Summary

アチミックマウスにおけるヒト胸膜中皮腫の正形細胞モデルのPET/CTによる移植とモニタリング

Published: December 21, 2019
doi:

Summary

本稿では、免疫不全歯立マウスの胸膜腔にH2052/484中皮腫細胞を移植することにより、ヒト胸膜中皮腫の直交マウスモデルの生成について説明する。胸腔内腫瘍の発症の縦方向モニタリングを非侵襲的マルチモーダル[18F]-2-フルオロ-2-デオキシ-D-グルコース陽電子放射断層撮影およびコンピュータ断層撮影法によって評価した。

Abstract

悪性胸膜中皮腫(MPM)は、肺、心臓、胸腔を覆う中皮に生じる稀で攻撃的な腫瘍である。MPMの開発は主にアスベストに関連しています。治療は、中央値の生存平均が診断時から9〜18ヶ月であるので、わずかな生存期間のみを提供する。したがって、より効果的な治療法を特定する必要があります。新しい治療標的を記述するほとんどのデータは、インビトロ実験から得られ、生体内前臨床モデルで信頼性の高い検証を行う必要があります。本稿では、ヒトMPM細胞株H2052/484を免疫不全アチミックマウスの胸膜腔に注入した後に得られた、そのような信頼性の高いMPMオルソトピックモデルの1つについて説明する。オルソトピック部位での移植は、自然な生体内環境での腫瘍の進行を研究することを可能にする。陽電子放射断層撮影/コンピュータ断層撮影(PET/CT)臨床[18F]-2-フルオロ-2-デオキシ-D-グルコース([18F]FDG)ラジオトレーサを用いた分子イメージングは、MPMを有する患者を検査するための診断方法である。従って、[18F]FDG-PET/CTは、H2052/484オルソトピックモデルの疾患進行を縦方向にモニタリングするために使用された。この技術は、腫瘍の発達を非侵襲的に監視することができ、必要な動物の数を有意に減少させることができるので、高い3R電位(Rは動物の数を誘発し、痛みや不快感を軽減するRefine、および代替を伴うReplace動物実験)を有する。

このモデルは高い発達率を示し、急速な腫瘍の成長は費用効率がよく、急速な臨床翻訳を可能にする。このオルソトピック異種移植片MPMモデルを使用することにより、研究者は治療介入に続く信頼性の高いMPMモデルの生物学的応答を評価することができる。

Introduction

悪性胸膜中皮腫(MPM)は、アスベスト繊維1、2、3への曝露に最も頻繁に関連する癌である。ほとんどの西洋諸国4、5、6でアスベストが禁止されているが、MPMの発生率は依然として7、8増加している。近年、カーボンナノチューブへのマウスの暴露は、ヒト9、10において重大な健康リスクをもたらす可能性があることを示唆している。このデータは、これらの製品への曝露が、悪性中皮腫への進行の基礎である慢性炎症および分子変化(例えば、腫瘍抑制経路の喪失)を誘発する可能性があることを示唆している。現在、マルチウォールカーボンナノチューブはナノテクノロジーの最も重要な製品の一つであり、複合材料、エネルギー貯蔵材料、医薬品、エレクトロニクス、環境修復材料など様々な製品にますます取り入れされています。

MPMは予後不良の癌であり、ほとんどの患者は現在の治療モダリティ11の有効性が限られているため診断後2年以内に死亡する。MPMの治療の選択は癌の段階に依存する。ほとんどの初期段階のMPM(ステージ1およびおそらくいくつかのステージ2または3の腫瘍)において、臨床アプローチは、放射線療法および化学療法12に関連する腫瘍の外科的切除を含むマルチモーダル療法である。シスプラチンおよびペメトレキセドとの併用化学療法は、進行した局所侵襲性疾患と診断されたほとんどの患者の治療のために示される、それは外科的切除に適さない、または治療手術の候補ではない13、14である。したがって、MPM患者に対してより効果的な治療法を開発することが急務である。しかし、MPMの臨床関連性を反映する生体内動物モデルで検証されたものはほとんどありません。いくつかのマウスMPMモデルが開発されているが、それらのほとんどは、MPM腫瘍微小環境15、16、17、18の複雑な側面を忠実に再現していない。マウスにおけるアスベスト誘発MPMの使用、遺伝子操作されたMPMマウスモデル、またはマウスMPM細胞株の同系移植モデルは、基本的な表現型および機能的な違いによって制限され、その結果、新しい発見をクリニックに翻訳することが不十分である。他の前臨床マウスMPMモデルは、主に免疫不全マウスにおけるヒト細胞株の皮下または腹膜異種移植片に依存する。これらのモデルは、基本的なデータを監視し、提供することが容易であるが、これらの異種移植片の微小環境は、これらの前臨床試験の大部分の翻訳力を損なうヒト腫瘍に匹敵するものではない17、19。逆に、オルソトピック異種移植片は、元の腫瘍部位16に見られるものと同様の微小環境に囲まれている患者腫瘍行動および治療への応答をよりよく反映する。

[18F]FDG-PET/CTによる分子イメージングは、MPM20、21を有する患者における疾患の進行を縦方向に監視する選択方法である。したがって、この非侵襲的イメージング法に頼る上で、臨床試験16、22への前臨床試験の翻訳を大いに促進する。さらに、各動物は時間の経過に応じて独自の制御を表すので、必要な動物の数を減らすのに役立ちます。

本稿では、ヒトMPM細胞株H2052/484をアチミックマウスの胸膜腔に注入した後に得られた信頼性の高いオルソトピック異種移植片MPMモデルを提示する。[18F]FDG-PET/CTイメージングと組み合わせることで、このモデルは、ヒトMPMの新しい診断戦略および治療の機能的および機械的効果を研究するための貴重で再現可能な方法である。

Protocol

以下に記載されているすべての手順は、制度的な動物のケアと使用委員会とスイスのジュネーブの獣医国家事務所によって承認されました(認可GE/106/16)。MPM細胞株H2052/484が確立され、コリンDJおよびら23の記事に詳述されているように当研究室で特徴づけられた。簡単に説明すると、H2052/484細胞株は、NCI-H2052(ATCC)細胞を免疫不全ヌードマウスに静脈内注射した後に得られた胸?…

Representative Results

H2052/484 オルソトピックモデル培養癌細胞の胸腔内注射によるオルソトピックMPMモデル、特にH2052/484細胞は比較的セットアップが容易である。上記の異なるステップは、適度な細胞培養知識を必要とし、手術ステップは適度に訓練された動物実験者にアクセス可能です。ヌードマウスおよび細胞は、移植の結果を最大化するために無菌条件下で操作されるべきである。短い麻酔…

Discussion

本論文では、アチミックマウスの胸膜腔に注入されたMPM H2052/484細胞のオリジナルオルソトピックモデルと、小型動物PET/CTイメージングによるモニタリング方法について述べている。このモデルは適度な動物の扱いおよび外科の技術と実施することができ、非常によい発達率を表示する。これは、未治療のマウスで約10週間の大きな実験ウィンドウと注射後2週間で腫瘍の非侵襲的な縦方向検出…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、リーグ・ジュネーブ・コントル・ル・ガン(V.S.-B.へ)とジュネーブ・ローザンヌ大学病院バイオメディカルイメージングセンター(CIBM)(D.J.C.、O.B.、S.G.へ)によって資金提供されました。

Materials

3-mice bed Minerve bed for mice imaging
Athymic Nude-Foxn1n nu/nu Envigo, Huntingdon, UK 6907F immunodeficient mouse
Betadine Mundipharma Medical Company, CH 111131 polyvidone iodine solution
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline (DPBS) ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA 14190094 Buffer for cell culture
Fetal bovine serum (FBS) PAA Laboratories, Pasching, Austria A15-101 cell culture medium supplement
Insulin syringes BD Biosciences, San Jose, CA, USA 324826 syringe for cell injection
Penicillin/Streptomycin ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA 15140122 antibiotics for cell culture medium
RPMI 1640 ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA 61870010 basal cell culture medium
Temgesic (Buprenorphin 0.3 mg/mL) Alloga SA, CH 700320 opioid analgesic product
Triumph PET/SPECT/CT Trifoil, Chatsworth, CA, USA imaging equipment
Trypsin ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA 25050014 enzymatic cell dissociation buffer
Virkon S 2% Milian, Vernier, CH 972472 disinfectant
Vivoquant Invicro, Boston, MA, USA

References

  1. Grishman, E., Cohen, S., Salomon, M. I., Churg, J. Renal lesions in acute rheumatic fever. The American Journal of Pathology. 51 (6), 1045-1061 (1967).
  2. Mossman, B. T., Gee, J. B. Asbestos-related diseases. The New England Journal of Medicine. 320 (26), 1721-1730 (1989).
  3. Pass, H. I., et al. Asbestos exposure, pleural mesothelioma, and serum osteopontin levels. The New England Journal of Medicine. 353 (15), 1564-1573 (2005).
  4. Allen, L. P., Baez, J., Stern, M. E. C., Takahashi, K., George, F. Trends and the Economic Effect of Asbestos Bans and Decline in Asbestos Consumption and Production Worldwide. The Journal of Environmental Research and Public Health. 15 (3), (2018).
  5. LaDou, J., et al. The case for a global ban on asbestos. Environmental Health Perspectives. 118 (7), 897-901 (2010).
  6. Soeberg, M., Vallance, D. A., Keena, V., Takahashi, K., Leigh, J. Australia’s Ongoing Legacy of Asbestos: Significant Challenges Remain Even after the Complete Banning of Asbestos Almost Fifteen Years Ago. The Journal of Environmental Research and Public Health. 15 (2), (2018).
  7. Glynn, M. E., Keeton, K. A., Gaffney, S. H., Sahmel, J. Ambient Asbestos Fiber Concentrations and Long-Term Trends in Pleural Mesothelioma Incidence between Urban and Rural Areas in the United States (1973-2012). Risk Analysis. 38 (3), 454-471 (2018).
  8. Zhao, J., et al. Epidemiology and trend analysis on malignant mesothelioma in China. The Chinese Journal of Cancer Research. 29 (4), 361-368 (2017).
  9. Chernova, T., et al. Long-Fiber Carbon Nanotubes Replicate Asbestos-Induced Mesothelioma with Disruption of the Tumor Suppressor Gene Cdkn2a (Ink4a/Arf). Current Biology. 27 (21), 3302-3314 (2017).
  10. Fukushima, S., et al. Carcinogenicity of multi-walled carbon nanotubes: challenging issue on hazard assessment. The Journal of Occupational Health. 60 (1), 10-30 (2018).
  11. Robinson, B. W., Musk, A. W., Lake, R. A. Malignant mesothelioma. The Lancet. 366 (9483), 397-408 (2005).
  12. Ricciardi, S., et al. Surgery for malignant pleural mesothelioma: an international guidelines review. The Journal of Thoracic Diseases. 10, 285-292 (2018).
  13. Hiddinga, B. I., Rolfo, C., van Meerbeeck, J. P. Mesothelioma treatment: Are we on target? A review. The Journal of Advanced Research. 6 (3), 319-330 (2015).
  14. Kim, J., Bhagwandin, S., Labow, D. M. Malignant peritoneal mesothelioma: a review. Annals of Translational Medicine. 5 (11), 236 (2017).
  15. Ampollini, L., et al. Immuno-chemotherapy reduces recurrence of malignant pleural mesothelioma: an experimental setting. The European Journal of Cardiothoracic Surgery. 35 (3), 457-462 (2009).
  16. de Jong, M., Essers, J., van Weerden, W. M. Imaging preclinical tumour models: improving translational power. Nature Reviews Cancer. 14 (7), 481-493 (2014).
  17. Mak, I. W., Evaniew, N., Ghert, M. Lost in translation: animal models and clinical trials in cancer treatment. The American Journal of Translational Research. 6 (2), 114-118 (2014).
  18. Mazzocchi, A. R., Rajan, S. A. P., Votanopoulos, K. I., Hall, A. R., Skardal, A. In vitro patient-derived 3D mesothelioma tumor organoids facilitate patient-centric therapeutic screening. Scientific Reports. 8 (1), 2886 (2018).
  19. Gengenbacher, N., Singhal, M., Augustin, H. G. Preclinical mouse solid tumour models: status quo, challenges and perspectives. Nature Reviews Cancer. 17 (12), 751-765 (2017).
  20. Kanemura, S., et al. Metabolic response assessment with 18F-FDG-PET/CT is superior to modified RECIST for the evaluation of response to platinum-based doublet chemotherapy in malignant pleural mesothelioma. The European Journal of Radiology. 86, 92-98 (2017).
  21. Truong, M. T., Viswanathan, C., Godoy, M. B., Carter, B. W., Marom, E. M. Malignant pleural mesothelioma: role of CT, MRI, and PET/CT in staging evaluation and treatment considerations. Seminars in Roentgenology. 48 (4), 323-334 (2013).
  22. MacArthur Clark, J. The 3Rs in research: a contemporary approach to replacement, reduction and refinement. The British Journal of Nutrition. 120, 1-7 (2018).
  23. Colin, D. J., et al. Experimental Model of Human Malignant Mesothelioma in Athymic Mice. The International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), (2018).
  24. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. The Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  25. Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Molecular Therapy. 22 (1), 18-27 (2014).
  26. Belizário, J. E. Immunodeficient mouse models: An overview. The Open Immunology Journal. 2, 79-85 (2009).
  27. Jackaman, C., Yeoh, T. L., Acuil, M. L., Gardner, J. K., Nelson, D. J. Murine mesothelioma induces locally-proliferating IL-10(+)TNF-alpha(+)CD206(-)CX3CR1(+) M3 macrophages that can be selectively depleted by chemotherapy or immunotherapy. Oncoimmunology. 5 (6), 1173299 (2016).
  28. James, M. L., Gambhir, S. S. A molecular imaging primer: modalities, imaging agents, and applications. Physiological Reviews. 92 (2), 897-965 (2012).
  29. Kenny, L. M., Aboagye, E. O. Clinical translation of molecular imaging agents used in PET studies of cancer. Advances in Cancer Research. 124, 329-374 (2014).

Play Video

Cite This Article
Colin, D. J., Bejuy, O., Germain, S., Triponez, F., Serre-Beinier, V. Implantation and Monitoring by PET/CT of an Orthotopic Model of Human Pleural Mesothelioma in Athymic Mice. J. Vis. Exp. (154), e60272, doi:10.3791/60272 (2019).

View Video