Summary

Profilage des composés volatils dans les fruits de cassis à l’aide de la microextraction en phase solide de l’espace de tête couplée à la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse

Published: June 09, 2021
doi:

Summary

Une plate-forme de microextraction-chromatographie en phase solide et de chromatographie en phase gazeuse est décrite ici pour une identification et une quantification rapides, fiables et semi-automatisées des volatiles dans les fruits mûrs du cassis. Cette technique peut être utilisée pour augmenter les connaissances sur l’arôme des fruits et pour sélectionner des cultivars à saveur améliorée à des fins de sélection.

Abstract

On s’intéresse de plus en plus à la mesure des composés organiques volatils (COV) émis par les fruits mûrs dans le but de sélectionner des variétés ou des cultivars aux caractéristiques organoleptiques améliorées et, par conséquent, d’accroître l’acceptation des consommateurs. Des plateformes métabolomiques à haut débit ont récemment été développées pour quantifier un large éventail de métabolites dans différents tissus végétaux, y compris des composés clés responsables du goût des fruits et de la qualité des arômes (volatilomique). Une méthode utilisant la microextraction en phase solide de l’espace de tête (HS-SPME) couplée à la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS) est décrite ici pour l’identification et la quantification des COV émis par les fruits mûrs de cassis, une baie très appréciée pour sa saveur et ses bienfaits pour la santé.

Les fruits mûrs des plantes de cassis (Ribes nigrum) ont été récoltés et directement congelés dans de l’azote liquide. Après homogénéisation tissulaire pour produire une poudre fine, les échantillons ont été décongelés et immédiatement mélangés avec une solution de chlorure de sodium. Après centrifugation, le surnageant a été transféré dans un flacon en verre contenant du chlorure de sodium. Les COV ont ensuite été extraits à l’aide d’une fibre de microextraction en phase solide (SPME) et d’un chromatographe en phase gazeuse couplé à un spectromètre de masse à piège à ions. La quantification volatile a été effectuée sur les chromatogrammes ioniques résultants en intégrant la zone de crête, en utilisant un ion m/z spécifique pour chaque COV. L’annotation correcte des COV a été confirmée en comparant les temps de rétention et les spectres de masse des étalons commerciaux purs exécutés dans les mêmes conditions que les échantillons. Plus de 60 COV ont été identifiés dans des fruits mûrs de cassis cultivés dans des endroits européens contrastés. Parmi les COV identifiés, des composés aromatiques clés, tels que les terpénoïdes et les volatiles C6, peuvent être utilisés comme biomarqueurs de la qualité des fruits de cassis. En outre, les avantages et les inconvénients de la méthode sont discutés, y compris les améliorations prospectives. En outre, l’utilisation de contrôles pour la correction des lots et la minimisation de l’intensité de la dérive a été soulignée.

Introduction

La saveur est un trait de qualité essentiel pour tout fruit, ayant un impact sur l’acceptation des consommateurs et affectant ainsi considérablement la commercialisation. La perception de la saveur implique une combinaison des systèmes gustatif et olfactif et dépend chimiquement de la présence et de la concentration d’un large éventail de composés qui s’accumulent dans les parties comestibles de la plante ou, dans le cas des COV, sont émis par le fruit mûr1,2. Alors que la sélection traditionnelle s’est concentrée sur des caractéristiques agronomiques telles que le rendement et la résistance aux ravageurs, l’amélioration des caractéristiques de qualité des fruits, y compris la saveur, a longtemps été négligée en raison de la complexité génétique et de la difficulté de phénotyper correctement ces caractéristiques, ce qui a entraîné le mécontentement des consommateurs3,4. Les progrès récents des plateformes métabolomiques ont permis d’identifier et de quantifier les composés clés responsables du goût et de l’arôme des fruits5,6,7,8. De plus, la combinaison du profilage des métabolites avec des outils génomiques ou transcriptomiques permet d’élucider la génétique sous-jacente à la saveur des fruits, ce qui aidera les programmes de sélection à développer de nouvelles variétés aux caractéristiques organoleptiques améliorées2,4,9,10,11,12,13,14.

Les baies de cassis (Ribes nigrum) sont très appréciées pour leur saveur et leurs propriétés nutritionnelles, étant largement cultivées dans les zones tempérées d’Europe, d’Asie et de Nouvelle-Zélande15. La majeure partie de la production est transformée pour les produits alimentaires et les boissons, qui sont très populaires dans les pays nordiques, principalement en raison des propriétés organoleptiques des baies. La couleur et la saveur intenses du fruit sont le résultat d’une combinaison d’anthocyanes, de sucres, d’acides et de COV présents dans les fruits mûrs16,17,18. L’analyse des volatiles du cassis remonte aux années 196019,20,21. Plus récemment, plusieurs études se sont concentrées sur les COV de cassis, identifiant des composés importants pour la perception de l’arôme des fruits et évaluant l’impact du génotype, de l’environnement ou des conditions de stockage et de traitement sur la teneur en COV5,17,18,22,23.

En raison de ses nombreux avantages, la technique de choix pour le profilage volatil à haut débit est HS-SPME/GC-MS24,25. Une fibre de silice, recouverte d’une phase polymère, est montée sur un dispositif de seringue, permettant l’adsorption des volatiles dans la fibre jusqu’à ce qu’une phase d’équilibre soit atteinte. L’extraction de l’espace de tête protège la fibre des composés non volatils présents dans la matrice24. SpME peut isoler avec succès un grand nombre de COV présents à des concentrations très variables (parties par milliard à parties par million)25. De plus, il s’agit d’une technique sans solvant qui nécessite un traitement limité des échantillons. Les autres avantages de HS-SPME sont la facilité d’automatisation et son coût relativement faible.

Cependant, son succès peut être limité, en fonction de la nature chimique des COV, du protocole d’extraction (y compris le temps, la température et la concentration en sel), de la stabilité de l’échantillon et de la disponibilité de tissus fruitiers suffisants26,27. Cet article présente un protocole pour les COV de cassis isolés par HS-SPME et analysés par chromatographie en phase gazeuse couplés à un spectromètre de masse à piège à ions. Un équilibre entre la quantité de matière végétale, la stabilité de l’échantillon et la durée d’extraction et de chromatographie a été atteint pour pouvoir traiter un grand nombre d’échantillons de cassis, dont certains présentés dans cette étude. En particulier, les profils de COV et/ou les chromatogrammes de cinq cultivars (« Andega », « Ben Tron », « Ben Gairn », « Ben Tirran » et « Tihope ») seront présentés et discutés à titre d’exemples de données. En outre, le même protocole a été mis en pratique avec succès pour la mesure des COV chez d’autres espèces de baies de fruits telles que la fraise (Fragaria x ananassa), la framboise (Rubusidaeus) et la myrtille (Vaccinium spp.).

Protocol

1. Récolte des fruits Cultiver entre 4 et 6 plantes par génotype et/ou traitement pour assurer une matière fruitière et une variabilité suffisantes. Si possible, récolter les échantillons à la même date; s’il n’y a pas assez de matières fruitières, regrouper les échantillons récoltés à des dates différentes.REMARQUE: Il est recommandé que l’heure de la récolte (matin, midi, après-midi) reste à peu près identique car les profils de COV sont affectés par le rythme diurne …

Representative Results

Le profilage des COV à haut débit dans un grand nombre de cultures fruitières cultivées dans des conditions ou des emplacements différents ou appartenant à des génotypes distincts est nécessaire pour un phénotypage précis des arômes. Ici, une plate-forme HS-SPME/GC-MS rapide et semi-automatisée pour la quantification relative des COV dans les cultivars de cassis est présentée. La détection et l’identification des COV étaient fondées sur une bibliothèque qui a été élaborée pour établir le profil d…

Discussion

La sélection pour l’arôme des fruits a longtemps été entravée par la génétique et la biochimie complexes qui sous-tendent la synthèse de composés volatils et le manque de technologies pour un phénotypage approprié. Cependant, les progrès récents des plateformes métabolomiques, combinés à des outils génomiques, permettent enfin d’identifier les métabolites responsables des préférences des consommateurs et de produire des cultures avec une saveur améliorée3. Bien que la plu…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient les Servicios Centrales de Apoyo a la Investigación de l’Université de Malaga pour les mesures HS-SPME/GC-MS. Nous remercions Sara Fernández-Palacios Campos pour son aide dans la quantification des volatiles. Nous remercions également les membres du consortium GoodBerry d’avoir fourni le matériel fruitier.

Materials

10 mL screw top headspace vials Thermo Scientific 10-HSV
18 mm screw cap Silicone/PTFE Thermo Scientific 18-MSC
5 mL Tube with HDPE screw cap VWR 216-0153
Centrifuge Thermo Scientific 75002415
Methanol for HPLC Merck 34860-1L-R
N-pentadecane (D32, 98%) Cambridge Isotope Laboratories DLM-1283-1
Sodium chloride Merck S9888
SPME fiber PDMS/DVB Merck 57345-U
Stainless grinding jars for TissueLyser Qiagen 69985
TissueLyser II Qiagen 85300 Can be subsituted by mortar and pestle or cryogenic mill
Trace GC gas chromatograph-ITQ900 ion trap mass spectrometer Thermo Scientific
Triplus RSH autosampler with automated SPME device Thermo Scientific 1R77010-0450
Water for HPLC Merck 270733-1L
Xcalibur 4.2 SP1 Thermo Scientific software

References

  1. Klee, H. J. Improving the flavor of fresh fruits: Genomics, biochemistry, and biotechnology. New Phytologist. 187 (1), 44-56 (2010).
  2. Ferrão, L. F. V., et al. Genome-wide association of volatiles reveals candidate loci for blueberry flavor. New Phytologist. 226 (6), 1725-1737 (2020).
  3. Klee, H. J., Tieman, D. M. The genetics of fruit flavour preferences. Nature Reviews Genetics. 19, 347-356 (2018).
  4. Vallarino, J. G., et al. Identification of quantitative trait loci and candidate genes for primary metabolite content in strawberry fruit. Horticulture Research. 6, 4 (2019).
  5. Jung, K., Fastowski, O., Poplacean, I., Engel, K. H. Analysis and sensory evaluation of volatile constituents of fresh blackcurrant (Ribes nigrum L.) fruits. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 65 (43), 9475-9487 (2017).
  6. Vallarino, J. G., et al. Genetic diversity of strawberry germplasm using metabolomic biomarkers. Scientific Reports. 8, 14386 (2018).
  7. Zhang, W., et al. Insights into the major aroma-active compounds in clear red raspberry juice (Rubus idaeus L. cv. Heritage) by molecular sensory science approaches. Food Chemistry. 336, 127721 (2021).
  8. Farneti, B., et al. Exploring blueberry aroma complexity by chromatographic and direct-injection spectrometric techniques. Frontiers in Plant Science. 8, 617 (2017).
  9. Tikunov, Y., et al. The genetic and functional analysis of flavor in commercial tomato: the FLORAL4 gene underlies a QTL for floral aroma volatiles in tomato fruit. The Plant Journal. 103 (3), 1189-1204 (2020).
  10. Tieman, D., et al. A chemical genetic roadmap to improved tomato flavor. Science. 355 (6323), 391-394 (2017).
  11. Sánchez-Sevilla, J. F., Cruz-Rus, E., Valpuesta, V., Botella, M. A., Amaya, I. Deciphering gamma-decalactone biosynthesis in strawberry fruit using a combination of genetic mapping, RNA-Seq and eQTL analyses. BMC Genomics. 15, 218 (2014).
  12. Kumar, S., et al. Genome-wide scans reveal genetic architecture of apple flavour volatiles. Molecular Breeding. 35, 118 (2015).
  13. Bauchet, G., et al. Identification of major loci and genomic regions controlling acid and volatile content in tomato fruit: implications for flavor improvement. New Phytologist. 215 (2), 624-641 (2017).
  14. Sánchez, G., et al. An integrative ‘ omics’ approach identifies new candidate genes to impact aroma volatiles in peach fruit. BMC Genomics. 14, 343 (2013).
  15. Hummer, K. E., Dale, A. Horticulture of Ribes. Forest Pathology. 40 (3-4), 251-263 (2010).
  16. Vagiri, M., et al. Phenols and ascorbic acid in black currants (Ribes nigrum L.): Variation due to genotype, location, and year. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 61 (39), 9298-9306 (2013).
  17. Marsol-Vall, A., Kortesniemi, M., Karhu, S. T., Kallio, H., Yang, B. Profiles of volatile compounds in blackcurrant (Ribes nigrum) cultivars with a special focus on the influence of growth latitude and weather conditions. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 66 (28), 7485-7495 (2018).
  18. Varming, C., Petersen, M. A., Poll, L. Comparison of isolation methods for the determination of important aroma compounds in black currant (Ribes nigrum L.) juice, using nasal impact frequency profiling. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 52 (6), 1647-1652 (2004).
  19. Andersson, J., von Sydow, E. The aroma of black currants I. Higher boiling compounds. Acta Chemica Scandinavica. 18, 1105-1114 (1964).
  20. Andersson, J., von Sydow, E. The aroma of black currants. III. Chemical characterization of different varieties and stages of ripeness by gas chromatography. Acta Chemica Scandinavica. 20, 529-535 (1966).
  21. Andersson, J., von Sydow, E. The aroma of black currants II. Lower boiling compounds. Acta Chemica Scandinavica. 20, 522-528 (1966).
  22. Marsol-Vall, A., Laaksonen, O., Yang, B. Effects of processing and storage conditions on volatile composition and odor characteristics of blackcurrant (Ribes nigrum) juices. Food Chemistry. 293, 151-160 (2019).
  23. Del Castillo, M. L. R., Dobson, G. Varietal differences in terpene composition of blackcurrant (Ribes nigrum L) berries by solid phase microextraction/gas chromatography. Journal of the Science of Food and Agriculture. 82 (13), 1510-1515 (2002).
  24. Azzi-Achkouty, S., Estephan, N., Ouaini, N., Rutledge, D. N. Headspace solid-phase microextraction for wine volatile analysis. Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 57 (10), 2009-2020 (2017).
  25. Vallarino, J. G., Antonio, C., et al. Acquisition of volatiles compounds by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). Plant Metabolomics: Methods and Protocols. 1778, 225-239 (2018).
  26. Moreira, N., Lopes, P., Cabral, M., Guedes de Pinho, P. HS-SPME/GC-MS methodologies for the analysis of volatile compounds in cork material. European Food Research and Technology. 242, 457-466 (2016).
  27. Rambla, J. L., López-Gresa, M. P., Bellés, J. M., Granell, A., Alonso, J. M., Stepanova, A. N. Metabolomic profiling of plant tissues. Plant Functional Genomics and Protocols, Methods in Molecular Biology. 1284, 221-235 (2015).
  28. Abbas, F., et al. Volatile terpenoids: multiple functions, biosynthesis, modulation and manipulation by genetic engineering. Planta. 246 (5), 803-816 (2017).
  29. Kolosova, N., Gorenstein, N., Kish, C. M., Dudareva, N. Regulation of circadian methyl benzoate emission in diurnally and nocturnally emitting plants. Plant Cell. 13 (10), 2333-2347 (2001).
  30. Dudareva, N., Pichersky, E., Gershenzon, J. Biochemistry of plant volatiles. Plant Physiology. 135 (4), 1893-1902 (2004).
  31. Borges, R. M., Ranganathan, Y., Krishnan, A., Ghara, M., Pramanik, G. When should fig fruit produce volatiles? Pattern in a ripening process. Acta Oecologica. 37 (6), 611-618 (2011).
  32. Jarret, D. A., et al. A transcript and metabolite atlas of blackcurrant fruit development highlights hormonal regulation and reveals the role of key transcription factors. Frontiers in Plant Science. 9, 1-22 (2018).
  33. Li, B., Lecourt, J., Bishop, G. Advances in non-destructive early assessment of fruit ripeness towards defining optimal time of harvest and yield prediction-a review. Plants. 7 (1), 3 (2018).
  34. Ul-Hassan, M. N., Zainal, Z., Ismail, I. Green leaf volatiles: Biosynthesis, biological functions and their applications in biotechnology. Plant Biotechnology Journal. 13 (6), 727-739 (2015).
  35. Gaston, A., Osorio, S., Denoyes, B., Rothan, C. Applying the Solanaceae strategies to strawberry crop improvement. Trends in Plant Science. 25 (2), 130-140 (2020).
  36. Gilbert, J. L., et al. Identifying breeding priorities for blueberry flavor using biochemical, sensory, and genotype by environment analyses. PLoS ONE. 10 (9), 0138494 (2015).
  37. Bueno, M., Resconi, V. C., Campo, M. M., Ferreira, V., Escudero, A. Development of a robust HS-SPME-GC-MS method for the analysis of solid food samples. Analysis of volatile compounds in fresh raw beef of differing lipid oxidation degrees. Food Chemistry. 281, 49-56 (2019).
  38. Burzynski-Chang, E. A., et al. HS-SPME-GC-MS analyses of volatiles in plant populations-quantitating compound × individual matrix effects. Molecules. 23 (10), 2436 (2018).

Play Video

Cite This Article
Pott, D. M., Vallarino, J. G., Osorio, S. Profiling Volatile Compounds in Blackcurrant Fruit using Headspace Solid-Phase Microextraction Coupled to Gas Chromatography-Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (172), e62421, doi:10.3791/62421 (2021).

View Video