JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
עברית

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

השתלה ובקרה של מערכות אלחוטיות, נטולות סוללה להתממשקות עצבית היקפית

Published: October 20, 2021
doi:
10.3791/63085
, , , , , , , , , , ,
1Laboratory of Regenerative Rehabilitation, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation,Northwestern University Feinberg School of Medicine, 2Northwestern University Interdepartmental Neuroscience Program, 3Center for Bio-integrated Electronics, Querrey Simpson Institute for Bioelectronics,Northwestern University, 4Department of Materials Science and Engineering,Northwestern University, 5Department of Civil and Environmental Engineering,Northwestern University, 6Department of Mechanical Engineering,Northwestern University, 7Arms and Hands Lab, Shirley Ryan AbilityLab, Department of Physical Medicine and Rehabilitation,Northwestern University Feinberg School of Medicine, 8Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Biologics, Shirley Ryan AbilityLab,Northwestern University, 9Department of Biomedical Engineering,Northwestern University, 10Department of Neurological Surgery,Northwestern University, 11Department of Chemistry,Northwestern University, 12Department of Electrical and Computer Engineering,Northwestern University, 13The Ken and Ruth Davee Department of Neurology,Northwestern University Feinberg School of Medicine

Summary

זהו פרוטוקול להשתלה כירורגית ותפעול של ממשק אלחוטי לעצבים היקפיים. אנו מדגימים את התועלת של גישה זו באמצעות דוגמאות מממריצים עצביים הממוקמים על עצב הסיאטי או הפרני של החולדה.

Abstract

ממשקי עצבים היקפיים משמשים לעתים קרובות במדעי המוח הניסיוניים וברפואה רגנרטיבית למגוון רחב של יישומים. ממשקים כאלה יכולים להיות חיישנים, מפעילים, או שניהם. שיטות מסורתיות של התממשקות עצבית היקפית חייבות להיקשר למערכת חיצונית או להסתמך על כוח סוללה המגביל את מסגרת הזמן לפעולה. עם ההתפתחויות האחרונות של ממשקי עצבים היקפיים אלחוטיים, נטולי סוללה ומושתלים במלואם, סוג חדש של התקנים יכול להציע יכולות התואמות או עולות על אלה של מבשריהם הקוויים או המופעלים באמצעות סוללות. מאמר זה מתאר שיטות (i) להשתיל בניתוח ו-(ii) להפעיל ולשלוט באופן אלחוטי במערכת זו בחולדות בוגרות. מודלים עצביים sciatic ו phrenic נבחרו כדוגמאות כדי להדגיש את הרבגוניות של גישה זו. המאמר מראה כיצד ממשק העצבים ההיקפי יכול לעורר פוטנציאלי פעולה מורכבים של שרירים (CMAPs), לספק פרוטוקול גירוי חשמלי טיפולי, ולשלב צינור לתיקון פגיעה עצבית היקפית. מכשירים כאלה מציעים אפשרויות טיפול מורחבות לגירוי טיפולי במינון יחיד או במינון חוזר וניתן להתאים אותם למגוון מיקומים עצביים.

Introduction

פגיעות עצביות היקפיות טראומטיות (PNIs) מתרחשות בארה”ב עם שכיחות שנתית של כ -200,000 בשנה1. רוב החולים הסובלים מ- PNI נותרים עם ליקויים תפקודיים קבועים. במקרה הגרוע ביותר, הדבר עלול לגרום לשיתוק שרירים ולגרום לכאב נוירופתי עמיד לטיפול כה חמור עד כי חולים מוכנים לעבור קטיעת גפיים כטיפול2. המכשול הגדול ביותר לשיפור תוצאות PNI הוא שהתחדשות האקסון איטית מדי ביחס למרחקים שהם חייבים לצמוח מחדש. לדוגמה, אקסון אנושי בוגר גדל במהירות של 1 מ”מ ליום, אך ייתכן שיהיה עליו להתחדש למרחקים >1000 מ”מ במקרה של נגע באיבר פרוקסימלי.

בפרקטיקה הקלינית הנוכחית, ~ 50% מה- PNIs דורשים תיקון כירורגי3. עבור התחדשות עצבית מוצלחת, אקסונים חייבים (i) לגדול על פני אתר הנגע (כלומר, חציית רווח) ולאחר מכן (ii) להתחדש במורד מסלול העצבים כדי להגיע למטרה של איבר קצה (כלומר, צמיחה דיסטלית מחדש) (איור 1). אין תרופות שאושרו על ידי ה- FDA שהוכחו כמאיצות התחדשות עצבית. הסטטוס קוו של הניהול הקליני של PNI השתנה רק בהדרגה במהלך העשורים האחרונים והוא מוגבל לשכלולים טכניים לשיטות כירורגיות כגון העברות עצבים מוטוריים דיסטליים כדי להפחית את המרחק שאקסונים מתחדשים חייבים לעבור4, או צינורות עצבים סינתטיים “מהמדף” למקרים בהם העצב הפרוקסימלי נסוג ולא ניתן לתפור אותו ישירות בחזרהיחד 5. עם זאת, נערכו ארבעה ניסויים קליניים אקראיים על גירוי חשמלי טיפולי המופעל על עצבים לאחר הניתוח, שהיו מחקרים חד-מרכזיים בראשות ד”ר ק. מינג צ’אן מאוניברסיטת אלברטה שהראו שיפור משמעותי בעצבוב מחדש של שריר 6,7,8 או עור9. עבודת היסוד של פרוטוקול גירוי חשמלי זה בוצעה במכרסמים10,11, שם הוכח כי גירוי חשמלי פועל באופן ספציפי על-ידי שיפור חציית המרווחים (איור 1), אך לא על-ידי צמיחה מחדש דיסטלית 12,13,14,15.

המיקום הכירורגי של אלקטרודות חוט טרנסעוריות המשמש בכל ארבעת הניסויים הקליניים האקראיים לגירוי חשמלי היה הכרחי מכיוון שהשפעותיו תלויות באספקת זרם מספיק כדי לבצע דה-פולריזציה של גוף תא העצב ב -20 הרץ ברציפות במשך 1 שעות11. בפרקטיקה הקלינית, פרוטוקול גירוי חשמלי זה אינו נסבל עבור רוב המטופלים בעוצמות הנדרשות באמצעות אלקטרודות ממריצות פני השטח על העור עקב כאב. ישנם סיכונים לא טריוויאליים הקשורים להפעלת אלקטרודות טרנסעוריות לאחר הניתוח, כגון זיהום פצע עמוק או תזוזה מקרית של חוטים מהעצבים במהלך הובלת המטופל מחדר הניתוח (OR). בנוסף, העלות הגבוהה של זמן הניתוח עצמו מהווה תמריץ שלילי לנסות אותו במסגרת זו ולא במהלך התאוששות חריפה לאחר הניתוח. סוג חדש של ממשקי עצבים היקפיים אלחוטיים, נטולי סוללה ומושתלים במלואם מתפתח כדי לטפל בחסרון זה של ממשקי עצבים היקפיים קיימים.

סוג חדש זה של מערכות אלקטרוניות מושתלות אלחוטיות צפוי להגביר את הקלות והגמישות עבור מינון גירוי חשמלי ולשבור את המחסומים המונעים את היישום הקליני הרחב יותר שלו. מאמר זה מתאר שיטות (i) להשתיל בניתוח ו-(ii) להפעיל ולשלוט באופן אלחוטי במערכת זו במודלים של עצבים סיאטיים ופרניים של חולדות בוגרות. הוא מראה כיצד ממשק העצבים ההיקפי יכול לעורר CMAPs, לספק פרוטוקול גירוי חשמלי טיפולי, ואפילו לשמש צינור לתיקון עצבים היקפיים. הפרוטוקולים כאן יכולים להיות מותאמים לגרסאות אחרות של טכנולוגיה זו שיכולות לספק פולסי אור עבור נוירומודולציה מתווכת אופטוגנטית16, שחרור מבוקר של תרופות17, או התקפים חוזרים ונשנים של גירוי חשמלי לאורך זמן18,19.

Protocol

כל ההליכים המתוארים בפרוטוקול זה מבוצעים בהתאם למדריך NIH לטיפול ושימוש בחיות מעבדה ואושרו על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של אוניברסיטת נורת’ווסטרן. פרוטוקול זה עוקב אחר הנחיות הטיפול בבעלי חיים של המרכז לרפואה השוואתית באוניברסיטת נורת’ווסטרן ו- IACUC. יש להתייעץ עם IACUC בעת התאמת הפרוטוקולים. 1. ייצור ממריץ אלקטרוני אלחוטי (איור 2) השתמש בנחושת/פולימיד/נחושת (נחושת עליונה ותחתונה בעובי 18 מיקרומטר, פולימיד בעובי 75 מיקרומטר) כמצע לסליל קציר הכוח בתדר רדיו (כלומר, אנטנת מקלט אלחוטית). השתמש באבלציה ישירה בלייזר כדי לעצב חורים עבור האלקטרודות בשכבות הנחושת העליונות והתחתונות ולעצב את המכשיר. חברו חשמלית את השכבה העליונה והתחתונה באמצעות משחת כסף דרך החורים. חבר את הרכיבים האלקטרוניים עם אריזות מסחריות, כגון דיודה וקבל, באמצעות הלחמה. השתמש בפוליאוריתן קוולנטי דינמי הניתן לספיגה ביולוגית (b-DCPU; 200 מיקרומטר עובי) מוליבדן עטוף (Mo; 15 מיקרומטר עובי; מבנה סרפנטין) כאלקטרודות הארכה מתיחה19. צור את אלקטרודת השרוול עבור הממשק בין המכשיר לעצב באמצעות סרט פולי (חומצה לקטית-קו-גליקולית) (PLGA) (בעובי 300 מיקרומטר). לאחר חיבור אנטנת המקלט האלחוטי ואלקטרודת ההארכה הנמתחת, עטוף את אנטנת המקלט האלחוטי ואת החיבור עם אפוקסי מסחרי עמיד למים או פולידימתיסילוקסאן (PDMS). ראו איור 2 (מימין) עבור ההתקן שהורכב במלואו. אשר את הפעולה האלחוטית של המכשיר, באמצעות מחולל צורת גל כדי ליצור דחפים חשמליים מונופאזיים באמצעות הסליל הראשי (כלומר, סליל שידור).הערה: בבחינת גיוס אקסונים היקפיים והשראת התחדשות אקסונלית על ידי גירויים מונופאזיים וביפאזיים, מחקרים קודמים דיווחו על השפעה זניחה בשל ההבדלים בצורת גל אופיינית20, וקבוצה זו הצליחה להשיג שיפור גירוי חשמלי טיפולי עם אותם פרמטרים של זרם מונופאזי בעכברים21 ובחולדות18. יתר על כן, מחקרים קודמים בדקו תאימות ביולוגית in vivo ו-in vitro ולא מצאו כל עדות לנזק לרקמות כתוצאה מהשפעות חימום או החומרים עצמם. בגלל ממצאים אלה ומשך הזמן המוגבל של גירוי חשמלי טיפולי במחקר הנוכחי, נעשה שימוש בגירויים מונופאזיים, ולא ביפאזיים, בפרוטוקול זה. מדוד את מתח יציאת הזרם הישר המתקבל באמצעות אוסצילוסקופ המחובר לאלקטרודת השרוול. 2. הכנת המכשיר להשתלה הכניסו את מכשירי השתל לצלחת פטרי סטרילית ואטמו אותה בפרפילם. הקרינו את המכשירים באור UV למשך 30 דקות לכל צד. 3. הליך כירורגי של השתלת עצב סיאטי ימני של חולדה של ממשק עצב היקפי אלחוטי, ללא סוללה לגירוי חשמלי (איור 3) הערה: שמור על תנאים סטריליים. לבצע ניתוחים בתוך האזור הכירורגי המיועד של חדר פרוצדורות בעלי חיים. המנתח יחבוש מסכת פנים, מעיל, כובע וכפפות סטריליות במהלך הניתוח. אם מבוצע יותר מניתוח אחד, יש להחליף כפפות סטריליות בין בעלי חיים ולהשתמש בכלי ניתוח נקיים וסטריליים לכל ניתוח. עיקור כלים בין ניתוחים על ידי עיקור בחום (אוטוקלאבה או מעקר חרוזי זכוכית). השתמשו בחולדות Sprague-Dawley בוגרות ששוקלות 200-250 גרם. יש להשרות הרדמה באמצעות גז איזופלורן (3% אינדוקציה, 1-3% תחזוקה) בחמצן (2 ליטר/דקה), עם מתן תת עורי של מלוקסיקאם (1-2 מ”ג/ק”ג). כסו את עיני החולדות במשחה אופתלמית ייעודית למניעת התייבשות. הניחו את החולדות במצב נוטה על שולחנות ניתוח מחוטאים להליכים הבאים. למשך הניתוח הנותר, יש להעריך את קצב הנשימה (צריך להיות ~2/s), צבע הרקמה ועומק ההרדמה לא פחות מ-15 דקות, ולשמור על רמות איזופלורן בהתאם. ודא את עומק ההרדמה המתאים על ידי בדיקת רפלקס הדוושה (חוסר תגובה לצביטת בוהן יציבה). לפקח על הריריות הריריות, אשר צריך להישאר ורוד ולח. יש לגלח את אזור הניתוח, כולל רגל ימין וחצי תחתון של הגב. יש לקרצף את אזור הניתוח המגולח עם פד בטדין, ואחריו מקלון אתנול רפואי 70%, ולחזור על תהליך הפילינג שלוש פעמים לחיטוי העור. בצע חתך של 1.5-2 ס”מ בעור במקביל לעצם הירך הימנית באמצעות מספריים רקמתיים, ולאחר מכן הפרדה קהה של רקמת חיבור תת עורית בגב (ישירות מדיאלי לחתך) כדי לפנות כיס תת עורי לסליל המקלט (איור 4A). בצע חתך עוקב (1.2-1.5 ס”מ) בשריר העכוז הימני במקביל לחתך העור. בודדו בעדינות את העצב הסיאטי בעזרת בדיקות דיסקציה מתכתיות עם קצוות קהים (איור 4B).הערה: העצב הסיאטי ממוקם עמוק לעצם הירך ופועל במקביל לעצם הירך. מוצע טווח ניתוח. השתילו את המכשיר האלחוטי, ללא סוללה, על העצב הסיאטי (איור 4C) על-ידי כריכת השרוול סביב העצב הסיאטי הימני המבודד, מבלי להכניס את העצב למתח או לעוות את מסלולו 18,19,20. סמן על העור שבו ממוקם סליל המקלט לגירוי חשמלי נוסף. תפרו את חתך שריר העכוז באמצעות תפרים נספגים (איור 4D).הערה: חציו העליון של סליל המקלט יושב מעל שריר העכוז וממשק השרוול שמתחתיו. סגור את חתך העור עם קליפים פצע (או תפר קבור; איור 4E). התאימו את קצוות העור. ספק שעה אחת של גירוי חשמלי רציף לאחר הניתוח של 20 הרץ עם רוחב פולס של 200 מיקרו-שניות תחת הרדמה (איור 4F). החזירו בעלי חיים לכלובי הבית שלהם לאחר שהחלימו לחלוטין מההרדמה.הערה: הפרוטוקול המפורט מתואר להלן. סליל המקלט מוצג מעל העור באיור 4F. טיפול לאחר הניתוחהכניסו את החולדה לכלוב התאוששות ללא מצעים, מרופד במגבות נייר, כאשר מחצית הכלוב מונחת על מקור חום מתאים מווסת טמפרטורה (כרית חימום מאושרת). עקוב אחר החולדה בזהירות עד שהיא אמבולטורית. לאחר אמבולטורי והערכה כיציבה, החזירו את החולדה לכלוב הביתי וצפו בהשתלבות חברתית מחדש. לאחר התאוששות חריפה, עקבו אחר החולדות לאיתור זיהום באתר החתך ולתסמינים של כאב נוירוגני, כולל, אך לא רק, שמירה, התפתלויות, גירודים והטלת מום עצמי. עקבו אחר החולדות מדי יום במשך 5 ימי ההחלמה שלאחר הניתוח, ולפחות פעם בשלושה ימים לאחר מכן אם החולדות לא הוקרבו ביום 5. יש לתת מלוקסיקאם (1-2 מ”ג/ק”ג) תת עורית פעם ביום במשך יומיים-שלושה לאחר הניתוח, בהתאם לרמת הכאב/אי הנוחות המוצגת של החיה. אם יש חשד לכאב מתמשך, יש להמשיך את המלוקסיקאם מעבר לתקופה זו לאחר הניתוח, ואם הוא מתגלה כעקשן, יש להרדים את החולדה בשלב מוקדם בהתייעצות עם הצוות הווטרינרי. הסר את תפרי העור או קליפסי הפצע 10-12 ימים לאחר הניתוח. 4. הליך כירורגי של השתלת עצב פרני שמאלי של חולדה של ממריצים אלחוטיים (איור 5A) הערה: שמור על תנאים סטריליים, כמו בסעיף 3. השתמשו בחולדות Sprague-Dawley בוגרות במשקל 200-250 גרם. יש לעקר את כל כלי הניתוח לפני השימוש. יש להשרות הרדמה באמצעות גז איזופלורן (3% אינדוקציה, 1-3% תחזוקה) בחמצן (2 ליטר/דקה), עם מתן תת עורי של מלוקסיקאם (1-2 מ”ג/ק”ג). כסו את עיני החולדה במשחה אופתלמית ייעודית למניעת התייבשות. הניחו את החולדות במצב שכיבה על שולחנות ניתוחים מחוטאים להליכים הבאים. במשך הניתוח הנותר, יש להעריך את קצב הנשימה, צבע הרקמה ועומק ההרדמה לא פחות מ-15 דקות, ולשמור על רמות איזופלורן בהתאם. ודא את עומק ההרדמה המתאים על ידי בדיקת רפלקס הדוושה (חוסר תגובה לצביטת בוהן יציבה). לפקח על הריריות הריריות, אשר צריך להישאר ורוד ולח. יש לגלח את אזור הניתוח באספקט הגחוני של הצוואר. יש לקרצף את אזור הניתוח המגולח עם פד בטדין, ואחריו מקלון אתנול רפואי 70%, ולחזור על תהליך הפילינג שלוש פעמים לחיטוי העור. יש לתת bupivacaine (2 מ”ג/ק”ג, מדולל במי מלח שאינם עולים על נפח כולל 0.5 מ”ל) תת עורית בקו האמצע של הצוואר, תוך התמקדות בשכבה השטחית ביותר. בצעו חתך של 3 ס”מ בקו האמצע דרך העור והפאשיה הצווארית השטחית כדי לחשוף את השרירים הסטרוהיואידים והסטרוקלידומסטואידים (איור 5B).הערה: מוצע טווח ניתוח. הרימו את הסטרנוקלידומסטואיד באמצעות דיסקציה קהה עדינה עם בדיקה ומשכו אותו לרוחב באמצעות לולאת כלי דם (איור 5C). שחררו בעדינות ומשכו את האומוהיואיד. לאחר מכן, שחררו בעדינות את העצב התועה ואת צרור התרדמה מתחת לשריר האומוהיואיד.הערה: ההבחנה העיקרית כאן היא בין העצב התועה לעצב הפרני. חותכים את omohyoid אם יש צורך לחשוף את המבנים שמתחת. בודדו את העצב הפרני (איור 5D).הערה: העצב הפרני עובר לאורך פני השטח של שריר הקשקשת הקדמית, פועל כעצב אורכי קטן במיוחד החוצה בניצב למקלעת הברכיאלית. בניגוד לעצב הסיאטי, האנטומיה סביב העצב הפרני בצוואר מורכבת יותר. בצע אישור אלקטרופיזיולוגי (שלב 4.7) לפני ההשתלה לקבלת התוצאות הטובות ביותר. הניחו את אלקטרודת ההקלטה באופן תת-עורי, רק בצורה קאודלית לכלוב הצלעות, איפסילטרלית לעצב הפרני המבודד (איור 5E). הניחו את הממריצים על העצב הפרני ואשרו באמצעות איתות סינכרוני (איור 6).הערה: תגובה מקסימלית עם עוצמת גירוי של ~3-6 mA ומשך גירוי של 0.02 ms היא אופיינית. ודא טרנססקציה מלאה של העצב הפרני על-ידי הצגת ביטול מוחלט של התגובה המעוררת כאשר מופעל גירוי חשמלי על קצה העצב הפרוקסימלי ביחס לאתר הטרנסקציה (איור 6). השתילו מכשיר אלחוטי ללא סוללה על העצב הפרני (איור 5F) על-ידי הנחת סליל המקלט של המכשיר המושתל על הסטרנוהיואיד, עמוק יחסית לשרירי הסטרנוקלידומסטואיד הדו-צדדיים, כאשר השרוול סביב העצב הפרני ואלקטרודות המגע ממוקמות בניצב לעצב העצב. סגרו את הפאשיה הצווארית השטחית בעזרת תפרים פשוטים הניתנים לספיגה (איור 5G). סגור את העור עם תפרים הפוכים נספגים קטועים בדרמיס העמוק. להחזיר את בעלי החיים לכלובי הבית שלהם רק לאחר שהחלימו לחלוטין מההרדמה. לטיפול לאחר הניתוח, בצע את שלב 3.10. 5. משלוח אלחוטי של גירוי חשמלי טיפולי יש להפעיל גירוי חשמלי למשך שעה על החולדות בהרדמה כללית. עבור הגירוי האלחוטי, מקם מחולל צורת גל/פונקציה (מתח: 1-15 Vpp) ומגבר אופציונלי מעל בעל החיים כדי לספק כוח חשמלי לסליל השראתי חיצוני (כלומר, סליל שידור) (סליל ספירלי דו-ממדי עם 5 סיבובים; קוטר: 2 ס”מ) כדי להבטיח צימוד השראתי טוב עם סליל המקלט המושתל. ספק פולסים מונופאזיים של 200 μs ב- 20 הרץ למשך שעה אחת. כדי לאמת ולכמת את העברת הגירוי החשמלי, רשום CMAPs מהשריר הקדמי הטיביאלי, תוך התאמת מתח הגירוי כדי לספק הפעלה על-מקסימלית של העצב הסיאטי. השתמש באלקטרודות מחט קונצנטריות לכל ההקלטות.הערה: אם מתח מרבי שנוצר על-ידי פונקציה אינו מספיק כדי לעורר תגובה מרבית, השתמש במגבר. 6. המתת חסד שיטה ראשיתהניחו את הכלוב מתחת לתא לידהCO2 , המוגדר לקצב של 8-12 LPM (או קצב זרימה מתאים בהתאם לגודל התא). עקוב אחר החולדות לאובדן הכרה ולאחר מכן לפחות דקה אחת של הפסקת נשימה. שיטה משניתלבצע פריקת צוואר הרחם או thoracotomy דו צדדי.

Representative Results

במודל הפגיעה בעצב הסיאטי, השתל ממוקם סביב העצב הסיאטי הימני לפני תיקון מקצה לקצה של ענף העצב הטיביאלי (איור 3, איור 4A ואיור 7A). אלקטרודת מחט קונצנטרית 30 G ממוקמת בשריר הטיביאליס הקדמי הימני כדי להגדיר את פרמטרי הגירוי הדרושים לגירוי חשמלי בעוצמה מרבית. ניסויים אלה כוללים העלאת עוצמת הגירוי עד שעוצמת התגובה מגיעה למקסימום. מכיוון שהטיביאליס הקדמי עצבוב על ידי הענף הפיבולרי של העצב הסיאטי, הוא נחסך בפגיעה בטרנססקציה העצבית הטיביאלית. לפיכך, הקלטה מטיביאליס קדמי מאפשרת ניטור רציף של הטיפול בגירוי חשמלי. עבור פולס גירוי יחיד המועבר על-ידי אלקטרודת תיל לעצב הסיאטי הימני (5 mA, 0.02 ms), תגובת CMAP מקסימלית מתעוררת עם משרעת שיא שלילית של 5.4 mV שנרשמה על טיביאליס קדמי ipsilateral (איור 7B; עקבות שחורות). עבור פולס גירוי דומה המסופק על-ידי השתל האלחוטי, ללא סוללה, תגובת CMAP דומה מתעוררת עם משרעת שיא שלילית של 4.6 mV (איור 7B; עקבות כתומות). זה עולה בקנה אחד עם דו”ח שפורסם לאחרונה כי גירוי עצבי אלחוטי משיג בממוצע 88% מה- CMAP מגירוי עצבי מבוסס חוט21, הרבה מעל הסף הנדרש להשפעות טיפוליות במחקרים קליניים 6,7,8,9. בדוגמה המוצגת, ההשהיה הארוכה יותר של הממריץ האלחוטי לעומת הממריץ הקווי נבעה מהמרחק הגדול יותר שלו מהשריר המוקלט. במודל העצב הפרני, השתל ממוקם סביב העצב הפרני הימני לפני הטרנסקציה (איור 5). כדי להגדיר את פרמטרי הגירוי הדרושים לגירוי חשמלי בעוצמה מרבית, אלקטרודת מחט קונצנטרית 30 G ממוקמת תת עורית בשוליים הקוסטליים הקדמיים הימניים (ipsilateral) כדי להקליט מההמידיאפרגמה הימנית. הניסויים כרוכים בהעלאת מתח הגירוי עד שעוצמת התגובה מגיעה למקסימום. מאחר שהעצב הפרני יכול להיות מאתגר לבידוד מהמבנים הנוירו-וסקולריים הסובבים אותו, ניתן לאשר את זהותו על-ידי הפעלת תגובת עווית (איור 6; עקבות כתומות). הספציפיות של הגירוי יכולה להיות מאומתת עוד יותר על-ידי טרנסקציה של העצב הפרני הדיסטלי לשרוול אלקטרודת העצבים עם ביטול תגובת העווית לאחר מכן (איור 6; עקבות שחורות). טיפול חוזר בגירוי חשמלי בתדר נמוך יכול להיות מועבר לעצב הסיאטי למשך שעה אחת באמצעות פרוטוקול מבוסס המשפר את התחדשות האקסון (6,7,8,9,10,11; איור 8). ממשק השרוול של השתל האלחוטי הונח על העצב הסיאטי הימני, ואלקטרודת המחט הקונצנטרית 30 G הונחה על שריר הטיביאליס הקדמי הימני כדי לפקח על הטיפול. איור 8A מראה ארבעה קפיצות רציפות באלקטרומיוגרפיה המתועדת בתחילת (0 דקות) של הגירוי החשמלי של 1 שעות 20 הרץ. איור 8B מראה ארבעה קוצים אחרים שתועדו בדקה ה-40 של הגירוי החשמלי של שעה אחת עם ירידה קלה באמפליטודת שיא, אשר עולה בקנה אחד עם דפוס העייפות שצוין בטיפול בגירוי חשמלי מבוסס חוטים15,21. ניתן להעריך את מידת התחדשות העצבים ההיקפיים באמצעות עוקבים מדרדרים המיושמים באופן דיסטלי על אתר הנגע העצבי. מכיוון שאקסונים היקפיים נובטים נבטים בטחונים מרובים, מעקב מדרדר וספירה של הנוירון המוטורי סומא בחוט השדרה מאפשרים הערכה מדויקת יותר של מספר תאי העצב המתחדשים מאשר ספירת אקסונים מתחדשים בתוך העצב עצמו31. כדי להדגים זאת, גזע העצב הסיאטי עבר טרנספורמציה על ידי פציעת מחץ. לאחר 3 שבועות של התאוששות, שני צבעים פלואורסצנטיים שונים ניתנו על שני ענפים של העצב הסיאטי: עצב פיבולרי (ירוק) ועצב טיביאלי (אדום), בהתאמה (איור 9A). איור 9B-D מראה תת-קבוצות מוארות של מוטונוירונים תחתונים בקרן הקדמית של חוט השדרה המותני שיוצרים את העצב הטיביאלי (איור 9B) או את העצב הפיבולרי (איור 9C). תמונת הכיסוי מראה שני טורים נפרדים של תאי עצב מסומנים בקרן הקדמית של חוט השדרה, שניתן לכמת במונחים של התפלגות מרחבית וספירת תאי עצב מוטוריים שיצרו מחדש אקסון דיסטלי לאתר הנגע (איור 9D). איור 1: מודל התחדשות עצבית. (A) חציית פער מתרחשת מוקדם לאחר תיקון עצבי כאשר אקסונים גדלים מקצה עצב פרוקסימלי לקצה עצב דיסטלי לאחר תיקון. (B) משך הצמיחה המחודשת הדיסטלית קשור למרחק לאיבר המטרה (למשל, עור, שריר) ולקצב הצמיחה מחדש של אקסונים. רוב הטיפולים לשיפור תיקון עצבי מתמקדים באחד או בשני התהליכים הללו. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 2: איור של ייצור מגרה אלקטרוני אלחוטי. משמאל שכבות מפורטות של מבנה המכשיר, כולל סליל קציר כוח עגול בתדר רדיו, אלקטרודה מאריכה מתיחה ושרוול עצבי העוטף עצב מעניין. מימין, איור פשוט המציג שלושה חלקים של המכשיר. קיצורים: PLGA = poly(חומצה לקטית-co-glycolic); b-DCPU = פוליאוריתן קוולנטי דינמי הניתן לספיגה ביולוגית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 3: השתלת ממשק עצבי אלחוטי, ללא סוללה, במודל העצב הסיאטי של חולדה. (A) האיור מתאר מערכת מושתלת במלואה בעצב הסיאטי הימני של חולדה. (B) הפאנל העליון מראה ממשק אלקטרודות הממוקם על העצב הסיאטי רק פרוקסימלי לתיקון מקצה לקצה של העצב הטיביאלי הימני. הלוח התחתון מציג ממשק אלקטרודות עם שרוול עצבי מורחב המגשר על תיקון פער בין הקצה הפרוקסימלי לגדם העצב הדיסטלי. קיצור: PLGA = poly(חומצה לקטית-co-glycolic). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 4: הליך השתלת עצב סיאטי. (A) חתך בעור, ברקמת החיבור התת עורית ובשריר העכוז כדי לחשוף את המיתר. (B) עצב סיאטי מבודד (חץ שחור). (C) מכשיר לאחר ההשתלה עם שרוול עצבי, חוטים (כוכבית לבנה), ושתל גלוי (כוכב). (ד) סגירת רקמת החיבור על ידי תפר. (ה) סגירת החתך על ידי אטבי פצע. (F) גירוי חשמלי אלחוטי שנוצר על ידי סליל מעל העור. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 5: הליך השתלת עצב פרני. (A) מבט גחוני על הצוואר במצב שכיבה. (B) חתך בעור וברקמת החיבור התת עורית לחשיפת שריר הסטרנוהיואיד. (C) ניתוח דרך החלל הפוטנציאלי בין שריר האומוהיואיד לשריר הסטרנוקלידומסטואיד. (D) עצב פרני (חץ), מבודד מהמקלעת הברכיאלית. (E) אישור אלקטרומיוגרפי סרעפתי של העצב הפרני. חץ שחור, אלקטרודת הקלטה. חץ אדום, ממריצים. (ו) השתלה. (G) סגירת העור בתפרים עוריים עמוקים. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 6: אישור של פגיעה מלאה בטרנססקציה עצבית פרנית על-ידי פוטנציאל פעולה של שרירים מורכבים מהסרעפת. לפני טרנססקציה עצבית פרנית (ORANGE), גירוי חשמלי של העצב הפרני עורר פוטנציאלים של פעולת שרירים מורכבים על הסרעפת האיפסילטרלית, אשר בוטלה על ידי טרנססקציה עצבית פרנית (BLACK). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 7: מחקרי הולכה עצבית מייצגים המשווים בין גירוי חשמלי אלחוטי לגירוי חשמלי מבוסס חוטים. (A) איור של מיקומי התקנים אלחוטיים (BLACK) וחוטיים (ORANGE) על העצב הסיאטי. אלקטרודת ההקלטה הונחה בחלק הקדמי של הטיביאליס. (B) פוטנציאלי פעולה מורכבים של שרירים המתעוררים על ידי שתל חוטי (כתום) לעומת שתל אלחוטי (שחור). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 8: רישום EMG משריר TA עם גירוי חשמלי חוזר של 20 הרץ למשך שעה אחת משתלים. (A) עקבות של EMG במינימום 1 של e-stim. (B) עקבות EMG במינימום 40 של e-stim. קיצורים: EMG = אלקטרומיוגרפיה; TA = טיביאליס קדמי; e-stim = גירוי חשמלי; דקה = דקה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 9: תמונות מייצגות של התחדשות עצב סיאטי. (A) איור של פגיעה עצבית סיאטית ותיוג פלואורסצנטי מדרדר. אקסוני העצבים הסיאטיים עברו טרנספורמציה על ידי פגיעת מחץ. לאחר 3 שבועות של התאוששות, הענפים הדיסטליים שלו – העצב הפיבולרי (בירוק) והעצב הטיביאלי (באדום) – סומנו בנסיגה. (ב-ד) תמונות של חוט שדרה מותני המראות סומא עצבי בתוך הקרן הקדמית האיפסילסיונלית. פסי קנה מידה = 30 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Discussion

מאמר זה מתאר את השלבים בהשתלה כירורגית ובתפעול של ממשקי עצבים היקפיים אלחוטיים, נטולי סוללה ומושתלים במלואם במודל העצבים הסיאטי והפרני של חולדה. אנו מדגימים כיצד ניתן להשתמש בסוג חדש זה של שתלים ביו-רפואיים כדי לספק פרדיגמת גירוי חשמלי טיפולי שהוכחה כמשפרת את התחדשות האקסון במחקרים פרה-קליניים וקליניים (לסקירה, ראו22). פרוטוקול זה אינו מסובך וניתן להסיק אותו למודלים קטנים יותר של בעלי חיים, כגון עכברים21, כמו גם התקנים אלחוטיים אחרים, נטולי סוללה ומושתלים במלואם עם פונקציונליות הכוללת ממשקי עצבים היקפיים אופטו-אלקטרוניים ומיקרופלואידים 18,23,24,25,26,27,28,29,30 . כמו כן מודגמת הגישה באמצעות עצב סכיאטי מכרסם, שהוא מודל הניסויהנפוץ ביותר 31.

הרבגוניות של גישה זו הוכחה כאשר היא מותאמת לממשק עם העצב הפרני, אשר משמש לעתים רחוקות כמודל של פגיעה עצבית היקפית32, אולי משום שמדובר בבעיה קלינית מאוד לא מוכרת 33,34,35. אבחון ושיקום של פגיעה עצבית פרנית הפכו לנושא חשוב במהלך מגיפת COVID-19 36,37,38. נכון לעכשיו לא ידוע אם התחדשות של אקסונים פרניים והתאוששות משיתוק הסרעפת יכולים להיות מוגברים על ידי פרדיגמת גירוי חשמלי קצרה זו, בתדר נמוך. עם זאת, גירוי חשמלי עצבי פרני לקצב שרירי הסרעפת הוא אפשרות מבוססת לכשל נשימתי בחולים עם טטרפלגיה מפגיעה גבוהה בחוט השדרה הצווארי 39,40,41,42,43. אינדיקציות נוספות נבדקות, כולל גמילה ממכונות הנשמה לאחר מחלה קשה44.

יש להדגיש מספר צעדים קריטיים כדי להבטיח פעולה טובה של המערכת המושתלת. ראשית, חשוב להימנע מהפעלת כוח רב מדי על הרכיבים האלקטרוניים הדקים של המכשירים בעת הטיפול בהם כדי למנוע בידוד עופרת, קימוט או שבירה. לאחר מכן, חשוב לסמן במדויק את המיקום של סליל קציר הכוח בתדר רדיו על העור שמעליו. שלישית, יישור זהיר של סליל השידור של ספק הכוח החיצוני בתדר רדיו מעל סליל קציר הכוח של המכשיר המושתל עם מהדק צוואר ברווז מאפשר פעולה יציבה. לבסוף, כדי לאשר גירוי חשמלי בנוסף לתצפית חזותית של עוויתות שרירים, מומלץ ניטור נוירופיזיולוגי תקופתי. במקרה של האנטומיה המורכבת יותר של העצב הפרני בצוואר, אישור אלקטרופיזיולוגי מסייע להוכיח שהעצב הנכון בודד (איור 6).

מלבד הממריצים החשמליים האלחוטיים, נטולי הסוללה המוצגים במאמר זה 18,19,21, התקנים רבים אחרים עשויים לחלוק את אותם נהלים. לדוגמה, מכיוון שאלקטרודות שתוכננו להשתיל בעצבים הגלוסופרינגיאליים והתועים כדי להקליט באופן כרוני אותות ממערכות העצבים הסימפתטיות והפאראסימפתטיות 30,45,46 חולקות אזור כירורגי דומה עם העצב הפרני, פרוטוקול זה יכול להיות מותאם להשתלתן. ממריצים אלחוטיים בעלי תאימות ביולוגית ארוכת טווח עבור עצבים היקפיים, כגון ReStore, הם כלים נהדרים להישאר במקום ולעורר עצבים לפי הצורך 25,47,48,49,50. כמו כן דווח על שתלי הקלטה אלחוטית רב-ערוצית רלוונטיים51. בסך הכל, אנו מאמינים שניתן להתאים פרוטוקולים כירורגיים וגירויים חשמליים אלה כסטנדרט לכל התממשקות העצבים ההיקפיים האלחוטיים הקשורים לגירוי חשמלי או הקלטה.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו השתמשה במתקן NUFAB של מרכז NUANCE של אוניברסיטת נורת’ווסטרן, אשר קיבל תמיכה ממשאב SHyNE (NSF ECCS-1542205), IIN ותוכנית MRSEC של נורת’ווסטרן (NSF DMR-1720139). עבודה זו עשתה שימוש במתקן MatCI הנתמך על ידי תוכנית MRSEC של הקרן הלאומית למדע (DMR-1720139) במרכז לחקר חומרים באוניברסיטת נורת’ווסטרן. C.K.F מודה על תמיכתם של מכון יוניס קנדי שרייבר לבריאות הילד והתפתחות האדם של ה-NIH (מענק מס’ R03HD101090) והקרן האמריקאית לנוירומוסקולר (מענק פיתוח). י.ח. מכיר בתמיכת הקרן הלאומית לביטחון לאומי (מס’ מענק). CMMI1635443). עבודה זו נתמכה על ידי מכון קארי סימפסון לביואלקטרוניקה באוניברסיטת נורת’ווסטרן.

Materials

Amplifier Electronics & Innovation 201L
Arbitrary Waveform Generator RIGOL DG1032Z 30 MHz, 2 Channel, 200 MS/s, 14bit Resolution, 8 Mpts
Bupivacaine Pfizer 655317 Marcaine, 0.5%
Copper/polyimide/copper Pyralux AP8535R 18 µm thick top and bottom copper, 75 µm thick polyimide
EMG recording device Natus Nicolet VikingQuest
EPOXY MARINE Loctite
Isoflurane, USP Butler Schein Animal Health 1040603 ISOTHESIA
Meloxicam covetrus 5mg/ml
Needle electrodes Technomed USA Inc. TE/B50600- 001
PDMS (Silicone Elastomer Kit) DOW SYLGARD™ 184
ProtoLaser U4 LPKF U4
Puralube Vet Ointment Sterile Ocular Lubricant Puralube 83592
Waveform generator Agilent Technologies Agilent 33250A
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Scholz, T., et al. Peripheral nerve injuries: an international survey of current treatments and future perspectives. Journal of Reconstructive Microsurgery. 25 (6), 339-344 (2009).
  2. Ayyaswamy, B., et al. Quality of life after amputation in patients with advanced complex regional pain syndrome: a systematic review. EFORT Open Reviews. 4 (9), 533-540 (2019).
  3. Kim, D. H., et al. Management and outcomes in 353 surgically treated sciatic nerve lesions. Journal of Neurosurgery. 101 (1), 8-17 (2004).
  4. Mackinnon, S. E. Donor distal, recipient proximal and other personal perspectives on nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 141-151 (2016).
  5. Safa, B., Buncke, G. Autograft substitutes: conduits and processed nerve allografts. Hand Clinics. 32 (2), 127-140 (2016).
  6. Barber, B., et al. Intraoperative Brief Electrical Stimulation of the Spinal Accessory Nerve (BEST SPIN) for prevention of shoulder dysfunction after oncologic neck dissection: a double-blinded, randomized controlled trial. Journal of Otolaryngology – Head & Neck Surgery. 47 (1), 7 (2018).
  7. Power, H. A., et al. Postsurgical electrical stimulation enhances recovery following surgery for severe cubital tunnel syndrome: a double-blind randomized controlled trial. Neurosurgery. 86 (6), 769-777 (2020).
  8. Gordon, T., et al. Brief post-surgical electrical stimulation accelerates axon regeneration and muscle reinnervation without affecting the functional measures in carpal tunnel syndrome patients. Experimental Neurology. 223 (1), 192-202 (2010).
  9. Wong, J. N., et al. Electrical stimulation enhances sensory recovery: a randomized controlled trial. Annals of Neurology. 77 (6), 996-1006 (2015).
  10. Nix, W. A., Hopf, H. C. Electrical stimulation of regenerating nerve and its effect on motor recovery. Brain Research. 272 (1), 21-25 (1983).
  11. Al-Majed, A. A., et al. Brief electrical stimulation promotes the speed and accuracy of motor axonal regeneration. Journal of Neuroscience. 20 (7), 2602-2608 (2000).
  12. Witzel, C., et al. Electrical nerve stimulation enhances perilesional branching after nerve grafting but fails to increase regeneration speed in a murine model. Journal of Reconstructive Microsurgery. 32 (6), 491-497 (2016).
  13. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  14. Brushart, T. M., et al. Electrical stimulation promotes motoneuron regeneration without increasing its speed or conditioning the neuron. Journal of Neuroscience. 22 (15), 6631-6638 (2002).
  15. Franz, C. K., Rutishauser, U., Rafuse, V. F. Intrinsic neuronal properties control selective targeting of regenerating motoneurons. Brain. 131, 1492-1505 (2008).
  16. Park, S. I., et al. stretchable, fully implantable miniaturized optoelectronic systems for wireless optogenetics. Nature Biotechnology. 33 (12), 1280-1286 (2015).
  17. Koo, J., et al. Wirelessly controlled, bioresorbable drug delivery device with active valves that exploit electrochemically triggered crevice corrosion. Science Advances. 6 (35), (2020).
  18. Koo, J., et al. Wireless bioresorbable electronic system enables sustained nonpharmacological neuroregenerative therapy. Nature Medicine. 24 (12), 1830-1836 (2018).
  19. Choi, Y. S., et al. Stretchable, dynamic covalent polymers for soft, long-lived bioresorbable electronic stimulators designed to facilitate neuromuscular regeneration. Nature Communications. 11 (1), 5990 (2020).
  20. Hingne, P. M., Sluka, K. A. Differences in waveform characteristics have no effect on the antihyperalgesia produced by transcutaneous electrical nerve stimulation (TENS) in rats with joint inflammation. Journal of Pain. 8, 251-255 (2007).
  21. Guo, H., et al. Advanced materials in wireless, implantable electrical stimulators that offer rapid rates of bioresorption for peripheral axon regeneration. Advanced Functional Materials. 31 (29), 2102724 (2021).
  22. Zuo, K. J., et al. Electrical stimulation to enhance peripheral nerve regeneration: Update in molecular investigations and clinical translation. Experimental Neurology. 332, 113397 (2020).
  23. Zhang, Y., et al. Battery-free, fully implantable optofluidic cuff system for wireless optogenetic and pharmacological neuromodulation of peripheral nerves. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Montgomery, K. L., et al. Wirelessly powered, fully internal optogenetics for brain, spinal and peripheral circuits in mice. Nature Methods. 12 (10), 969-974 (2015).
  25. Seo, D., et al. Wireless recording in the peripheral nervous system with ultrasonic neural dust. Neuron. 91 (3), 529-539 (2016).
  26. Neely, R. M., et al. Recent advances in neural dust: towards a neural interface platform. Current Opinion in Neurobiology. 50, 64-71 (2018).
  27. Mickle, A. D., et al. A wireless closed-loop system for optogenetic peripheral neuromodulation. Nature. 565 (7739), 361-365 (2019).
  28. Khalifa, A., et al. The microbead: a 0.009 mm(3) implantable wireless neural stimulator. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 13 (3), 971-985 (2019).
  29. Jeong, J. W., et al. Wireless optofluidic systems for programmable in vivo pharmacology and optogenetics. Cell. 162 (3), 662-674 (2015).
  30. Yao, G., et al. Effective weight control via an implanted self-powered vagus nerve stimulation device. Nature Communications. 9 (1), 5349 (2018).
  31. Repair Brushart, M. . Nerve Repair. , (2012).
  32. Laskowski, M. B., Sanes, J. R. Topographically selective reinnervation of adult mammalian skeletal muscles. Journal of Neuroscience. 8 (8), 3094-3099 (1988).
  33. Boon, A. J., et al. Sensitivity and specificity of diagnostic ultrasound in the diagnosis of phrenic neuropathy. Neurology. 83 (14), 1264-1270 (2014).
  34. Farr, E., D’Andrea, D., Franz, C. K. Phrenic nerve involvement in neuralgic amyotrophy (Parsonage-Turner syndrome). Sleep Medicine Clinics. 15 (4), 539-543 (2020).
  35. Mandoorah, S., Mead, T. Phrenic Nerve Injury. StatPearls. , (2021).
  36. Patel, Z., et al. Diaphragm and phrenic nerve ultrasound in COVID-19 patients and beyond: imaging technique, findings, and clinical applications. Journal of Ultrasound in Medicine. , (2021).
  37. Farr, E., et al. Short of breath for the long haul: diaphragm muscle dysfunction in survivors of severe COVID-19 as determined by neuromuscular ultrasound. medRxiv. , (2020).
  38. Fernandez, C. E., et al. Imaging review of peripheral nerve injuries in patients with COVID-19. Radiology. 298 (3), 117-130 (2021).
  39. Elefteriades, J. A., et al. Long-term follow-up of bilateral pacing of the diaphragm in quadriplegia. New England Journal of Medicine. 326 (21), 1433-1444 (1992).
  40. Elefteriades, J. A., et al. Long-term follow-up of pacing of the conditioned diaphragm in quadriplegia. Pacing and Clinical Electrophysiology: PACE 2002. 25 (6), 897-906 (2002).
  41. Glenn, W. W., et al. Ventilatory support by pacing of the conditioned diaphragm in quadriplegia. New England Journal of Medicine. 310 (18), 1150-1155 (1984).
  42. Garrido-Garcia, H., et al. Treatment of chronic ventilatory failure using a diaphragmatic pacemaker. Spinal Cord. 36 (5), 310-314 (1998).
  43. Romero, F. J., et al. Long-term evaluation of phrenic nerve pacing for respiratory failure due to high cervical spinal cord injury. Spinal Cord. 50 (12), 895-898 (2012).
  44. Vashisht, R., Chowdhury, Y. S. Diaphragmatic Pacing. StatPearls. , (2021).
  45. McCallum, G. A., et al. Chronic interfacing with the autonomic nervous system using carbon nanotube (CNT) yarn electrodes. Scientific Reports. 7 (1), 11723 (2017).
  46. Zhang, Y., et al. Climbing-inspired twining electrodes using shape memory for peripheral nerve stimulation and recording. Science Advances. 5 (4), 1066 (2019).
  47. Sivaji, V., et al. ReStore: A wireless peripheral nerve stimulation system. Journal of Neuroscience Methods. 320, 26-36 (2019).
  48. Tanabe, Y., et al. High-performance wireless powering for peripheral nerve neuromodulation systems. PLoS One. 12 (10), 0186698 (2017).
  49. MacEwan, M. R., et al. Therapeutic electrical stimulation of injured peripheral nerve tissue using implantable thin-film wireless nerve stimulators. Journal of Neurosurgery. 130 (2), 486-495 (2019).
  50. Lee, B., et al. An implantable peripheral nerve recording and stimulation system for experiments on freely moving animal subjects. Scientific Reports. 8 (1), 6115 (2018).
  51. Deshmukh, A., et al. Fully implantable neural recording and stimulation interfaces: Peripheral nerve interface applications. Journal of Neuroscience Methods. 333, 108562 (2020).

Tags

Peripheral Nerve InjuryElectrical StimulationNerve InterfaceWireless DeviceBattery-freeNerve RegenerationSurgical ProcedureSciatic NerveSubcutaneous PocketWound Closure

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Wang, H., D’Andrea, D., Choi, Y. S., Bouricha, Y., Wickerson, G., Ahn, H., Guo, H., Huang, Y., Sandhu, M. S., Jordan, S. W., Rogers, J. A., Franz, C. K. Implantation and Control of Wireless, Battery-free Systems for Peripheral Nerve Interfacing. J. Vis. Exp. (176), e63085, doi:10.3791/63085 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image