Summary

analyseren<em> In Vivo</em> Cell Migratie behulp Cell Transplantaties en Time-lapse Imaging in zebravis embryo's

Published: April 29, 2016
doi:

Summary

Combining cell transplantation, cytoskeletal labeling and loss/gain of function approaches, this protocol describes how the migrating zebrafish prospective prechordal plate can be used to analyze the function of a candidate gene in in vivo cell migration.

Abstract

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration have been thoroughly analyzed in vitro. However, in vivo cell migration somehow differs from in vitro migration, and has proven more difficult to analyze, being less accessible to direct observation and manipulation. This protocol uses the migration of the prospective prechordal plate in the early zebrafish embryo as a model system to study the function of candidate genes in cell migration. Prechordal plate progenitors form a group of cells which, during gastrulation, undergoes a directed migration from the embryonic organizer to the animal pole of the embryo. The proposed protocol uses cell transplantation to create mosaic embryos. This offers the combined advantages of labeling isolated cells, which is key to good imaging, and of limiting gain/loss of function effects to the observed cells, hence ensuring cell-autonomous effects. We describe here how we assessed the function of the TORC2 component Sin1 in cell migration, but the protocol can be used to analyze the function of any candidate gene in controlling cell migration in vivo.

Introduction

In multicellulaire organismen, celmigratie van essentieel belang is voor de ontwikkeling van het embryo, waar het zorgt voor het complex van cellen in weefsels en organen, en volwassen leven, waar het deelneemt aan weefsel homeostase (bloedstolling) en immuniteit. Naast deze fysiologische functies, celmigratie is ook betrokken in verschillende pathologische situaties, waaronder met name kanker metastase.

Cel migratie is geanalyseerd in vitro voor tientallen jaren, het verstrekken van een globaal inzicht in de moleculaire mechanismen die zorgen cel bewegingen op een vlakke ondergrond. In vivo echter cellen worden geconfronteerd met een meer complexe omgeving. Er wordt duidelijk verscheen in de afgelopen jaren dat migratie in een organisme kan worden beïnvloed door externe stimuli zoals de extracellulaire matrix, buurcellen of uitgescheiden chemokinen geleiden migratie, en dat de mechanismen achter celmigratie kunnen per hetgeen beschreven <em> In vitro 1,2. De mechanismen die zorgen voor in vivo celmigratie hebben minder aandacht gekregen tot nu toe, vooral als gevolg van de toegenomen technische moeilijkheid, vergeleken met in vitro studies. In vivo analyse van celmigratie in het bijzonder directe optische toegang tot migrerende cellen vereist, technieken om unieke cellen in labelen teneinde de dynamiek en morfologie, alsmede winst of verlies van functie te zien zal de rol van kandidaatgenen testen. Tot dusver zijn slechts enkele modelsystemen harboring deze code gebruikt te ontleden in vivo celmigratie 3.

Onlangs hebben we gebruikten de migratie van de potentiële prechordale plaat vroege zebravisembryo's als een nieuw geschikt modelsysteem om de functie van kandidaatgenen beoordelen regelen in vivo celmigratie 4,5. Prospectieve prechordale plaat (ook bekend als anterior mesendoderm) is een groep cellen vormen bij het begin van Gastrulation aan de rugzijde van het embryo. Tijdens gastrulatie deze groep migreert gezamenlijk de richting van het dier pool van de embryo 6-8, aan de prechordale plaat, een mesendodermal verdikking, juist voor de notochord te vormen, en die ten grondslag liggen aan de neurale plaat. Het voorste deel van de plaat prechordale geven aanleiding tot de broedeieren klier geven, terwijl de achterste delen die bijdraagt ​​aan mesoderm 9 head. Dankzij de buitenlandse ontwikkeling en optische helderheid van het vis embryo, kunnen celmigratie direct en gemakkelijk worden waargenomen in deze structuur.

Celtransplantatie is een zeer krachtige techniek die zorgt voor de snelle en gemakkelijke creatie mozaïek embryo 10. Het uiten van fluorescerende cytoskelet markers in getransplanteerde cellen resulteert in de etikettering van geïsoleerde cellen, de morfologie en de dynamiek van die gemakkelijk kan worden waargenomen. De combinatie van dit verlies of winst van de functie benadert toelaat de analyse van cel-autonome functies van een blikjedaat-gen.

De gepresenteerde protocol beschrijft hoe wij de functie van de component TORC2 sin1 geëvalueerd beheersen celmigratie actine dynamiek in vivo 5. Maar, zoals vermeld in de resultaten en verder besproken, kan worden gebruikt om de mogelijke betrokkenheid van elke kandidaatgen analyseren beheersen celmigratie in vivo.

Protocol

Opmerking: Figuur 1 toont de omtrek van het protocol. 1. Voorbereiding van de naalden voor injectie en transplantatie Opmerking: Naalden kunnen worden bereid op elk gewenst moment en opgeslagen. Houd ze in een petrischaal, op een band van boetseerklei. Sluit de schotel met parafilm om te beschermen tegen stof. Voor injectienaalden, trek een glazen capillaire (buitendiameter 1,0 mm, inwendige diameter 0,58 mm, zonder draad (zie lijst va…

Representative Results

De gepresenteerde techniek werd gebruikt om de rol van sin1, een van de belangrijkste onderdelen van het complex Tor 2 (TORC2) analyse, het beheersen in vivo celmigratie. Het gebruik van celtransplantatie maakt labeling van geïsoleerde cellen en analyse van cel-autonome effecten. Movie S1 toont de migratie van getransplanteerde prechordale plaat voorlopercellen. Actine labeling met ABP140 maakt het gemakkelijk visualisatie van actine-rijke cytoplasmatische uitsteeksels. We mete…

Discussion

Dit protocol geeft een eenvoudige manier om de rol van een kandidaatgen in celmigratie in vivo te bestuderen, door het combineren van het creëren van chimere embryo gebruik celtransplantatie live imaging.

Oprichting van mozaïek embryo

Het bestuderen van de dynamica van een cel moet het visualiseren van de contour cytoplasmische extensies analyseren. Dit kan worden bereikt door het merken van geïsoleerde cellen in een anders ongemerkt – of verschillend…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank F. Bouallague and the IBENS animal facility for excellent zebrafish care. Research reported in this publication was supported by the Fondation ARC pour la recherche sur le cancer, grants N° SFI20111203770 and N° PJA 20131200143.

Materials

Glass capillaries (outside diameter 1.0 mm, inside diameter 0.58 mm) Harvard Apparatus 300085 standard thickness
Glass capillaries (outside diameter 1.0 mm, inside diameter 0.78 mm) Harvard Apparatus 300085 thin-walled
Penicillin-Streptomycin Sigma-Aldrich P4333 10 000 units penicillin and 10 mg streptomycin per ml
fine tweezers Dumont Fine Science Tools 11254-20 5F
glass bottom dishes MatTek P35G-0-10-C
Air transjector Eppendorf 5246
Micro-forge Narishige MF-900
Microgrinder Narishige EG-44
Micromanipulator (for injection) Narishige MN-151
Micromanipulator (for cell transplantation) Leica Leica Micromanipulator
Hammilton Syringe Narishige IM-9B
Micropipette puller David Kopf Instruments Model 720
Transplantation mold Adapative Science Tools PT-1
Needle holder Narishige HI-7
Tube connector Narishige CI-1
PTFE tubing Narishige CT-1

References

  1. Charras, G., Sahai, E. Physical influences of the extracellular environment on cell migration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 813-824 (2014).
  2. Friedl, P., Wolf, K. Plasticity of cell migration: A multiscale tuning model. Journal of Cell Biology. 188 (1), 11-19 (2010).
  3. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature reviews. Molecular cell biology. 10 (7), 445-457 (2009).
  4. Dang, I., Gorelik, R., et al. Inhibitory signalling to the Arp2/3 complex steers cell migration. Nature. , (2013).
  5. Dumortier, J. G., David, N. B. The TORC2 Component, Sin1, Controls Migration of Anterior Mesendoderm during Zebrafish Gastrulation. Plos One. 10, e0118474 (2015).
  6. Solnica-Krezel, L., Stemple, D. L., Driever, W. Transparent things: cell fates and cell movements during early embryogenesis of zebrafish. BioEssays. 17 (11), 931-939 (1995).
  7. Ulrich, F., Concha, M. L., et al. Slb/Wnt11 controls hypoblast cell migration and morphogenesis at the onset of zebrafish gastrulation. Development. 130 (22), 5375-5384 (2003).
  8. Dumortier, J. G., Martin, S., Meyer, D., Rosa, F. M., David, N. B. Collective mesendoderm migration relies on an intrinsic directionality signal transmitted through cell contacts. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , 1-6 (2012).
  9. Gritsman, K., Talbot, W. S., Schier, A. F. Nodal signaling patterns the organizer. Development. 127 (5), 921-932 (2000).
  10. Kemp, H. A., Carmany-Rampey, A., Moens, C. Generating chimeric zebrafish embryos by transplantation. Journal of visualized experiments : JoVE. (29), (2009).
  11. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2000).
  12. Barry, D. J., Durkin, C. H., Abella, J. V., Way, M. Open source software for quantification of cell migration, protrusions, and fluorescence intensities. The Journal of Cell Biology. 209 (1), 163-180 (2015).
  13. Gorelik, R., Gautreau, A. Quantitative and unbiased analysis of directional persistence in cell migration. Nature Protocols. 9 (8), 1931-1943 (2014).
  14. Sacan, A., Ferhatosmanoglu, H., Coskun, H. CellTrack: An open-source software for cell tracking and motility analysis. Bioinformatics. 24 (14), 1647-1649 (2008).
  15. Tahinci, E., Symes, K. Distinct functions of Rho and Rac are required for convergent extension during Xenopus gastrulation. Developmental biology. 259 (2), 318-335 (2003).
  16. Zhang, T., Yin, C., et al. Stat3-Efemp2a modulates the fibrillar matrix for cohesive movement of prechordal plate progenitors. Development. 141 (22), 4332-4342 (2014).
  17. Riedl, J., Crevenna, A. H., et al. Lifeact: a versatile marker to visualize F-actin. Nature methods. 5 (7), 605-607 (2008).
  18. Burkel, B. M., Von Dassow, G., Bement, W. M. Versatile fluorescent probes for actin filaments based on the actin-binding domain of utrophin. Cell Motility and the Cytoskeleton. 64 (11), 822-832 (2007).
  19. Yoo, S. K., Deng, Q., Cavnar, P. J., Wu, Y. I., Hahn, K. M., Huttenlocher, A. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Developmental cell. 18 (2), 226-236 (2010).
  20. Spracklen, A. J., Fagan, T. N., Lovander, K. E., Tootle, T. L. The pros and cons of common actin labeling tools for visualizing actin dynamics during Drosophila oogenesis. Developmental biology. 393 (2), 209-226 (2014).
  21. Johnson, H. W., Schell, M. J. Neuronal IP3 3-kinase is an F-actin-bundling protein: role in dendritic targeting and regulation of spine morphology. Molecular biology of the Cell. 20 (24), 5166-5180 (2009).
  22. Yi, J., Wu, X. S., Crites, T., Hammer, J. A. Actin retrograde flow and actomyosin II arc contraction drive receptor cluster dynamics at the immunological synapse in Jurkat T cells. Molecular Biology of the Cell. 23 (5), 834-852 (2012).

Play Video

Cite This Article
Giger, F. A., Dumortier, J. G., David, N. B. Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (110), e53792, doi:10.3791/53792 (2016).

View Video