgens de richtlijnen van de richtlijn 2010/63/EU van het Europees Parlement inzake de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt (Dierethiekkaart: Nedersaksisch Ministerie van Voedsel- en Geneesmiddelenveiligheid, #33.9-42502-04-11/0492). Voer procedures uit met behulp van steriele chirurgische instrumenten en verbruiksartikelen (geautoclaveerd) en probeer het operatiegebied zo steriel mogelijk te houden. OPMERKING: C57BL /…

Representative Results

Vier weken na de transplantatie vertoonden zowel de gemodificeerde techniek als de conventionele techniek matige tekenen van renale tubulaire atrofie14,15 in vergelijking met de contralaterale nieren van de inheemse ontvanger (figuur 1). De mate van atrofie van de niertubuli toonde geen significant verschil tussen de twee verschillende technieken. Masson Goldner’s trichrome kleuring 14,15<sup class=…

Discussion

Hoewel het huidtransplantatiemodel bij muizen eenvoudig en gemakkelijk uit te voeren is om alloimmune afstotingsgebeurtenissen te bestuderen, is bewezen dat de chirurgische technieken voor het onderzoeken van meer specifiek de alloimmune-gerelateerde ontstekingsveranderingen na hart16 en niertransplantatie10 complex en zeer veeleisend zijn. Vanuit het oogpunt van de transplantatienefroloog heeft de oprichting van een effectief en langdurig stabiel muisniertransplantatiemode…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We bedanken het Dr. Tiantian Bai-team voor hulp bij voice-over, Miss Mian Pao voor haar hulp bij medische illustratie. Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door de German Research Foundation (DFG) om internationale samenwerkingen (HO2581/4-1 tot AH) en de National Science Foundation of China (NSFC; #81760291 aan FJ) te bevorderen.

Materials

30G-needles Braun 456300
acepromazine CP Pharma Tranquisol P
Bepanthen eye ointment Haus-Apotheke PZN 01578675
Bonn Micro Forceps FST 11083-07
Box for insulation and oxygen supply device RUSKINN INVIV
C57BL/6J  mice Charles River. Germany no catalog number
Carprofen Zoetis Rimadyl 50 mg/ml
CATHETER-FEP 26G TERUMO Surflo-W
Clip Applicator Forceps Style FST 18057-14
Curved forceps WPI 14114-G
Cutasept skin disinfection VWR BODL980365
Dehydrator DIAPATH Donatello
electrosurgical pen Bovie CHANGE-A-TIP
Embedding machine Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd JB-P5
Ethanol Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD 100092683
Frozen platform Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd JB-L5
gauze pads, cotton swabs Lohmann-Rauscher 13353
Glass slide Servicebio G6004
HE dye solution set Servicebio G1003
Heating mat THERMO MAT PRO 30W HTP-30
hemostatic sponge CuraSpon J1276A
heparine-solution Haus-Apotheke PZN 03029820
ice box PETZ No Catalog Number available
Imaging system Nikon Nikon DS-U3
Inhalation anesthesia device GROPPLER BKGM 0616
isoflurane CP Pharma Isofluran CP 1 ml/ml
ketamine Zoetis no catalog numer
Masson dye solution set Servicebio G1006
metamizole WDT no catalog numer
Micro scissors FST 15000-00,15000-10
Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm FST 18055-06
Microscope Leica LEICAMZ6
Microscope light SCHOTT KL2500LED
Neutral gum SCRC 10004160
Oven Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd GFL-230
Pathology slicer Shanghai Leica Instrument Co., Ltd RM2016
Saline solution (NaCl 0.9 %) Haus-Apotheke PZN 06178437
scissors Peha Instruments 991083/4
Slides Servicebio
small Petri dish Sarstedt 8,33,900
straight forceps WPI 14113-G
surgical tape BSN 4120
Suture Tying Forceps – 10 cm FST 18025-10
Sutures(10-0) Medtronic N2540
Sutures(4-0) ETHILON V4940H
Sutures(7-0) ETHILON 1647H
Syringe (0,3 mL) BD 324826
Syringe (1 mL) BD 320801
Tissue spreader Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
Upright optical microscope Nikon Nikon Eclipse E100
xylazine Bayer Rompun
Xylene Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD 10023418

References

  1. Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).
  2. Jiang, K., et al. Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis. Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).
  3. Tse, G. H., et al. Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection. Journal of Visualized Experiments. (92), e52163 (2014).
  4. Okazaki, M., et al. et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient. Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).
  5. Chuck, N. C., et al. et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model. Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).
  6. Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).
  7. Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. Murine renal transplantation procedure. Journal of Visualized Experiments. (29), e1150 (2009).
  8. Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine kidney transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (104), e52848 (2015).
  9. Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes. Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).
  10. Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. A knotless technique for kidney transplantation in the mouse. Journal of Transplantation. , 127215 (2012).
  11. Kreimann, K., et al. Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation. Frontiers in Immunology. 11, 1204 (2020).
  12. Schmidbauer, M., et al. Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model. Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318 (2021).
  13. Wu, K., et al. Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model. Microsurgery. 26, 594-598 (2006).
  14. Haas, M. Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).
  15. Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).
  16. Yin, D., et al. Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (172), e62007 (2021).
  17. Zhang, Z., et al. Improved techniques for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).
  18. Mannon, R. B., et al. Chronic rejection of mouse kidney allografts. Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).
  19. Coffman, T., et al. Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens. Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).
  20. Martins, P. N. Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).

Play Video

Cite This Article
Yin, D., Fu, J., Chen, R., Shushakova, N., Allabauer, I., Wei, X., Schiffer, M., Dudziak, D., Rong, S., Hoerning, A. A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice. J. Vis. Exp. (185), e63434, doi:10.3791/63434 (2022).

View Video