JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemistry

التعديل الكيميائي لبقايا التربتوفان في Ca2+-ATPase N-domain لدراسة تريبتوفان-ANS FRET

Published: October 09, 2021
doi:
10.3791/62770
,
1Instituto de Física,Universidad Autónoma de San Luis Potosí

Summary

ANS يربط Ca2 +-ATPase recombinant N-المجال. عرض أطياف مضان نمط مثل FRET عند الإثارة في الطول الموجي من 295 نانومتر. ويروي التعديل الكيميائي الذي يتوسط فيه المكتب الوطني للإحصاء في Trp مضان المجال N، مما يؤدي إلى عدم وجود نقل للطاقة (FRET) بين بقايا Trp و ANS.

Abstract

الساركو / إندوبالازميك ريتيكولم Ca2 +– ATPase (SERCA) هو ATPase من نوع P الذي تم بلورته في تشكيلات مختلفة. ومع ذلك، يمكن الحصول على معلومات وظيفية مفصلة من مجالات منعزلة مؤتلفة. يعرض المجال الهندسي (Trp552Leu و Tyr587Trp) النطاق الملتصق بالنيوكليوتيدات المؤتلف (N-domain) إخمادا مضانا عند الربط بين الليجاند. وفلوروفوري extrinsic، وهي 8-anilino-1-النفثالين السلفونات (ANS)، يرتبط إلى موقع الربط النيوكليوتيدات عن طريق التفاعلات الكهربائية والمائية مع آرغ، له، علاء، ليو، وبقايا في. ويتضح الربط ANS من خلال زيادة في كثافة الفلورسينس عندما متحمس في الطول الموجي (λ) من 370 نانومتر. ومع ذلك، عندما متحمس في λ من 295 نانومتر، ويبدو أن الزيادة في كثافة مضان أن يقترن إرواء الفلورية الجوهرية N-المجال. عرض الطيف الفلورية Föster نقل الطاقة الرنين (FRET) نمط مثل, مما يشير إلى وجود زوج Trp-ANS FRET, الذي يبدو أن تكون مدعومة مسافة قصيرة (~ 20 Å) بين Tyr587Trp و ANS. تصف هذه الدراسة تحليلا لزوج Trp-ANS FRET عن طريق التعديل الكيميائي Trp (وإرواء الفلورسينس) الذي يتم بوساطة N-bromosuccinimide (NBS). في N-المجال المعدل كيميائيا, زيادة مضان ANS عندما متحمس في λ من 295 نانومتر, على غرار عندما متحمس في λ من 370 نانومتر. ومن ثم، يمكن استخدام التعديل الكيميائي بوساطة NBS لبقايا Trp للتحقيق في عدم وجود FRET بين Trp و ANS. في غياب ترب مضان، لا ينبغي للمرء أن يلاحظ زيادة في مضان ANS. التعديل الكيميائي لمخلفات Trp في البروتينات من قبل NBS قد يكون مفيدا لفحص FRET بين بقايا Trp القريبة من ANS المقيدة. ومن المرجح أن يكون هذا المقايسة مفيدا أيضا عند استخدام الفلوروفوريس الأخرى.

Introduction

أصبح نقل الطاقة الرنين Föster (FRET) تقنية قياسية لتحديد المسافة بين الهياكل الجزيئية بعد الربط أو التفاعل في بنية البروتين ودراسات الوظائف1و2و3و4. في P-نوع ATPases، وقد استخدمت FRET للتحقيق في هيكل ووظيفة من reticulum الساركو-endoplasmic Ca2+-ATPase (SERCA)2،5،6،7،8، على سبيل المثال ، تم تحليل التقلبات الهيكلية خلال دورة الحفاز في البروتين كله من قبل FRET7.

FRET الجهات المانحة متنوعة، وتتراوح من جزيئات الفلورسنت الصغيرة (extrinsic) إلى البروتينات الفلورية9،10. التربتوفان (Trp) بقايا (بسبب مضانها) مفيدة لتحديد التغيرات الهيكلية في تسلسل البروتين الأحماض الأمينية11,12. كثافة الفلورية من TRP يعتمد إلى حد كبير على قطبية البيئة المحيطة بها13،14. الربط ليغاند يولد عادة إعادة ترتيب الهيكلية في البروتينات / الانزيمات15،16. إذا كان Trp موجودا في موقع ربط البروتين أو يقع بالقرب منه ، فإن التقلبات الهيكلية تؤثر بشكل متكرر على درجة تعرض Trp لوسائل الإعلام المائية13و14؛ وهكذا، فإن التغيير في القطبية يؤدي إلى إخماد كثافة ترب مضان13،14. وبالتالي ، فإن خاصية الفلورسنت في Trp مفيدة لإجراء دراسات الربط ليغاند للإنزيمات. الظواهر الفيزيائية الأخرى قد تؤدي أيضا إلى ترب مضان إخماد17،18،19،20، على سبيل المثال ، FRET والتغيرات في قطبية المتوسطة. نقل الطاقة من حالة متحمس من Trp إلى الفلوروفور أيضا تطبيقات محتملة، على سبيل المثال، تحديد تقارب ليغاندس الصغيرة في البروتينات21. في الواقع، وقد استخدمت في المقام الأول Trp كمتبرع مضان في دراسات FRET في البروتينات22،23،24، على سبيل المثال ، في تيربيوم (السل3 +) دراسات FRET ، يتم استخدام بقايا TRP في كثير من الأحيان كهوائي لنقل الطاقة إلى السل3 + 25،26،27. TRP يعرض مزايا مختلفة على غيرها من الجهات المانحة FRET نظرا لطبيعة التأسيسية المتأصلة في بنية البروتين، مما يلغي الحاجة إلى العمليات التحضيرية التي قد تؤثر على وظيفة / هيكل البروتيندرس 24. وهكذا، فإن تحديد التسوس الإشعاعي (نقل الطاقة والتغيرات في قطبية المتوسطة التي تسببها إعادة ترتيب البروتين الهيكلية) مهم لاستخلاص استنتاجات دقيقة بشأن الربط ليغاند في الدراسات الهيكلية البروتين13،14،19،28.

في الدراسات الهيكلية البروتين, وقد استخدمت في المقام الأول الفلوروفوري extrinsic, وهي, 8-anilino-1-النفثالين السلفونات (ANS), في التجارب المتعلقة طي البروتين / تتكشف28,29. ANS يربط إلى البروتينات / الانزيمات في الدولة الأصلية, عادة في مواقع ملزمة من الركائز31,32,33; زيادة في ANS مضان الكم العائد (ΦF) (أي زيادة في كثافة مضان) هو الناجم عن إثارة البروتين في λ= 370 نانومتر عندما التفاعلات المناسبة من ANS مع آرغ ومخلفات له في جيوب مسعور تحدث34,35,36,37. في دراسات مختلفة، تم الإبلاغ عن حدوث FRET (عندما تكون مثيرة في λ داخل 280-295 نانومتر) بين بقايا Trp (الجهات المانحة) و ANS (المقبول)، والذي يستند إلى ما يلي: 1) تداخل طيف الانبعاثات الفلورية من Trp وطيف الإثارة من ANS، 2) تحديد مسافة مناسبة بين واحد أو أكثر من بقايا TRP (ق) و ANS لنقل الطاقة، 3) عالية ANS الكم العائد عند ربط في جيوب البروتين، و 4) نمط FRET مميزة في أطياف مضان البروتين في وجود ANS3،17،27،37،38.

مؤخرا، تم التحقيق في الربط ليغاند إلى المجال الربط النيوكليوتيدات (N-المجال) في SERCA وغيرها من ATPases P-نوع باستخدام المهندسة المؤتلف N-المجالات40،41،42،43،44،45،46. وقد استخدمت الهندسة الجزيئية للمجال N SERCA لنقل بقايا Trp الوحيد (Trp552Leu) إلى بنية أكثر ديناميكية (Tyr587Trp) التي هي قريبة من موقع الربط النيوكليوتيدات، حيث يمكن استخدام الاختلافات الفلورية (إخماد) لرصد التغيرات الهيكلية على الربط ليغاند34. وقد أظهرت النتائج التجريبية أن ANS يربط (كما ATP) إلى موقع الربط النيوكليوتيدات في المنقى المؤتلف SERCA N-المجال34. ومن المثير للاهتمام، وفلورسينس ANS يزيد على ملزمة للمجال N عند الإثارة في λ من 295 نانومتر، في حين أن الفلورسينس الجوهرية للمجال N يقلل34،وبالتالي إنتاج نمط FRET التي تشير إلى تشكيل زوج Trp-ANS FRET.

وقد اقترح استخدام الاستراتيجيات وخطط العمل الوطنية لتحديد محتوى مخلفات الطورب في البروتينات47 عن طريق فحص امتصاص البروتينات المعدلة. NBS يعدل مجموعة النعال امتصاص للغاية من Trp إلى أقل امتصاصoxindole47,48. وهذا يؤدي إلى فقدان (إخماد) من الخصائص الفلورسنت Trp40. ومن ثم، يمكن استخدام التعديل الكيميائي بوساطة NBS لمخلفات Trp كقايس لتحديد دور Trp (كمتبرع) عندما يفترض FRET.

يصف هذا البروتوكول التعديل الكيميائي لبقايا Trp الوحيدة من قبل NBS في المجال N المؤتلف المهندس من SERCA كنموذج بروتين. النتائج التجريبية تثبت أن كثافة مضان ANS لا تزال تزيد في NBS المعدلة كيميائيا N-المجال34, التي تفتقر إلى الفلورية الجوهرية. ولذلك ، فإن المقايسة مفيدة لإظهار عدم وجود FRET بين بقايا Trp و ANS عند ربطها بالمجال N34و40و49. وبالتالي، فإن هذا المقايسة (NBS التعديل الكيميائي من Trp) مفيد في إثبات وجود زوج Trp-ANS FRET في البروتينات.

Protocol

1. تحديد(في silico)من ANS وSERCA N-المجال التفاعل توليد ثلاثي الأبعاد (3D) هيكل البروتين (SERCA N-المجال) عن طريق النمذجة الجزيئية باستخدام البروتين المفضل النمذجة البرمجيات50. تحديد بقايا الأحماض الأمينية التي تشكل موقع الربط النيوكليوتيدات باستخدام برنامج التركيب الجزيئ?…

Representative Results

يظهر الالتحام الجزيئي ربط ANS بموقع الربط بالنيوكليوتيدات في المجال N عبر التفاعلات الكهروستاتيكية وكذلك التفاعلات الكارهة للماء(الشكل 1). المسافة الجزيئية (20 Å) بين بقايا Trp و ANS (ملزمة بموقع الربط النيوكليوتيدات) يدعم حدوث FRET (الشكل 1). تم الحصول على تصميم (هند…

Discussion

عرض أطياف مضان من مجمع ANS-N-المجال نمط مثل FRET عندما متحمس في λ من 295 نانومتر, في حين أن المسافة الجزيئية (20 Å) بين بقايا Trp و ANS يبدو لدعم حدوث FRET (الشكل 1). TRP التعديل الكيميائي من قبل النتائج NBS في أقل الفلورسنت N-المجال (الشكل 3B, الطيف و); وبالتالي، نقل الطاقة غير مم?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل جزئيا من قبل FAI-UASLP رقم المنحة C19-FAI-05-89.89 ورقم منحة كوناسيت 316463 (أبويوس أ لا سينسيا دي فرونتيرا: Fortalecimiento y Mantenimiento de Infraestructuras de Investigación de Uso Común y Capacitación Técnica 2021). يشكر المؤلفون المساعدة التقنية التي يقدمها جوليان ماتا موراليس في طبعة الفيديو.

Materials

Acrylamide Bio-Rad 1610107 SDS-PAGE
Ammonium persulfate Bio-Rad 1610700 SDS-PAGE
8-Anilino-1-naphthalenesulfonic acid Sigma-Aldrich A1028 Fluorophore
Bis-acrylamide Bio-Rad 1610125 SDS-PAGE
N-Bromosuccinimide Sigma-Aldrich B81255 Chemical modification
N,N-dimethylformamide J.T. Baker 9213-12 Stock solution preparation
Fluorescein isothiocyanate Sigma-Aldrich F7250 Chemical fluorescence label
Fluorescence cuvette Hellma Z801291 Fluorescence assay
Fluorescence Spectrofluorometer Shimadzu RF 5301PC Fluorescence assay
HisTrap™ FF GE Healtcare 11-0004-59 Protein purification
IPTG, Dioxane free American Bionalytical AB00841-00010 Protein expression
Imidazole Sigma-Aldrich I5513-25G Protein purification
LB media Fisher Scientific 10000713 Cell culture
Pipetman L P10L Gilson FA10002M Fluorescence assay
Pipetman L P100L Gilson FA10004M Fluorescence assay
Pipetman L P200L Gilson FA10005M Fluorescence assay
Pipetman L P1000L Gilson FA10006M Fluorescence assay
Pipetman L P5000L Gilson FA10007 Fluorescence assay
Precision plus std Bio-Rad 1610374 SDS-PAGE
Sodium dodecyl sulphate Bio-Rad 1610302 SDS-PAGE
Sodium phosphate dibasic J.T. Baker 3828-19 Buffer preparation
Sodium phosphate monobasic J.T. Baker 3818-01 Buffer preparation
Syringe filter 0.2 um Millipore GVWP04700 Solution filtration
Temed Bio-Rad 1610801 SDS-PAGE
Tris Bio-Rad 1610719 SDS-PAGE
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Munishkina, L. A., Fink, A. L. Fluorescence as a method to reveal structures and membrane-interactions of amyloidogenic proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1768 (8), 1862-1885 (2007).
  2. Dong, X., Thomas, D. D. Time-resolved FRET reveals the structural mechanism of SERCA-PLB regulation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 449 (2), 196-201 (2014).
  3. Szilvay, G. R., Blenner, M. A., Shur, O., Cropek, D. M., Banta, S. A FRET-based method for probing the conformational behavior of an intrinsically disordered repeat domain from Bordetella pertussis adenylate cyclase. Biochemistry. 48 (47), 11273-11282 (2009).
  4. Sun, Y., Wallrabe, H., Booker, C. F., Day, R. N., Periasamy, A. Three-color spectral FRET microscopy localizes three interacting proteins in living cells. Biophysical Journal. 99 (4), 1274-1283 (2010).
  5. Cornea, R. L., et al. High-throughput FRET assay yields allosteric SERCA activators. Journal of Biomolecular Screening. 18 (1), 97-107 (2013).
  6. Gruber, S. J., et al. Discovery of enzyme modulators via high-throughput time-resolved FRET in living cells. Journal of Biomolecular Screening. 19 (2), 215-222 (2014).
  7. Dyla, M., et al. Dynamics of P-type ATPase transport revealed by single-molecule FRET. Nature. 551 (7680), 346-351 (2017).
  8. Corradi, G. R., Adamo, H. P. Intramolecular fluorescence resonance energy transfer between fused autofluorescent proteins reveals rearrangements of the N- and C-terminal segments of the plasma membrane Ca2+ pump involved in the activation. The Journal of Biological Chemistry. 282 (49), 35440-35448 (2007).
  9. Piston, D. W., Kremers, G. -. J. Fluorescent protein FRET: The good, the bad and the ugly. Trends in Biochemical Sciences. 32 (9), 407-414 (2007).
  10. Ma, L., Yang, F., Zheng, J. Application of fluorescence resonance energy transfer in protein studies. Journal of Molecular Structure. 1077, 87-100 (2014).
  11. Chen, Y., Barkley, M. D. Toward understanding tryptophan fluorescence in proteins. Biochemistry. 37 (28), 9976-9982 (1998).
  12. Zelent, B., et al. Tryptophan fluorescence yields and lifetimes as a probe of conformational changes in human glucokinase. Journal of Fluorescence. 27 (5), 1621-1631 (2017).
  13. Callis, P. R. Binding phenomena and fluorescence quenching. I: Descriptive quantum principles of fluorescence quenching using a supermolecule approach. Journal of Molecular Structure. 1077, 14-21 (2014).
  14. Callis, P. R. Binding phenomena and fluorescence quenching. II: Photophysics of aromatic residues and dependence of fluorescence spectra on protein conformation. Journal of Molecular Structure. 1077, 22-29 (2014).
  15. Agarwal, P. K., Geist, A., Gorin, A. Protein dynamics and enzymatic catalysis: Investigating the peptidyl-prolyl cis-trans isomerization activity of cyclophilin A. Biochemistry. 43 (33), 10605-10618 (2004).
  16. Deng, H., Zhadin, N., Callender, R. Dynamics of protein ligand binding on multiple time scales: NADH binding to lactate dehydrogenase. Biochemistry. 40 (13), 3767-3773 (2001).
  17. van de Weert, M. Fluorescence quenching to study protein-ligand binding: common errors. Journal of fluorescence. 20 (2), 625-629 (2010).
  18. van de Weert, M., Stella, L. Fluorescence quenching and ligand binding: A critical discussion of a popular methodology. Journal of Molecular Structure. 998 (1-3), 144-150 (2011).
  19. Stella, L., van de Weert, M., Burrows, H. D., Fausto, R. Fluorescence spectroscopy and binding: Getting it right. Journal of Molecular Structure. 1077, 1-3 (2014).
  20. Credi, A., Prodi, L. Inner filter effects and other traps in quantitative spectrofluorimetric measurements: Origins and methods of correction. Journal of Molecular Structure. 1077, 30-39 (2014).
  21. Lee, M. M., Peterson, B. R. Quantification of small molecule-protein interactions using FRET between tryptophan and the pacific blue fluorophore. ACS Omega. 1 (6), 1266-1276 (2016).
  22. Zhang, Y., et al. Comparison of FÖrster-resonance-energy-transfer acceptors for tryptophan and tyrosine residues in native proteins as donors. Journal of Fluorescence. 23 (1), 147-157 (2013).
  23. Xie, Y., Maxson, T., Tor, Y. Fluorescent ribonucleoside as a FRET acceptor for tryptophan in native proteins. Journal of the American Chemical Society. 132 (34), 11896-11897 (2010).
  24. Ghisaidoobe, A. B. T. T., Chung, S. J. Intrinsic tryptophan fluorescence in the detection and analysis of proteins: A focus on Förster resonance energy transfer techniques. International Journal of Molecular Sciences. 15 (12), 22518-22538 (2014).
  25. Goryashchenko, A. S., et al. Genetically encoded FRET-sensor based on terbium chelate and red fluorescent protein for detection of caspase-3 activity. International Journal of Molecular Sciences. 16 (7), 16642-16654 (2015).
  26. Arslanbaeva, L. R., et al. Induction-resonance energy transfer between the terbium-binding peptide and the red fluorescent proteins DsRed2 and TagRFP. Biophysics. 56 (3), 381-386 (2011).
  27. Di Gennaro, A. K., Gurevich, L., Skovsen, E., Overgaard, M. T., Fojan, P. Study of the tryptophan-terbium FRET pair coupled to silver nanoprisms for biosensing applications. Physical Chemistry Chemical Physics. 15 (22), 8838-8844 (2013).
  28. Hawe, A., Poole, R., Jiskoot, W. Misconceptions over Förster resonance energy transfer between proteins and ANS/bis-ANS: Direct excitation dominates dye fluorescence. Analytical Biochemistry. 401 (1), 99-106 (2010).
  29. Ghosh, U., Das, M., Dasgupta, D. Association of fluorescent probes 1-anilinonaphthalene-8-sulfonate and 4,4´-dianilino-1,1´-binaphthyl-5,5´-disulfonic acid with T7 RNA polymerase. Biopolymers. 72 (4), 249-255 (2003).
  30. Vreuls, C., et al. Guanidinium chloride denaturation of the dimeric Bacillus licheniformis BlaI repressor highlights an independent domain unfolding pathway. The Biochemical Journal. 384, 179-190 (2004).
  31. Möller, M., Denicola, A. Study of protein-ligand binding by fluorescence. Biochemistry and Molecular Biology Education. 30 (5), 309-312 (2002).
  32. Chang, L., Wen, E., Hung, J., Chang, C. Energy transfer from tryptophan residues of proteins to 8-anilinonaphthalene-1-sulfonate. Journal of Protein Chemistry. 13 (7), 635-640 (1994).
  33. Togashi, D. M., Ryder, A. G. A fluorescence analysis of ANS bound to bovine serum albumin: Binding properties revisited by using energy transfer. Journal of Fluorescence. 18 (2), 519-526 (2008).
  34. Dela Cruz-Torres, V., Cataño, Y., Olivo-Rodríguez, M., Sampedro, J. G. ANS interacts with the Ca2+-ATPase nucleotide binding site. Journal of Fluorescence. 30 (3), 483-496 (2020).
  35. Gasymov, O. K., Glasgow, B. J. ANS fluorescence: Potential to augment the identification of the external binding sites of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1774 (3), 403-411 (2007).
  36. Matulis, D., Lovrien, R. 1-anilino-8-naphthalene sulfonate anion-protein binding depends primarily on ion pair formation. Biophysical Journal. 74 (1), 422-429 (1998).
  37. Samukange, V., Yasukawa, K., Inouye, K. Interaction of 8-anilinonaphthalene 1-sulphonate (ANS) and human matrix metalloproteinase 7 (MMP-7) as examined by MMP-7 activity and ANS fluorescence. Journal of Biochemistry. 151 (5), 533-540 (2012).
  38. Qin, J., et al. Selective and sensitive homogenous assay of serum albumin with 1-anilinonaphthalene-8-sulphonate as a biosensor. Analytica Chimica Acta. 829, 60-67 (2014).
  39. Malik, A., Kundu, J., Karmakar, S., Lai, S., Chowdhury, P. K. Interaction of ANS with human serum albumin under confinement: Important insights and relevance. Journal of Luminescence. 167, 316-326 (2015).
  40. Páez-Pérez, E. D., De La Cruz-Torres, V., Sampedro, J. G. Nucleotide binding in an engineered recombinant Ca2+-ATPase N-domain. Biochemistry. 55 (49), 6751-6765 (2016).
  41. Sampedro, J. G., Nájera, H., Uribe-Carvajal, S., Ruiz-Granados, Y. G. Mapping the ATP binding site in the plasma membrane H+-ATPase from Kluyveromyces lactis. Journal of fluorescence. 24 (6), 1849-1859 (2014).
  42. Abu-Abed, M., Millet, O., MacLennan, D. H., Ikura, M. Probing nucleotide-binding effects on backbone dynamics and folding of the nucleotide-binding domain of the sarcoplasmic/endoplasmic-reticulum Ca2+-ATPase. The Biochemical Journal. 379, 235-242 (2004).
  43. Abu-Abed, M., Mal, T. K., Kainosho, M., MacLennan, D. H., Ikura, M. Characterization of the ATP-binding domain of the sarco(endo)plasmic reticulum Ca2+-ATPase: probing nucleotide binding by multidimensional NMR. Biochemistry. 41 (4), 1156-1164 (2002).
  44. Sazinsky, M. H., Mandal, A. K., Argüello, J. M., Rosenzweig, A. C. Structure of the ATP binding domain from the Archaeoglobus fulgidus Cu+-ATPase. Journal of Biological Chemistry. 281 (16), 11161-11166 (2006).
  45. Liu, L., et al. Crystallization and preliminary X-ray studies of the N-domain of the Wilson disease associated protein. Acta Crystallographica Section F: Structural Biology and Crystallization Communications. 65 (6), 621-624 (2009).
  46. Banci, L., et al. The binding mode of ATP revealed by the solution structure of the N-domain of human ATP7A. Journal of Biological Chemistry. 285 (4), 2537-2544 (2010).
  47. Spande, T. F., Witkop, B. Determination of the tryptophan content of proteins with N-bromosuccinimide. Methods in Enzymology. 11, 498-506 (1967).
  48. Spande, T. F., Green, N. M., Witkop, B. The Reactivity toward N-bromosuccinimide of tryptophan in enzymes, zymogens, and inhibited enzymes. Biochemistry. 5 (6), 1926-1933 (1966).
  49. Rawat, U. B., Rao, M. B. Purification, kinetic characterization and involvement of tryptophan residue at the NADPH binding site of xylose reductase from Neurospora crassa. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Protein Structure and Molecular Enzymology. 1293 (2), 222-230 (1996).
  50. Zaki, M. J., Bystroff, C. . Protein Structure Prediction. , (2008).
  51. Wang, Z., et al. Comprehensive evaluation of ten docking programs on a diverse set of protein-ligand complexes: The prediction accuracy of sampling power and scoring power. Physical Chemistry Chemical Physics. 18 (18), 12964-12975 (2016).
  52. Pagadala, N. S., Syed, K., Tuszynski, J. Software for molecular docking: A review. Biophysical Reviews. , 91-102 (2017).
  53. Dolatkhah, Z., Javanshir, S., Sadr, A. S., Hosseini, J., Sardari, S. Synthesis, Molecular Docking, Molecular Dynamics Studies, and Biological Evaluation of 4 H -Chromone-1,2,3,4-tetrahydropyrimidine-5-carboxylate Derivatives as Potential Antileukemic Agents. Journal of Chemical Information and Modeling. 57 (6), 1246-1257 (2017).
  54. Forli, S., et al. Computational protein-ligand docking and virtual drug screening with the AutoDock suite. Nature Protocols. 11 (5), 905-919 (2016).
  55. Lindahl, E. R. Molecular dynamics simulations. Molecular Modeling of Proteins. Methods in Molecular Biology. 443, 3-23 (2008).
  56. Turk, T., Maček, P., Gubenšek, F. The role of tryptophan in structural and functional properties of equinatoxin II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)/Protein Structure and Molecular. 1119 (1), 1-4 (1992).
  57. Peterman, B. F., Laidler, K. J. Study of reactivity of tryptophan residues in serum albumins and lysozyme by N-bromosuccinamide fluorescence quenching. Archives of Biochemistry and Biophysics. 199 (1), 158-164 (1980).
  58. Divita, G., Goody, R. S., Gautheron, D. C., Di Pietro, A. Structural mapping of catalytic site with respect to α-subunit and noncatalytic site in yeast mitochondrial F1-ATPase using fluorescence resonance energy transfer. Journal of Biological Chemistry. 268 (18), 13178-13186 (1993).
  59. Horrocks, W. D., Holmquist, B., Vallee, B. L. Energy transfer between terbium (III) and cobalt (II) in thermolysin: a new class of metal-metal distance probes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 72 (12), 4764-4768 (1975).
  60. Chakraborty, J., Das, N., Halder, U. C. Unfolding diminishes fluorescence resonance energy transfer (FRET) of lysine modified β-lactoglobulin: Relevance towards anti-HIV binding. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 102 (1), 1-10 (2011).
  61. Sirangelo, I., Malmo, C., Casillo, M., Irace, G. Resolution of Tryptophan-ANS Fluorescence Energy Transfer in Apomyoglobin by Site-directed Mutagenesis. Photochemistry and Photobiology. 76 (4), 381-384 (2007).
  62. Ribeiro, A. J. M., Tyzack, J. D., Borkakoti, N., Holliday, G. L., Thornton, J. M. A global analysis of function and conservation of catalytic residues in enzymes. Journal of Biological Chemistry. 295 (2), 314-324 (2020).
  63. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Exposure of tryptophanyl residues in proteins. Quantitative determination by fluorescence quenching studies. Biochemistry. 15 (3), 672-680 (1976).
  64. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Fluorescence quenching of indole and model micelle systems. The Journal of Physical Chemistry. 80 (5), 486-493 (1976).
  65. Kinsley, N., Sayed, Y., Mosebi, S., Armstrong, R. N., Dirr, H. W. Characterization of the binding of 8-anilinonaphthalene sulfonate to rat class Mu GST M1-1. Biophysical Chemistry. 137 (2-3), 100-104 (2008).
  66. Mohsenifar, A., et al. A study of the oxidation-induced conformational and functional changes in neuroserpin. Iranian Biomedical Journal. 11 (1), 41-46 (2007).
  67. Gonzalez, W. G., Miksovska, J. Application of ANS fluorescent probes to identify hydrophobic sites on the surface of DREAM. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1844 (9), 1472-1480 (2014).
  68. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Fluorescence quenching studies with proteins. Analytical Biochemistry. 114 (2), 199-227 (1981).
  69. Poulos, T. L., Price, P. A. The identification of a tryptophan residue essential to the catalytic activity of bovine pancreatic deoxyribonuclease. The Journal of biological chemistry. 246 (12), 4041-4045 (1971).
  70. Hu, J. -. J., He, P. -. Y., Li, Y. -. M. Chemical modifications of tryptophan residues in peptides and proteins. Journal of Peptide Science An Official Publication of the European Peptide Society. 27 (1), 3286 (2021).

Tags

TryptophanANSFRETCa2+-ATPaseN-domainChemical ModificationMolecular ModelingMolecular DockingMolecular DynamicsProtein PurificationSDS-PAGE

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Sampedro, J. G., Cataño, Y. Chemical Modification of the Tryptophan Residue in a Recombinant Ca2+-ATPase N-domain for Studying Tryptophan-ANS FRET. J. Vis. Exp. (176), e62770, doi:10.3791/62770 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image