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Developmental Biology

La détection immunohistochimique de la 5-méthylcytosine et 5-hydroxyméthylcytosine dans l’élaboration et de la rétine de souris ici

Published: August 29, 2018
doi:
10.3791/58274
, , ,
1BioTime, Inc

Summary

L’objectif de ce rapport est de décrire le protocole pour la détection immunohistochimique robuste de marqueurs épigénétiques, 5-méthylcytosine (5mC) et 5-hydroxyméthylcytosine (5hmC) dans le développement et postmitotiques rétine de souris.

Abstract

L’épigénétique du développement rétinienne est un domaine de recherche bien étudiée, ce qui promet d’offrir un nouveau niveau de compréhension des mécanismes d’une variété de maladies dégénératives rétiniennes et identifier de nouvelles approches de traitement. L’architecture nucléaire de rétine de souris est organisé en deux modèles différents : classique et inversée. Modèle classique est universel où l’hétérochromatine est localisée à la périphérie du noyau, tandis que l’euchromatine active se trouve à l’intérieur du nucléaire. En revanche, modèle nucléaire inversé est unique pour les noyaux des cellules photoréceptrices tige adulte où hétérochromatine se localise au centre nucléaire, et euchromatine réside dans la périphérie nucléaire. Méthylation de l’ADN est principalement observée dans chromocentres. Méthylation de l’ADN est une modification covalente dynamique sur les résidus de cytosine (5-méthylcytosine, 5mC) des dinucléotides enrichis dans les régions promotrices des gènes nombreux. Trois ADN méthyltransférases (DNMT1, DNMT3A et DNMT3B) participent à la méthylation de l’ADN au cours du développement. 5mC détection avec des techniques immunohistochimiques est très difficile, contribuant à la variabilité dans les résultats, comme toutes les bases de l’ADN y compris les bases de 5mC modifiés sont cachés dans l’hélice d’ADN double brin. Toutefois, le tracé détaillé des 5mC distribution au cours du développement est très instructif. Ici, nous décrivons une technique reproductible pour détection immunohistochimique robuste 5mC et un autre épigénétique ADN marqueur 5-hydroxyméthylcytosine (5hmC), qui permet avec la chromatine « ouverte », transcriptionnellement active dans l’élaboration et rétine de souris ici.

Introduction

Régulation épigénétique du développement et l’homéostasie mitotiques de rétine de souris sont un domaine passionnant de recherche, qui promet d’apporter une nouvelle compréhension des mécanismes biologiques contrôlant la détermination sort retinogenesis et cellule, spécifiques à un type de cellules fonction métabolique ainsi que des pathologies cellulaires, la mort cellulaire et régénération1,2,3,4,5,6,7,8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13. la chromatine subit des changements dynamiques dans le développement, ainsi qu’en réponse à des signaux variables externes que ce soit le stress, métabolique ou mort des stimuli6,14,15, de cellules 16 , 17 , 18. dans les noyaux de la souris, la chromatine est divisée en euchromatine actif et inactif hétérochromatine6,19,20. Dans le noyau interphasique, euchromatine réside dans la région interne du noyau alors que hétérochromatine tapisse la périphérie nucléaire et le nucléole. Ce modèle est appelé classique et est hautement conservé chez les eucaryotes. En revanche, les noyaux de tige chez les animaux nocturnes tels que les souris et le rat ont inversé modèle où le noyau est occupé par l’hétérochromatine au centre entouré d’euchromatine formant la coque ultrapériphériques6,18, 20. À la naissance, noyaux de la tige ont architecture nucléaire conventionnel. Inversion des noyaux de la tige se produit au cours du développement de remodelage de l’architecture nucléaire conventionnel. Au cours de ce processus, hétérochromatine périphérique se sépare de la périphérie nucléaire et chromocentres fusionnent pour former un chromocentre unique dans le centre du noyau6,18.

Méthylation de l’ADN génomique participe au contrôle de conformation de la chromatine local21. Méthylation de l’ADN se produit à la position 5′ des résidus cytosine des dinucléotides enrichis dans la région promotrice de nombreux gènes chez la souris génomes22,23,24,25,26 ainsi que dans intergéniques et régions intron, qui transportent des éléments régulateurs27. La méthylation des îles de CpG en proximal promoteurs21,24 et séquences CpG dans le gène exhausteurs27,28 est importante dans la régulation de l’état dynamique de la chromatine bivalente, contenant de nombreux facteurs de développement gènes/transcription jouant un rôle important dans le développement, le cancer et vieillissement29,30,31,32,33,34 . Trois ADN méthyltransférases (DNMTs) participent à la méthylation de l’ADN au cours du développement de souris35. Tous les trois DNMTs sont expriment au cours de la souris développement rétinienne36 et les changements spécifiques rétine Dnmt gènes impact rétinien développement2,7. Hydroxyméthylcytosine (5hmC) est le produit oxydant de la déméthylation de la 5-méthylcytosine (5mC). Les trois enzymes de Translocation (TET) de dix-onze participent 5mC déméthylation37,38,39. Modification de l’hydroxyméthyl-C est enrichie en promoteurs, organismes de gène et intergéniques séquences génomiques dans les gènes riche et régions transcrites activement27,40.

Il y a une variété d’approches décrites pour déterminer l’évolution méthylation de l’ADN dans les cellules41,42,43,44,45,46, permettant à certains d’entre eux quantifier les changements globaux de méthylation de l’ADN tandis que d’autres en se concentrant sur les changements précis dans les régions riches en CpG au sein des promoteurs et exhausteurs. Méthodes de détection et de quantification des 5hmC ont également étaient signalés47, y compris par immunohistochimie13. Des techniques immunohistochimiques, permettant un contrôle robuste des changements 5mC et 5hmC dans les noyaux de développer et de cellules postmitotiques, sont très instructifs pour délimiter la chromatine dynamics in situ en réponse aux changements internes ou externes impact sur les cellules4,13,48,49. Toutefois, cette approche est encline à sous-estimer la méthylation de l’ADN et les changements de hydroxymethylation en raison de difficultés techniques, associées à la détection des modifications de cytosine dans les préparations histologiques. C’est parce que les bases de l’ADN non polaire, y compris 5mC et cytosine 5hmC modifiés, sont cachés au sein du Centre des ADN double-brin hélice50et nécessitent la mise à nu. C’est particulièrement difficile dans les préparations histologiques congelées, qui peuvent perdre rapidement informative organisation du tissu original lorsque le traitement rigoureux est appliqué.

La rétine de souris est un excellent modèle pour disséquer la contribution de méthylation de l’ADN au développement neurologique et homéostasie mitotiques. Il y a seulement 6 types de neurones (tiges et cônes photorécepteurs, amacrines, des cellules bipolaires, horizontale et ganglion), une cellule gliale type (glia Muller) et une neuroépithéliales cellule type (épithélium pigmentaire rétinien)51. Types de cellules rétiniennes auraient ont des profils distincts de DNA methylation18,19, qui a récemment été étudiée à base unique résolution1,5,9,12. Nous avons récemment rapporté immunohistochimie demande à délimiter 5mC patron de distribution dans les noyaux des cellules rétiniennes et des changements dans le noyau de la rétine de souris adultes, où tous les trois ADN méthyltransférases ont été supprimées en ciblant conditionnelle 7. par rapport à un certain nombre de rapports, où la présence de méthylation de l’ADN dans les cellules de la rétine pourrait être considérée seulement comme un positif, ou le signal négatif en fait les cellules en apoptose, notre approche activé la détection spécifiques de chromatine arrangement dans les noyaux des cellules rétiniennes, qui nous et plusieurs groupes signalés et nous l’avons vu5,6,7,18,19,36 , 52. nous décrivons ici la technique d’immunohistochimie (IHC) de détecter 5mC et 5hmC dans les coupes histologiques paraformaldéhyde-correction congelées en détails ainsi que le démontrent les données, que nous avons pu reproduire de notre rapport initial7 .

Protocol

Toutes les procédures sur des souris ont été réalisés conformément aux protocoles approuvé par la Commission des enfants Hospital Oakland Research Institute animale soin et l’utilisation et ont adhéré à l’Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) instruction pour l’utilisation des animaux en ophtalmologie et recherche de vision. 1. tissu préparation pour Immunostaining Euthanasier souris C57 BL/6J à jour embryonnaire (E) 16, jour après la naissance (P) 0, P15 et P90 de dioxyde de carbone (CO2) suivi par décapitation (souris E16 et P0). Yeux de souris immédiatement enucleate perforer avec aiguille de 29 1/2 sur la face dorsale de le œil. Incuber pendant 5 minutes (min) dans 1 mL de paraformaldéhyde à 4 % (PFA) du pH d’une solution saline tamponnée au phosphate (solution de 1 PBS x) 8.0 à température ambiante. Pour rendre œilleton de P0, P15 et P90, disséquer sur la cornée et lentilles avec des ciseaux fins ophtalmiques, tandis que les yeux est dans les 4 % PFA.NOTE : Sauter cette étape pour E16 yeux que les yeux sont trop petits. Fixer le œilleton (P0, P15 et P90) et les yeux ensemble (E16) dans 4 % PFA pendant 20 min à température ambiante. Puis laver le œilleton et yeux ensemble deux fois dans 1 mL de PBS 1 x pendant 10 min à température ambiante. Cryoprotect l’oeil tasses et les yeux tout en 1xPBS, pH 8,0 contenant 10 % de sucrose pendant 1 heure. Gardez à 20 % de sucrose dans du PBS 1 x pendant 1 heure et puis saturer dans 30 % de saccharose dans du PBS 1 x nuit à 4 ° C. Le lendemain, incorporer le œilleton et les yeux tout dans une coupe optimale température composé (OCT), (500 µL) dans cryomolds, clin d’oeil-gel dans un bain de glace carbonique/éthanol et conserver à-80 ° C. Retirer les moules avec œilleton intégré et yeux entiers de-80 ° C et laisser se pour équilibrer à-20 ° C pendant 1 heure avant cryosectioning. Coupe des coupes rétinienne (12 µm d’épaisseur) parallèlement à l’axe de temporonasal dans la tête du nerf optique à l’aide d’un cryostat à-20 ° C. Monter les sections rétiniennes sur microscope slides53 et conserver à-80 ° C. 2. immunohistochimie avec des anticorps 5-mC et 5-hmC Encercler les sections rétiniennes montées sur des lames avec un stylo de barrière hydrophobe. La plume de barrière hydrophobe réduit le volume des anticorps nécessaires pour colorer les tissus. Laver les sections rétiniennes une fois avec 200 µL de PBS 1 x pendant 10 min. Permeabilize les sections rétiniennes avec 200 µL de 0,1 % Triton X-100 dans du PBS 1 x (PBS-T) pendant 10 min à température ambiante. Dénaturer les sections rétiniennes pour 30 min à 200 µL de fraîchement préparés 2 N d’acide chlorhydrique (HCl) dans du PBS 1 x dans un incubateur à 37 ° C.NOTE : Attention titrage de HCl traitement est nécessaire pour optimiser le signal 5mC. Incluez toujours les réplicats biologiques (3-4) tout en optimisant 5mC signal54.NOTE : Nous avons fait la recherche d’antigène à 4 points de temps (15 min, 30 min, 1 h et 2 h) et a trouvé 30 min d’incubation est optimale pour signal 5mC. Une incubation plus longue avec du HCl dégrade la structure des noyaux conduisant à l’incapacité de localiser 5mC signal au noyau. Après dénaturation, neutraliser les sections rétiniennes en ajoutant 100 µL de 0,1 M Tris-HCl (pH 8,3) sur des coupes de rétiniens pendant 10 min. Incuber les sections de 500 µL de solution de blocage (5 % de sérum de chèvre normal preimmune dans 0,1 % Triton X-100 dans du PBS 1 x) pendant 1 h à température ambiante dans une chambre humide. Après le blocage, ajouter anti-5mC ; anticorps anti-5hmC dilué à 1/500 en bloquant la solution aux sections rétiniennes. Incuber le rétinal sections pendant la nuit à 4 ° C en chambre humide. Le prochain jour lavage, rétiniennes sections 3 fois (10-15 min chaque fois) avec 0,1 % PBS-T et puis incuber en bloquant la solution avec l’anticorps secondaires correspondants (chèvre anti-lapin et Goat anti-mouse IgG, dilué ; 1/1000), contenant le DAPI (4′, 6 – solution (1 µg/mL) à la température ambiante pendant 1 h en bloquant la solution de diamidino-2-phénylindole).NOTE : Éviter le séchage des sections durant toutes les étapes d’immunodétection. Laver les lames trois fois avec 1 mL de 0.1 % PBS-T. Après le dernier lavage, monter les sections avec milieu de montage aqueux sous un lamelle couvre-objet et sceller avec du vernis à ongles incolore. 3. confocal immunohistochimie Orienter les sections pour que le côté de l’épithélium pigmentaire rétinien de la cupule optique toujours face à un sens (par exemple, vers le haut), par souci de cohérence. Effectuer la capture d’image d’immunomarquage rétinienne sections 63 X (grossissement de l’objectif) avec 2 X ou 3 X zoom. Générer plusieurs sections optiques de chaque image sélectionnée (z-piles) dans tous les 3 canaux (rouge, vert et bleu, RVB) à l’aide de 0,35 µm étape.Remarque : Le grossissement final d’un spécimen visualisé à 10-20 X (grossissement de l’objectif) sera de 63 X, respectivement, lorsqu’il est combiné avec un (généralement utilisé) 10 X lentille oculaire.Visualiser la pile compressée en optique pour localiser le signal 5mC et 5hmC

Representative Results

Pour déterminer la distribution de la 5-méthylcytosine (5mC) et 5-hydroxyméthylcytosine (5hmC) au cours du développement rétinienne et dans la rétine mitotiques, nous immunomarquage C57BL/6J rétinienne section mouse E16, P0, P15 et P90 avec des anticorps spécifiques à 5mC et 5hmC. À E16 la coloration 5mC était forte en chromocentres des noyaux cellulaires, tandis qu’une coloration faible a été observée dans les noyaux des cellules entières (Figure 1 a). La coloration à le 5hmC était limitée aux noyaux cellulaires et était absente de la chromocentres (Figure 1 b). Dans la rétine de P0, le signal de 5mC a été localisé à chromocentres des noyaux cellulaires et périphérie nucléaire (Figure 2 a, flèche et pointe de flèche). Nous avons également observé une coloration faible de 5mC entre chromocentres des noyaux cellulaires. Le signal de 5hmC est fortement présent dans le noyau de la cellule à l’exception de chromocentres (Figure 2 b). Nous avons trouvé que plusieurs noyaux sont tachées 5mC et 5hmC dans la couche intérieure neuroblastes (INBL) (Figure 2c, pointillé) Dans la rétine P15, nous avons trouvé forte coloration de 5mC et 5hmC en couche nucléaire externe (ONL), couche nucléaire interne (INL) et couche de cellules de ganglion (GCL) (Figure 3). En ONL (photorécepteurs de la tige), le signal de 5mC était présent dans le chromocentres des noyaux cellulaires et périphérie nucléaire (Figures 3 a-3C, 3 g). Le signal de 5hmC a été trouvé dans les noyaux des cellules entières à l’exception de chromocentres (Figures 3d-3f). La microscopie électronique à transmission faite P15 rétine montre la répartition des domaines hétérochromatiques dans les noyaux de cellules de tige semblable à celle trouvée avec signal d’anticorps 5mC (Figures 3 h et 3i). La coloration de 5mC INL et GCL a été forte en chromocentres des noyaux cellulaires et faible coloration s’observe également dans les noyaux de cellules entières (Figures 3j-3 l et 3r-3 t). Contrairement à 5mC, le signal de 5hmC a été localisé dans les noyaux de cellules entières à l’exception de chromocentres INL et GCL (Figures 3M-3o et 3u-3w). Nous avons observé forts signal de 5hmC à la périphérie des noyaux cellulaires GCL. Dans photorécepteurs de la tige adulte, le signal 5mC se limitait à la chromocentre et la périphérie nucléaire des noyaux cellulaires (Figures 4 a-4C), tandis que le signal de 5hmc se limitait à la périphérie nucléaire (Figures 4 d-4f). La figure 1. Localisation de la 5-méthylcytosine et 5-hydroxyméthylcytosine dans la rétine de souris à embryonnaire jour 16.Immunomarquage de rétine C57BL/6J avec anticorps anti-5mC (rouge, a) et 5hmC (vert, b). E16, 5mC signal est très fort en chromocentres des noyaux cellulaires et également présents dans les noyaux des cellules entières au niveau beaucoup plus faible. 5hmC coloration se limitait exclusivement aux noyaux cellulaires. C panneau représente 5mC fusionnée et 5hmC image. Les noyaux sont Eosine au DAPI (bleu, c). Encarts représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans les images. Barre d’échelle : 5 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. La figure 2. Le marquage immunohistochimique de la 5-méthylcytosine et 5-hydroxyméthylcytosine dans la rétine de souris à jour après la naissance 0.Immunomarquage de rétine C57BL/6J avec anticorps anti-5mC (rouge, a) et 5hmC (vert, b). Dans la rétine de P0, 5mC et 5hmC sont présents en couche extérieure neuroblastes (ONBL) et couche intérieure neuroblastes (INBL). ) un 5mC signal est fortement présent dans le chromocentres (flèche) et de la périphérie nucléaire des noyaux cellulaires (pointe de flèche). Faible coloration de 5mC est aussi observée entre chromocentres des noyaux cellulaires. b) 5hmC coloration se limite au noyau de la cellule et signal fort on observe INBL (ligne en pointillés dans le groupe c). C panneau représente 5mC fusionnée et 5hmC image. Les noyaux sont Eosine au DAPI (bleu, c). Encarts représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans les images. Barre d’échelle : 5 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. La figure 3. 5-méthylcytosine et 5-hydroxyméthylcytosine distribution dans la rétine de souris à jour après la naissance, 15.Immunomarquage de C57BL/6J rétine avec des anticorps anti-5mC et 5hmC (a à g, j-y). Dans la couche nucléaire externe (ONL) (photorécepteurs de la tige), 5mC signal (rouge, un) habituellement coïncide avec la chromocentres des noyaux cellulaires (pointe de flèche, b) et aussi se localise à la périphérie nucléaire (flèche, b). Groupe b (rouge) et c (gris) représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image une. Le signal de 5hmC (vert, d) se limite au noyau de cellules entières à l’exception de chromocentres. Groupe e (vert) et f (gris) représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image d. panneau g représente 5mC fusionnée et 5hmC image. Les noyaux sont Eosine au DAPI. Groupe h et moi sommes image de microscopie électronique de transmission des noyaux de photorécepteur à distribution montrant le jour après la naissance 15 domaines hétérochromatiques. Arrowhead noir en panneau h points à simple tige photorécepteur noyau agrandi en panneau i. flèches rouges en panneau que j’ai pointer vers des domaines hétérochromatiques dans noyau photoréceptrices tige tandis que les flèches rouges pointent vers hétérochromatine dans la périphérie nucléaire. INL (j-q) et les noyaux des cellules GCL (r-y), le signal de 5mC (rouge) est localisé à chromocentres présents dans la périphérie et coloration faible est également détectée dans le reste des noyaux cellulaires. Groupe k (rouge) et moi (gris) représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image de j. La coloration de 5hmC (vert) dans les noyaux cellulaires INL et GCL est confinée au noyau de cellules entières. Noter 5hmC forte coloration à la périphérie nucléaire des cellules GCL. X et p panneau représentent 5mC fusionnée et 5hmC image tandis que y et q groupe représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image p et x, respectivement. Les noyaux sont Eosine au DAPI. Barre d’échelle : 5 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. La figure 4. 5-méthylcytosine 5-hydroxyméthylcytosine distribution et dans les noyaux de photorécepteur tige de rétine de souris C57BL/6J à jour après la naissance 90.La coloration de 5mC (rouge, un) est fortement présent dans le chromocentre des noyaux cellulaires et également faiblement présent dans la périphérie nucléaire. Groupe b (rouge) et c (gris) représentent un grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image une. La coloration à le 5hmC (vert, d) est exclusivement limitée à la périphérie nucléaire panneau e (vert) et f (gris) représentent grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image d. panneau g représente 5mC fusionnée et 5hmC image tout en panneau h est un grossissement de parcelle avec astérisque dans l’image que g. noyaux sont Eosine au DAPI (bleu). Barre d’échelle : 5 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

Hydroxymethylation et la méthylation de l’ADN sont dynamiques et réversibles ADN modifications, qui vont de diverses modulatethe des mécanismes biologiques dans un pays en développement ainsi que dans les cellules postmitotiques. Ici, nous décrivons une technique reproductible pour détecter 5mC et 5hmC ADN modifications in situ par technique immunohistochimique (utilisant des anticorps anti-5mC et anti-5hmC) dans les coupes congelées paraformaldéhyde-correction de la rétine de souris et de fournir lignes directrices pour améliorer et de normaliser les résultats, surtout lorsqu’on compare plusieurs spécimens différents. Nous précédemment utilisé cette méthode pour délimiter 5mC changements dans la rétine de souris avec la rétine spécifiques ciblant de Dnmt1, Dnmt3a et Dnmt3b gènes de l’ADN méthyltransférase et signalé l’épuisement (attendu) des marques 5mC dans leurs rétines7 .

L’étape critique de détection immunohistochimique 5mC est l’optimisation du traitement des coupes histologiques avec HCl : moins de 15 min un prétraitement ne devrait pas produire des résultats reproductibles, alors qu’un traitement excessif avec HCl détruit le nucléaire architecture. Nous avons trouvé le meilleur résultat après 30 min d’incubation avec HCl. Nous recommandons d’utiliser toujours des HCl fraîchement diluée et fraîchement préparée solution PFA à 4 % pour la fixation du tissu de dénaturation et de la rétine ADN.

Pour dépanner les résultats, nous recommandons d’inclure trois ou quatre réplicats biologiques tout en optimisant le signal 5mC. Alors que la valeur de chaque individu de coloration immunohistochimique peut générer des résultats légèrement différents (plus ou moins lumineuses régions hétérochromatiques), qui est attendu en immunohistochemical méthode, 5mC et 5hmC distribution nucléaire au sein de l’ensemble des des articles devrait être très reproductible, pour aussi longtemps que le protocole est respecté.

Cette technique a également limitation que nous avons constamment observé la variabilité 5mC distribution dans les noyaux des cellules photoréceptrices dans la même section. Nous avons trouvé quelques noyaux a montré fort 5mC signal tandis que les noyaux de la cellule adjacente n’affiche aucun signal de 5mC. C’est en raison de la limitation à démasquer 5mC antigène par traitement de HCl dans les coupes congelées.

L’importance de cette technique permet la localisation 5mC sans DNase et la protéinase K traitement conduisant à une meilleure préservation des chromocentres. Cette technique est censée travailler vigoureusement sur toutes les sections de tous les tissus animaux vertébrés, comptable 5mC, 5hmC marques et traitée avec une approche similaire, non seulement rétine de souris, pour aussi longtemps que le protocole est respecté.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par une subvention SBIR (1R44EY027654-01 a 1).

Materials

Supplies
29G1/2 ULTRA-FINE BD Biosciences 329461
Ophthalmic scissor Fine Science tools, Inc.  15000-03
PAP pen RPICORP.com 195505
Microslide Superfrost plus VWR 48311-703
Reagent
Paraformaldehyde Electron Microscope Science 15710
1x PBS Corning 21-031-CV
Sucrose Sigma S9378
Tissue-Tek Optical cutting compound (OCT) VWR 4583
Triton X 100 Sigma T9284
6 N HCl VWR analytical  BDH7204-1
Tris-HCl pH 8.3 Teknova T1083
Goat serum Jackson Immunoresearch 005-000-121
5mC Genway Biotech  GWB-BD5190
5hmC Active Motif 39791
LaminB1 Abcam Ab16048
Cy2 AffiniPure Goat Ant-Rabbit IgG Jackson Immunoresearch 111-225-1444
Cy3 AffiniPure Goat Ant-Mouse IgG Jackson Immunoresearch 115-585-166
DAPI Thermo Fisher Scientific D1306
Prolong Gold Antifade medium Thermo Fisher Scientific P36930
Equipment
MICRM HM 550 Thermo Fisher Scientific 388114
Confocal microscope Zeiss
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References

  1. Merbs, S. L., et al. Cell-specific DNA methylation patterns of retina-specific genes. PLoS One. 7 (3), e32602 (2012).
  2. Nasonkin, I. O., et al. Conditional knockdown of DNA methyltransferase 1 reveals a key role of retinal pigment epithelium integrity in photoreceptor outer segment morphogenesis. Development. 140 (6), 1330-1341 (2013).
  3. Rhee, K. D., Yu, J., Zhao, C. Y., Fan, G., Yang, X. J. Dnmt1-dependent DNA methylation is essential for photoreceptor terminal differentiation and retinal neuron survival. Cell Death & Disease. 3, e427 (2012).
  4. Wahlin, K. J., et al. Epigenetics and cell death: DNA hypermethylation in programmed retinal cell death. PLoS One. 8 (11), e79140 (2013).
  5. Aldiri, I., et al. The Dynamic Epigenetic Landscape of the Retina During Development, Reprogramming, and Tumorigenesis. Neuron. 94 (3), 550-568 (2017).
  6. Eberhart, A., et al. Epigenetics of eu- and heterochromatin in inverted and conventional nuclei from mouse retina. Chromosome Research. 21 (5), 535-554 (2013).
  7. Singh, R. K., et al. Dnmt3a and Dnmt3b cooperate in photoreceptor and outer plexiform layer development in the mammalian retina. Experimental Eye Research. 159, 132-146 (2017).
  8. Farinelli, P., et al. DNA methylation and differential gene regulation in photoreceptor cell death. Cell Death & Disease. 5, e1558 (2014).
  9. Mo, A., et al. Epigenomic landscapes of retinal rods and cones. Elife. 5, e11613 (2016).
  10. Popova, E. Y., Barnstable, C. J., Zhang, S. S. Cell type-specific epigenetic signatures accompany late stages of mouse retina development. Advances in Experimental Medicine and Biology. 801, 3-8 (2014).
  11. Kim, J. W., et al. NRL-Regulated Transcriptome Dynamics of Developing Rod Photoreceptors. Cell Reports. 17 (9), 2460-2473 (2016).
  12. Wang, L., et al. Retinal Cell Type DNA Methylation and Histone Modifications Predict Reprogramming Efficiency and Retinogenesis in 3D Organoid Cultures. Cell Reports. 22 (10), 2601-2614 (2018).
  13. Perera, A., et al. TET3 is recruited by REST for context-specific hydroxymethylation and induction of gene expression. Cell Reports. 11 (2), 283-294 (2015).
  14. Mimura, I., et al. Dynamic change of chromatin conformation in response to hypoxia enhances the expression of GLUT3 (SLC2A3) by cooperative interaction of hypoxia-inducible factor 1 and KDM3A. Molecular and Cellular Biology. 32 (15), 3018-3032 (2012).
  15. Nair, N., Shoaib, M., Sorensen, C. S. Chromatin Dynamics in Genome Stability: Roles in Suppressing Endogenous DNA Damage and Facilitating DNA Repair. Int J Mol Sci. 18 (7), (2017).
  16. Mekhail, K., Moazed, D. The nuclear envelope in genome organization, expression and stability. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 11 (5), 317-328 (2010).
  17. Misteli, T., Soutoglou, E. The emerging role of nuclear architecture in DNA repair and genome maintenance. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10 (4), 243-254 (2009).
  18. Solovei, I., et al. Nuclear architecture of rod photoreceptor cells adapts to vision in mammalian evolution. Cell. 137 (2), 356-368 (2009).
  19. Solovei, I., et al. LBR and lamin A/C sequentially tether peripheral heterochromatin and inversely regulate differentiation. Cell. 152 (3), 584-598 (2013).
  20. Solovei, I., Thanisch, K., Feodorova, Y. How to rule the nucleus: divide et impera. Current Opinion in Cell Biology. 40, 47-59 (2016).
  21. Jaenisch, R., Bird, A. Epigenetic regulation of gene expression: how the genome integrates intrinsic and environmental signals. Nature Genetics. 33, 245-254 (2003).
  22. Cross, S. H., Charlton, J. A., Nan, X., Bird, A. P. Purification of CpG islands using a methylated DNA binding column. Nature Genetics. 6 (3), 236-244 (1994).
  23. Antequera, F., Bird, A. Number of CpG islands and genes in human and mouse. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (24), 11995-11999 (1993).
  24. Antequera, F., Boyes, J., Bird, A. High levels of de novo methylation and altered chromatin structure at CpG islands in cell lines. Cell. 62 (3), 503-514 (1990).
  25. Fouse, S. D., et al. Promoter CpG methylation contributes to ES cell gene regulation in parallel with. Oct4/Nanog, PcG complex, and histone H3 K4/K27 trimethylation. Cell Stem Cell. 2 (2), 160-169 (2008).
  26. Elango, N., Yi, S. V. DNA methylation and structural and functional bimodality of vertebrate promoters. Molecular Biology and Evolution. 25 (8), 1602-1608 (2008).
  27. Lister, R., et al. Global epigenomic reconfiguration during mammalian brain development. Science. 341 (6146), 1237905 (2013).
  28. Colwell, M., et al. Evolutionary conservation of DNA methylation in CpG sites within ultraconserved noncoding elements. Epigenetics. 13 (1), 49-60 (2018).
  29. Lee, S. M., et al. Intragenic CpG islands play important roles in bivalent chromatin assembly of developmental genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (10), E1885-E1894 (2017).
  30. Charlet, J., et al. Bivalent Regions of Cytosine Methylation and H3K27 Acetylation Suggest an Active Role for DNA Methylation at Enhancers. Molecular Cell. 62 (3), 422-431 (2016).
  31. Bernhart, S. H., et al. Changes of bivalent chromatin coincide with increased expression of developmental genes in cancer. Scientific Reports. 6, 37393 (2016).
  32. Curry, E., et al. Genes Predisposed to DNA Hypermethylation during Acquired Resistance to Chemotherapy Are Identified in Ovarian Tumors by Bivalent Chromatin Domains at Initial Diagnosis. Cancer Research. 78 (6), 1383-1391 (2018).
  33. Rakyan, V. K., et al. Human aging-associated DNA hypermethylation occurs preferentially at bivalent chromatin domains. Genome Research. 20 (4), 434-439 (2010).
  34. Smith, Z. D., Meissner, A. DNA methylation: roles in mammalian development. Nature Reviews Genetics. 14 (3), 204-220 (2013).
  35. Chen, T., Li, E. Structure and function of eukaryotic DNA methyltransferases. Current Topics in Developmental Biology. 60, 55-89 (2004).
  36. Nasonkin, I. O., et al. Distinct nuclear localization patterns of DNA methyltransferases in developing and mature mammalian retina. The Journal of Comparative Neurology. 519 (10), 1914-1930 (2011).
  37. Scourzic, L., Mouly, E., Bernard, O. A. TET proteins and the control of cytosine demethylation in cancer. Genome Medicine. 7 (1), 9 (2015).
  38. Gong, Z., Zhu, J. K. Active DNA demethylation by oxidation and repair. Cell Research. 21 (12), 1649-1651 (2011).
  39. Ito, S., et al. Tet proteins can convert 5-methylcytosine to 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine. Science. 333 (6047), 1300-1303 (2011).
  40. Pastor, W. A., et al. Genome-wide mapping of 5-hydroxymethylcytosine in embryonic stem cells. Nature. 473 (7347), 394-397 (2011).
  41. Suzuki, M. M., Bird, A. DNA methylation landscapes: provocative insights from epigenomics. Nature Reviews Genetics. 9 (6), 465-476 (2008).
  42. Kurdyukov, S., Bullock, M. DNA Methylation Analysis: Choosing the Right Method. Biology (Basel). 5 (1), (2016).
  43. Lisanti, S., et al. Comparison of methods for quantification of global DNA methylation in human cells and tissues). PLoS One. 8 (11), e79044 (2013).
  44. Armstrong, K. M., et al. Global DNA methylation measurement by HPLC using low amounts of DNA. Biotechnology Journal. 6 (1), 113-117 (2011).
  45. consortium, B. Quantitative comparison of DNA methylation assays for biomarker development and clinical applications. Nature Biotechnology. 34 (7), 726-737 (2016).
  46. Bock, C., et al. Quantitative comparison of genome-wide DNA methylation mapping technologies. Nature Biotechnology. 28 (10), 1106-1114 (2010).
  47. Song, C. X., He, C. The hunt for 5-hydroxymethylcytosine: the sixth base. Epigenomics. 3 (5), 521-523 (2011).
  48. Abakir, A., Wheldon, L., Johnson, A. D., Laurent, P., Ruzov, A. Detection of Modified Forms of Cytosine Using Sensitive Immunohistochemistry. Journal of Visualized Experiments. (114), (2016).
  49. Santos, F., Dean, W. Using immunofluorescence to observe methylation changes in mammalian preimplantation embryos. Methods in Molecular Biology. 325, 129-137 (2006).
  50. Watson, J. D., Crick, F. H. The structure of DNA. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. 18, 123-131 (1953).
  51. Swaroop, A., Kim, D., Forrest, D. Transcriptional regulation of photoreceptor development and homeostasis in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 11 (8), 563-576 (2010).
  52. Kizilyaprak, C., Spehner, D., Devys, D., Schultz, P. In vivo chromatin organization of mouse rod photoreceptors correlates with histone modifications. PLoS One. 5 (6), e11039 (2010).
  53. Singh, R. K., Kolandaivelu, S., Ramamurthy, V. Early alteration of retinal neurons in Aipl1-/- animals. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (5), 3081-3092 (2014).
  54. Eberhart, A., Kimura, H., Leonhardt, H., Joffe, B., Solovei, I. Reliable detection of epigenetic histone marks and nuclear proteins in tissue cryosections. Chromosome Research. 20 (7), 849-858 (2012).

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Singh, R. K., Diaz, P. E., Binette, F., Nasonkin, I. O. Immunohistochemical Detection of 5-Methylcytosine and 5-Hydroxymethylcytosine in Developing and Postmitotic Mouse Retina. J. Vis. Exp. (138), e58274, doi:10.3791/58274 (2018).
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