Summary

Лечение наркомании и<em> В Vivo</em> Визуализация остеобластов-остеокластов взаимодействий в модели Оризии Рыба Остеопороз

Published: January 01, 2017
doi:

Summary

Small laboratory fish have become popular models for bone research on the mechanisms underlying human bone disorders and for the screening of bone-modulating drugs. In this report, we describe a protocol to assess the effect of alendronate on bone cells in medaka larvae with osteoporotic lesions.

Abstract

Кость формирования остеобласты взаимодействуют с костными резорбции остеокластов координировать оборот костной матрицы и для управления скелетной гомеостаза. Оризии и данио личинки широко используются для анализа поведения костных клеток в процессе формирования костной ткани, дегенерации и ремонта. Их оптическая прозрачность позволяет визуализацию флуоресцентно меченый костных клеток и флуоресцентных красителей, связанных с минерализованной костной матрицы. Наша лаборатория сформировала трансгенная Оризии рыбы, которые выражают остеокластов индуцирующего рецептора фактора активатором ядерного фактора (Лиганда кВ RANKL) под контролем теплового шока, индуцируемого промотора. Внематочная выражение результатов RANKL в избыточном образовании активированных остеокластов, которые могут быть визуализированы в репортерных линий с выражением nlGFP под контролем катепсина К (ctsk) промотора. RANKL индукция и образование внематочной остеокластов приводит к тяжелым остеопорозом, как фенотипов. Соединение трансгенная оризия Liуказанные в другом месте , которые выражают ctsk: nlGFP в остеокластов, а также mCherry под контролем Osterix (OSX) промотора в преждевременной остеобластов, может быть использован для изучения взаимодействия обоих типов клеток. Это облегчает наблюдение в естественных условиях клеточного поведения в условиях костной дегенерации и ремонта. Здесь мы опишем использование этой системы, чтобы проверить препарат обычно используемый в терапии остеопороза человека и описывают протокол для живого изображения. Модель оризия дополняет исследования в области культуры и мышей клетки, а также предлагает новую систему для анализа в естественных условиях действия препарата в костной системе.

Introduction

Позвоночный каркас обеспечивает структурную поддержку и защиту органов, обеспечивающие мобильность, и служит в качестве источника кальция. На протяжении всей жизни, внеклеточный матрикс кости непрерывно перевернулась, чтобы поддерживать стабильность костной ткани и жесткость. Этот процесс требует сильно скоординированную деятельность и взаимодействие формирования костной остеобластов и костной резорбции остеокластов. Остеобласты получены из мезенхимальных стволовых клеток – предшественников и производят коллаген , чтобы сформировать остеоид белковый часть костной матрицы 10. Остеобласты взаимодействуют с остеокластов для обеспечения сбалансированного активность обоих типов клеток, который необходим для контроля гомеостаза кости 7. Из – за этих запутанных регуляторных взаимодействий, реакция на медикаментозное лечение и поддержании гомеостаза кости не может быть полностью изучены с помощью в пробирке исследования. Следовательно, существует большой спрос на животных моделях. По сравнению с установками для культивирования клеток, в естественных условиях модели могут обеспечитьценную информацию в многоклеточных сети в пределах окружающей среды кости.

Существует множество мышиные модели для различных заболеваний костей человека , включая остеопороз 16. Тем не менее, размер и доступность эмбрионов мыши представляют собой существенные ограничения для живого изображения скелетных процессов. Малый костистых рыб, с другой стороны, служит в качестве привлекательной альтернативы для визуализации в естественных условиях. Рерио (Danio rerio) и оризии (Oryzias latipes) стали популярными моделями на животных для исследования скелета в течение последних двух десятилетий 17, 19, 22, 24. Кости в костистых рыб и у млекопитающих очень похожи, как по структурным и на физиологическом уровне, и многие из ключевых регуляторных генов и сигнальных путей сохраняется 3. Как и у млекопитающих, костистых рыб тщательно регулируют активность остеобластов и остеокластов , чтобы сбалансировать образование костной ткани и резорбции 26. Самое главное, что оптическая прозрачность фиш Личинки позволяет использовать флуоресцентные репортеры маркировать костные клетки и кальцинированный скелетную матрицу 8, 9, 12, 21, 23, что облегчает наблюдение клеточных процессов в живом организме животного. Кроме того, ряд генетических инструментов сгенерирована для облегчения биомедицины соответствующих исследований в рыбе. Для оризии , в частности, методов направленной мутации генов с помощью CrispR / cas9 2, клеточной линии прослеживания 6 и сайт-специфической трансгенез 14 были недавно созданы и в настоящее время широко используется 15.

Малые личинки костистых были успешно использованы для химических экранов, которые привели к открытию нескольких фармакологически соответствующих препаратов 1, 18.

Личинки рыб терпимы к низкой концентрации ДМСО и способны поглощать соединений из их водной среды, либо через кожу или через желудочно – кишечный тракт 1, 5. Наша лаборатория ранее представительorted трансгенные линии оризии, которые выражают флуоресцентных репортерам в костных клеток под контролем различных osteoblast- и остеокластов конкретных промоутеров. К ним относятся преждевременные остеобласты (коллаген 10À1, col10a1; Osterix, OSX) 20, 21, зрелые остеобласты (остеокальцина, OSC) 27 и остеокластов (катепсина K, ctsk) 24. Мы также генерироваться трансгенной линии, выражающую остеокластов индуцирующие рецептор фактора активатором ядерного фактора кВ лиганд (RANKL) под контролем теплового шока-индуцируемого промотора 24.

Индукция RANKL в этой системе приводит к внематочной образованию активных остеокластов. Это приводит к увеличению костной резорбции и тяжелой остеопорозом, как фенотипа, с резко сниженной минерализацией в телах позвонков. Недавно мы показали, что активность остеокластов в этой модели может быть блокирован этидронатом и алендроната бисфосфонаты, ТВтO препараты , обычно используемые в терапии остеопороза человека, что подтверждает Оризии в качестве подходящей модельной системы для лечения остеопороза 27.

Из – за их большого размера выводка, быстрое развитие, и небольшого размера эмбрионов, трансгенная личинки оризия уникально подходят для крупномасштабного скрининга остеопороза препаратов и для анализа в естественных условиях поведения костных клеток. Исследования, проведенные в оризии, таким образом, могут эффективно дополнять эксперименты на клеточных культурах и у мышей, которые направлены на выявление новых терапевтических целей и новых методов лечения для костных заболеваний человека.

В настоящем исследовании мы опишем протокол для лечения Оризии личинок костного репортера с общим остеопорозом препарата, алендроната. Мы также подробно описывают, как личинки очищенная смонтированы и подготовлены для живого изображения костной матрицы и костных клеток. Эти протоколы могут быть легко адаптированы к другим небольших химических соединений, которые либо работают в качестве костного анаболического или антирезорбтивными препаратами. </ Р>

Protocol

Все эксперименты проводились в соответствии с утвержденными Institutional по уходу за животными и использование комитета (IACUC) протоколов Национального университета Сингапура (R14-293). 1. Рыба Husbandry и Сборник Эмбрионы Поднимите WT, ctsk: nlGFP 24, RANKL: ГУ – ВШЭ: CFP 24,<…

Representative Results

Abundant egg numbers, as well as the small size of the larvae, make medaka an excellent model for drug screening. A single six-well plate was used to culture up to 36 larvae, which was sufficient to provide statistically significant data. Another big advantage of using fish for skeletal analysis is the possibility of doing live imaging. The transparency of fish larvae allows the use of fluorescent proteins to label bone cells, as well as the use of dyes that bind to bone matrix in order to visualize mineralization. Fish …

Discussion

Critical Steps within the Protocol

It is essential that the conditions for heat shock treatment are consistent and stable when comparing different samples. Stable temperature conditions guarantee similar levels of RANKL induction in the transgenic larvae and, consequently, comparable osteoclast formation, which can be confirmed by screening for ctsk:nlGFP expression. Ultimately, this leads to a similar degree of induced ectopic bone resorption and osteoporosis-like lesions, as valid…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This project was funded by grants from the Singapore Ministry of Education (MOE, grant number 2013-T2-2-126) and the National Institute of Health, USA (NIH, grant number 1R21AT008452-01A1). T.Y. received a graduate scholarship from the NUS Department of Biological Sciences. We thank the confocal unit of the NUS Centre for Bioimaging Sciences (CBIS) for their constant support.

Materials

Alendronate  Sigma A4978
alizarin-3-methyliminodiacetic acid, Alizarin Complexone Sigma A3882
Calcein Sigma C0875
ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate (Tricaine) Sigma A5040
ImageJ (1.4.3.67) National Institute of Health (NIH) https://imagej.nih.gov/ij/
LSM 510 Meta confocal  Zeiss
LSM Image Browser (4.2.0.121) Zeiss http://www.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/lsm-5-series.html
Micro-loader Eppendorf 5242956003 Eppendorf ep T.I.P.S 20 μl
NIS-Elements BR 3.0 software Nikon
Photoshop CS6 (13.0.0.0) Adobe
SMZ1000 stereomicroscope  Nikon

References

  1. Ablain, J., Zon, L. I. Of fish and men: using zebrafish to fight human diseases. Trends Cell Biol. 23 (12), 584-586 (2013).
  2. Ansai, S., Kinoshita, M. Targeted mutagenesis using CRISPR/Cas system in medaka. Biol Open. 3 (5), 362-371 (2014).
  3. Apschner, A., Schulte-Merker, S., Witten, P. E. Not all bones are created equal-using zebrafish and other teleost species in osteogenesis research. Methods Cell Biol. 105, 239-255 (2011).
  4. Bajoghli, B., Aghaallaei, N., Heimbucher, T., Czerny, T. An artificial promoter construct for heat-inducible misexpression during fish embryogenesis. Dev Biol. 271 (2), 416-430 (2004).
  5. Barrett, R., Chappell, C., Quick, M., Fleming, A. A rapid, high content, in vivo model of glucocorticoid-induced osteoporosis. Biotechnol J. 1 (6), 651-655 (2006).
  6. Centanin, L., Ander, J. J., Hoeckendorf, B., Lust, K., Kellner, T., Kraemer, I., Urbany, C., Hasel, E., Harris, W. A., Simons, B. D., et al. Exclusive multipotency and preferential asymmetric divisions in post-embryonic neural stem cells of the fish retina. Development. 141 (18), 3472-3482 (2014).
  7. Charles, J. F., Aliprantis, A. O. Osteoclasts: more than ‘bone eaters. Trends Mol Med. 20 (8), 449-459 (2014).
  8. DeLaurier, A., Eames, B. F., Blanco-Sanchez, B., Peng, G., He, X., Swartz, M. E., Ullmann, B., Westerfield, M., Kimmel, C. B. Zebrafish sp7:EGFP: a transgenic for studying otic vesicle formation, skeletogenesis, and bone regeneration. Genesis. 48 (8), 505-511 (2010).
  9. Du, S. J., Frenkel, V., Kindschi, G., Zohar, Y. Visualizing normal and defective bone development in zebrafish embryos using the fluorescent chromophore calcein. Dev Biol. 238 (2), 239-246 (2001).
  10. Eriksen, E. F. Cellular mechanisms of bone remodeling. Rev Endocr Metab Disord. 11 (4), 219-227 (2010).
  11. Hockendorf, B., Thumberger, T., Wittbrodt, J. Quantitative analysis of embryogenesis: a perspective for light sheet microscopy. Dev Cell. 23 (6), 1111-1120 (2012).
  12. Inohaya, K., Takano, Y., Kudo, A. The teleost intervertebral region acts as a growth center of the centrum: in vivo visualization of osteoblasts and their progenitors in transgenic fish. Dev Dyn. 236 (11), 3031-3046 (2007).
  13. Iwamatsu, T. Stages of normal development in the medaka Oryzias latipes. Mech Dev. 121 (7), 605-618 (2004).
  14. Kirchmaier, S., Hockendorf, B., Moller, E. K., Bornhorst, D., Spitz, F., Wittbrodt, J. Efficient site-specific transgenesis and enhancer activity tests in medaka using PhiC31 integrase. Development. 140 (20), 4287-4295 (2013).
  15. Kirchmaier, S., Naruse, K., Wittbrodt, J., Loosli, F. The genomic and genetic toolbox of the teleost medaka (Oryzias latipes). Genetics. 199 (4), 905-918 (2015).
  16. Komori, T. Animal models for osteoporosis. Eur J Pharmacol. 759, 287-294 (2015).
  17. Mackay, E. W., Apschner, A., Schulte-Merker, S. A bone to pick with zebrafish. Bonekey Rep. 2, 445 (2013).
  18. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  19. Mitchell, R. E., Huitema, L. F., Skinner, R. E., Brunt, L. H., Severn, C., Schulte-Merker, S., Hammond, C. L. New tools for studying osteoarthritis genetics in zebrafish. Osteoarthritis Cartilage. 21 (2), 269-278 (2013).
  20. Renn, J., Buttner, A., To, T. T., Chan, S. J., Winkler, C. A col10a1:nlGFP transgenic line displays putative osteoblast precursors at the medaka notochordal sheath prior to mineralization. Dev Biol. 381 (1), 134-143 (2013).
  21. Renn, J., Winkler, C. Osterix-mCherry transgenic medaka for in vivo imaging of bone formation. Dev Dyn. 238 (1), 241-248 (2009).
  22. Schilling, T. F., Kimmel, C. B. Segment and cell type lineage restrictions during pharyngeal arch development in the zebrafish embryo. Development. 120 (3), 483-494 (1994).
  23. Spoorendonk, K. M., Peterson-Maduro, J., Renn, J., Trowe, T., Kranenbarg, S., Winkler, C., Schulte-Merker, S. Retinoic acid and Cyp26b1 are critical regulators of osteogenesis in the axial skeleton. Development. 135 (22), 3765-3774 (2008).
  24. To, T. T., Witten, P. E., Renn, J., Bhattacharya, D., Huysseune, A., Winkler, C. Rankl-induced osteoclastogenesis leads to loss of mineralization in a medaka osteoporosis model. Development. 139 (1), 141-150 (2012).
  25. Wakamatsu, Y., Pristyazhnyuk, S., Kinoshita, M., Tanaka, M., Ozato, K. The see-through medaka: a fish model that is transparent throughout life. Proc Natl Acad Sci USA. 98 (18), 10046-10050 (2001).
  26. Witten, P. E., Huysseune, A. A comparative view on mechanisms and functions of skeletal remodelling in teleost fish, with special emphasis on osteoclasts and their function. Biol Rev Camb Philos Soc. 84 (2), 315-346 (2009).
  27. Yu, T., Witten, P. E., Huysseune, A., Buettner, A., To, T. T., Winkler, C. Live imaging of osteoclast inhibition by bisphosphonates in a medaka osteoporosis model. Dis Model Mech. 9 (2), 155-163 (2016).

Play Video

Cite This Article
Yu, T., Winkler, C. Drug Treatment and In Vivo Imaging of Osteoblast-Osteoclast Interactions in a Medaka Fish Osteoporosis Model. J. Vis. Exp. (119), e55025, doi:10.3791/55025 (2017).

View Video