Summary

の分離<em>熱帯熱マラリア原虫(Plasmodium falciparum)</em磁気手段によって>後期感染赤血球

Published: March 02, 2013
doi:

Summary

hemozoinの常磁性特性は後期を分離するために使用されている<em>熱帯熱マラリア原虫(Plasmodium falciparum)</em>感染した赤血球は、文化の中で成長しています。方法は、シンプルで早いのが特長です、寄生虫のその後の侵襲的な機能に影響を与えません。

Abstract

他の原虫種とは異なり、P.熱帯熱マラリア原虫は、その研究1を容易実験室で培養することができる。達成寄生虫は≈40%の限界に達することができますが、治験責任医師は、通常約10%の割合を維持します。多くの場合、それが文化を豊かにし、与えられた実験を続行し、感染していないものから寄生虫含有赤血球細胞(赤血球)を単離することが必要である。

ときはP.熱帯熱マラリア原虫が赤血球に感染する寄生虫が低下し、ヘモグロビン2,3から供給されます。しかし、寄生虫は非常に有毒な鉄を含有するヘム部分4,5に対処する必要があります。寄生虫はhaemozoin 6,7と呼ばれる不活性液晶ポリマーにヘムを変換することによって、その毒性は見逃されている。この鉄含有分子は、その食胞に格納されており、その中に金属がヘム8のものと異なる酸化状態を有している。ヘム鉄の鉄状態ozoinはそれに感染していない赤血球中に存在しない常磁性を付与する。侵略の寄生虫が成熟に達すると、haemozoinの内容もPの最新のステージでさらに常磁性を授けている、9を増加赤血球内部の熱帯熱マラリア

この常磁性、Pの最新の段階に基づいてfalciparum感染、赤血球は、磁気ビーズを含むカラムを通して文化を通過させることによって分離することができる。それらを含む列がマグネットホルダ上に配置された場合、これらのビーズは、磁気になる。フロースルーは、ほとんどの部分、非感染赤血球および寄生虫の含有するもの初期段階のため、含まれていながら、常磁性に起因する感染した赤血球は、その後、列の中に閉じ込められます。

ここで、我々は良い寄生虫の生存率10を維持た磁気カラムを持つ後期寄生虫の人口を豊かにするための方法論を記述している。この手順を実行した後、付着していない文化が残っている寄生虫が成長し続けることができるようにインキュベーターに戻すことができます。

Protocol

プロトコルのすべてのステップは、遠心分離を除いて、サンプルを無菌に保つためにフード内に実施されるべきである。 1。 Pの後期段階の分離熱帯熱マラリア原虫感染赤血球寄生虫で常磁性を付与hemozoinが、属に共通の代謝物であるので、マラリア原虫感染赤血球のすべての後期段階では、この方法論で区切ることができます。文化の高…

Representative Results

図2では、磁気カラムを通過する文化が前(A)と手順(B)後、表示されます。矢印は、 図2Aの感染赤血球を指すと、 図2に示すように、1〜2感染赤血球は通常100X倍率分野で見られる。典型的な手順では、5%の寄生虫血症( 図2A)で培養を皮切りに、この手順のパフォーマンスは、通常97パーセント-100%( 図2B?…

Discussion

マラリア原虫P.の in vitro 培養における熱帯熱マラリア原虫は、より文化の最高増殖時点で感染していない赤血球の半分以下で、限られた寄生虫血症を呈する。ほとんどの研究実験のためには、感染赤血球でのみ動作することが望ましい。この目的を達成するために、分離技術は、感染によると文化を分割することが必要である。便利なメソッドは非感染赤血球11と二つの…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、CSおよびSecretaríaナシオナルデCiencia yをTecnología(SENACYT)からLCに博士課程奨学金、パナマへの助成PRB-009によって賄われていた。

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
RPMI 1640 Hepes Modified Sigma-Aldrich R4130 Supplemented with 10% human serum, 2% glucose, and 0.2% sodium bicarbonate
MidiMACS Separator MACS Miltenyi BioTec 130-042-302
MACS MultiStand MACS Miltenyi BioTec 130-042-303
LS Columns MACS Miltenyi BioTec 130-042-401
Hemacytometer Grafco Grafco Neubauer Chamber Can be found through many other suppliers

References

  1. Jensen, J. B., Trager, W. Plasmodium falciparum in culture: use of outdated erythrocytes and description of the candle jar method. J. Parasitology. 63 (5), 883-886 (1977).
  2. Guzman, I. Y., Francis, S. E., Oksman, A., Smith, C. E., Duffin, K. L., Goldberg, D. E. Order and specificity of the Plasmodium falciparum hemoglobin degradation pathway. J. Clin. Invest. 93, 1602-1608 (1994).
  3. Rosenthal, P. J., Meshnick, S. R. Hemoglobin catabolism and iron utilization by malaria parasites. Mol. Biochem. Parasitol. 83 (2), 131-139 (1996).
  4. Fitch, C. D., Chevli, R., Kanjananggulpan, P., Dutta, P., Chevli, K., Chou, A. C. Intracellular ferriprotoporphyrin IX is a lytic agent. Blood. 62 (6), 1165-1168 (1983).
  5. Hebbel, R. P., Eaton, J. W. Pathobiology of heme interaction with the erythrocyte membrane. Semin. Hematol. 26 (2), 136-149 (1989).
  6. Egan, T. J. Haemozoin formation. Mol. Biochem. Parasitol. 157 (2), 127-136 (2008).
  7. Hempelmann, E., Marques, H. M. Analysis of malaria pigment from Plasmodium falciparum. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 32 (1), 25-30 (1994).
  8. Fitch, C. D., Kanjananggulpan, P. The state of ferriprotoporphyrin IX in malaria pigment. J. Biol. Chem. 262 (32), 15552-15555 (1987).
  9. Moore, L. R., Fujioka, H., Williams, P. S., Chalmers, J. J., Grimberg, B., Zimmerman, P. A., Zborowski, M. Hemoglobin degradation in malaria-infected erythrocytes determined from live cell magnetophoresis. FASEB J. 20 (6), 747-749 (2006).
  10. Spadafora, C., Gerena, L., Kopydlowski, K. M. Comparison of the in vitro invasive capabilities of Plasmodium falciparum schizonts isolated by Percoll gradient or using magnetic based separation. Malaria J. 10, 96 (2011).
  11. Jackson, K. E., Spielmann, T., Hanssen, E., Adisa, A., Separovic, F., Dixon, M. W., Trenholme, K. R., Hawthorne, P. L., Gardiner, D. L., Gilberger, T., Tilley, L. Selective permeabilization of the host cell membrane of Plasmodium falciparum-infected red blood cells with streptolysin O and equinatoxin II. Biochem. J. 403, 167-175 (2007).
  12. Goodyer, I. D., Johnson, J., Eisenthal, R., Hayes, D. J. Purification of mature-stage Plasmodium falciparum by gelatine flotation. Ann. Trop. Med. Parasitol. 88 (2), 209-211 (1994).
  13. Pasvol, G., Wilson, R. J., Smalley, M. E., Brown, J. Separation of viable schizont-infected red cells of Plasmodium falciparum from human blood. Ann. Trop. Med. Parasitol. 72, 87-88 (1978).
  14. Pertoft, H. Fractionation of cells and subcellular particles with Percoll. J. Biochem. Biophys. Methods. 44 (1-2), 1-30 (2000).
  15. Paul, F., Roath, S., Melville, D., Warhurst, D. C., Osisanya, J. O. S. Separation of malaria-infected erythrocytes from whole blood: use of a selective high-gradient magnetic separation technique. The Lancet. 318, 70-71 (1981).
  16. Trang, D. T., Huy, N. T., Kariu, T., Tajima, K., Kamei, K. One-step concentration of malarial parasite-infected red blood cells and removal of contaminating white blood cells. Malar. J. 3, 7 (2004).
  17. Nillni, E. A., Londner, M. V., Spira, D. T. A simple method for separation of uninfected erythrocytes from those infected with Plasmodium berghei and for isolation of artificially released parasites. Z. Parasitenkd. 64, 279-284 (1981).

Play Video

Cite This Article
Coronado, L. M., Tayler, N. M., Correa, R., Giovani, R. M., Spadafora, C. Separation of Plasmodium falciparum Late Stage-infected Erythrocytes by Magnetic Means. J. Vis. Exp. (73), e50342, doi:10.3791/50342 (2013).

View Video