Summary

Entrega intra-arterial de células-tronco neurais ao cérebro de ratos e ratos: aplicação à isquemia cerebral

Published: June 26, 2020
doi:

Summary

Um método para fornecer células-tronco neurais, adaptáveis para soluções ou suspensões injetáveis, através da artéria carótida comum (mouse) ou artéria carótida externa (rato) após o derrame isquêmico ser relatado. As células injetadas são distribuídas amplamente por todo o parenchyma cerebral e podem ser detectadas até 30 d após o parto.

Abstract

A terapia com células-tronco neurais (NSC) é um tratamento inovador emergente para derrame, lesão cerebral traumática e distúrbios neurodegenerativos. Em comparação com a entrega intracraniana, a administração intra-arterial de NSCs é menos invasiva e produz uma distribuição mais difusa de NSCs dentro do parênquim cerebral. Além disso, a entrega intra-arterial permite o efeito de primeira passagem na circulação cerebral, diminuindo o potencial de captura de células em órgãos periféricos, como fígado e baço, uma complicação associada a injeções periféricas. Aqui, detalhamos a metodologia, tanto em camundongos quanto em ratos, para a entrega de NSCs através da artéria carótida comum (rato) ou artéria carótida externa (rato) para o hemisfério ipsilateral após um derrame isquêmico. Usando NSCs rotulados por GFP, ilustramos a distribuição generalizada alcançada em todo o hemisfério ipsilateral de roedores em 1 d, 1 semana e 4 semanas após a entrega pós-isquêmica, com maior densidade dentro ou perto do local de lesão isquêmica. Além da sobrevivência a longo prazo, mostramos evidências de diferenciação de células rotuladas por GFP em 4 semanas. A abordagem de entrega intra-arterial descrita aqui para NSCs também pode ser usada para administração de compostos terapêuticos, e, portanto, tem ampla aplicabilidade a variados modelos de lesões e doenças de CNS em várias espécies.

Introduction

A terapia com células-tronco (SC) tem um enorme potencial como tratamento para doenças neurológicas, incluindo acidente vascular cerebral, traumatismo craniano e demência1,,2,3,4,,5,6. No entanto, um método eficiente para fornecer SCs exógenos ao cérebro doente permanece problemático2,6,7,8,9,10,11,12,13. As SCs entregues através de rotas de entrega periféricas, incluindo injeção intravenosa (IV) ou intraperitoneal (IP), estão sujeitas à filtragem de primeira passagem na microcirculação, especialmente no pulmão, fígado, baço e músculo8,,9,,13,,14, aumentando as chances de acúmulo de células em áreas não-alvo. O método de injeção intracerebral invasivo resulta em danos localizados no tecido cerebral e uma distribuição muito restrita de SCs perto do local da injeção2,6,,8,,14,15,,16. Recentemente estabelecemos um método de injeção intra-arterial à base de cateter para fornecer SCs neurais exógenos (NSCs), que é descrito aqui aplicado em um modelo de roedor de derrame isquêmico focal. Induzimos lesão transitória (1 h) isquemia-reperfusão em um hemisfério usando um filamento revestido de borracha de silicone para ocluir a artéria cerebral média esquerda (MCA) no camundongo ou rato17,,18,,19. Neste modelo, observamos de forma reprodutiva aproximadamente 75-85% a depressão do fluxo sanguíneo cerebral (CBF) no hemisfério ipsilateral com Laser Doppler ou Laser speckle imaging17,19, gerando déficits neurológicos consistentes17,,18,,19.

Para fins de economia de tempo, o vídeo é definido para jogar em duas vezes a velocidade normal e procedimentos cirúrgicos de rotina, como preparação da pele e fechamento de feridas com sutura e o uso e configuração da bomba de seringa motorizada não são apresentados. O método de entrega intra-arterial de NSCs é demonstrado no contexto do modelo de oclusão da artéria cerebral média (MCAO) de derrame experimental em roedores. Por isso, incluímos o procedimento de derrame isquêmico transitório, a fim de demonstrar posteriormente como a segunda cirurgia, a injeção intra-arterial, é realizada utilizando o local cirúrgico anterior no mesmo animal. A viabilidade da entrega intra-arterial de NSC em modelos de curso de roedores é demonstrada pela avaliação da distribuição e sobrevivência de NSCs exógenos. A eficácia da terapia NSC para atenuar a patologia cerebral e disfunção neurológica será relatada separadamente.

Protocol

Todos os procedimentos sobre os animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade de Kentucky, e foram tomados cuidados adequados para minimizar o estresse ou a dor associados à cirurgia. 1. Preparação de cateter de injeção e ganchos cirúrgicos Construa o cateter de injeção(Figura 1). Reúna os materiais necessários, incluindo: MRE010, MRE025 e tubos MRE050, agulhas de injeção de 20 G, 26 G…

Representative Results

Os NSCs rotulados por GFP foram prontamente detectados no cérebro isquêmico, principalmente no hemisfério ipsilateral, especialmente na penumbra e ao longo da borda da lesão(Figura 6). O examinador ficou cego durante a imagem e análise. Por exemplo, a 1 d após a injeção, os NSCs foram detectados dentro do hipocampo do rato. Um subconjunto de NSCs mostrou co-expressão do marcador de neurônio imaturo DCX no giro dentado mesmo neste momento inicial<strong c…

Discussion

A terapia com células-tronco para doenças neurológicas ainda está em estágio exploratório precoce. Uma questão importante é que não há um método estabelecido para a entrega suficiente de SCs ou NSCs no cérebro.

Embora SCs/NSCs exógenos possam ser detectados no cérebro após injeção intravenosa (IV), intraperitoneal (IP) ou intraparenquimal/intracerebral, cada abordagem de entrega tem desvantagens. Estima-se que a população detectável dentro do cérebro seja muito baixa com i…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Esta pesquisa foi apoiada pelo seguinte: Prêmio AHA 14SDG20480186 para LC, equipe de inovação de assuntos da Shanxi University of Chinese Medicine 2019-QN07 para BZ, e Kentucky Spinal Cord and Head Injury Research Trust bolsa 14-12A para KES e LC.

Materials

20 G needle Becton & Dickinson BD PrecisionGlide 305175 preparation of injection catheter
26 G needle Becton & Dickinson BD PrecisionGlide 305111 preparation of injection catheter
27 G needle Becton & Dickinson BD PrecisionGlide 305136 preparation of injection catheter
4-0 NFS-2 suture with needle Henry Schein Animal Health 56905 surgery
6-0 nylon suture Teleflex/Braintree Scientific 104-s surgery
Accutase STEMCELL Technologies 7922 cell detachment solution
blade Bard-Parker 10 surgery
Buprenorphine-SR Lab ZooPharm Buprenorphine-SR Lab® analgesia (0.6-1 mg/kg over 3 d)
Calcium/magnisum free PBS VWR 02-0119-0500 NSC dissociation
DCX antibody Millipore AB2253 immunostaining
GFAP antibody Invitrogen 180063 immunostaining
Isoflurane Henry Schein Animal Health 50562-1 surgery
MCAO filament for mouse Doccol 702223PK5Re surgery
MCAO filament for rat Doccol 503334PK5Re surgery
MRE010 catheter Braintree Scientific MRE010 preparation of injection catheter
MRE025 catheter Braintree Scientific MRE025 preparation of injection catheter
MRE050 catheter Braintree Scientific MRE050 preparation of injection catheter
Nu-Tears Ointment NuLife Pharmaceuticals Nu-Tears Ointment eye care during surgery
S&T Forceps – SuperGrip Tips JF-5TC Angled Fine Science Tools 00649-11 surgery
S&T Forceps – SuperGrip Tips JF-5TC Straight Fine Science Tools 00632-11 surgery
Superglue Pacer Technology 15187 preparation of injection catheter
syringe pump Kent Scientific GenieTouch surgery
Tuj1 antibody Millipore MAb1637 immunostaining
two-component 5 minute epoxy Devcon 20445 preparation of injection catheter
Vannas spring scissors Fine Science Tools 15000-08 surgery
vascular clamps Fine Science Tools 00400-03 surgery
Zeiss microscope Zeiss Axio Imager 2 microscopy

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Zhang, B., Joseph, B., Saatman, K. E., Chen, L. Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia. J. Vis. Exp. (160), e61119, doi:10.3791/61119 (2020).

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