Elektrophysiologische Reaktionen der Riechzellen auf Duftstoffe können bei Insekten mit einzelnen Sensillum Aufnahmen gemessen werden. In diesem Video-Artikel werden wir zeigen, wie man einzelne Sensillum Aufnahmen in den Antennen der Fruchtfliege führen (<em> Drosophila melanogaster</em>) Und der oberen Palpen der Malaria-Mücke (<em> Anopheles gambiae</em>).
Der Geruchssinn ist für Insekten wichtig, Nahrungsmittel, Kollegen, Raubtiere, und Eiablage Seiten 3 zu finden. Insect Riechzellen (OSN) sind in Sinneshärchen genannte Sensillen, die die Oberfläche des Geruchsorgane Abdeckung umschlossen. Die Oberfläche jedes Sensillum ist mit winzigen Poren bedeckt, durch die Geruchs-und Pass lösen sich in einer Flüssigkeit namens Sensillum Lymphe, welche die sensorischen Dendriten der OSN in einem bestimmten Sensillum untergebracht badet. Die OSN Dendriten ausdrückliche Geruchsrezeptoren (OR)-Proteine, die in Insekten Funktion als Geruchs-gesteuerte Ionenkanäle 4, 5. Das Zusammenspiel von Geruchsstoffen mit ORs entweder erhöht oder verringert den basalen Feuerrate der OSN. Diese neuronale Aktivität in Form von Aktionspotentialen verkörpert die erste Darstellung der Qualität, Intensität und zeitlichen Eigenschaften des Geruchs 6, 7.
Angesichts der leichten Zugang zu diesen Sinneshärchen, ist es möglich, extrazelluläre Ableitungen von einzelnen OSNs durch die Einführung einer Aufnahme-Elektrode in die Sensillum Lymphe, während die Referenz-Elektrode in die Lymphe des Auges oder Körper des Insekts platziert ist durchzuführen. In Drosophila, Sensillen Haus zwischen einem und vier OSNs, aber jeder OSN zeigt typischerweise eine charakteristische Spitze Amplitude. Spike Sortierung Techniken machen es möglich, Aufstocken Antworten auf individuelle OSNs zuweisen. Diese Single Sensillum Aufnahme (SSR)-Technik überwacht die Potentialdifferenz zwischen den Sensillum Lymphe und die Referenzelektrode als elektrische Spikes, die durch den Rezeptor-Aktivität auf OSNs 1, 2, 8 erzeugt werden. Änderungen in der Anzahl der Spikes in Reaktion auf den Duftstoff bilden die zelluläre Basis der Duftkodierung in Insekten. Hier beschreiben wir das Verfahren zur Herstellung derzeit in unserem Labor verwendet werden, um SSR auf Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae durchzuführen, und zeigen repräsentative Spuren durch die Geruchsstoffe in einer Sensillum-spezifische Weise induziert.
Olfaktorische Signale werden von Organismen verwendet werden, um Nahrung, potenzielle Partner und Raubtieren zu erkennen. Riechzellen (OSN) sind die ersten Relais-Center zwischen externen Reizen und höheren Zentren des Gehirns, wo die Informationen weiterverarbeitet wird. In Drosophila melanogaster und Anopheles gambiae sind OSNs leicht zugänglich und ihre elektrische Aktivität kann überwacht werden, während durch Geruch Puffs stimuliert werden.
Die einzigen Sensillum …
Material Name | Tipo | Company | Catalogue Number | Comment |
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Paraffin oil | Odors | Fluka | 76235 | |
High purity odors (>98%) | Odors | Sigma-Aldrich | Methyl acetate #296996 1-octen-3-ol #74950 |
|
Filter paper strips | Odors | Fisherbrand | 05-714-1 | Chromatography paper |
Connectors | Odors | Cole-Parmer | EW-06365-40 | 1/16×1/8″ |
Glass vials | Odors | Agilent Technologies | 5182-0556 | |
Air line plastic tubing | Odor Delivery | Python Products | 500PAL | |
1 serological pipette | Odor Delivery | Corning | 4101 | 10 mL |
Plastic tubing | Odor Delivery | Cole-Parmer | EW-06418-0 | 0.050″x0.090″OD |
Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes | Odor Delivery | FisherBrand | 13-678-20A | 5-3/4 inches |
Programmable stimulus controller | Odor Delivery | Syntech | CS-55 | |
Anti-vibration table | Electrophysiology Equipment | TMC | 63533 | 36”Wx30”Dx29”H |
Faraday cage | Electrophysiology Equipment | TMC | MI8133303 | |
Inverted microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon | E600FN ECLIPSE | Recording microscope |
10x and 100x objectives | Electrophysiology Equipment | Nikon | 10x Plan Fluor 100x L Plan | |
Dissecting microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon | EZ645 | electrode sharpening/insect prep microscope |
Magnetic stands | Electrophysiology Equipment | Newport | MODEL 150 | |
IDAC | Electrophysiology Equipment | Syntech | IDAC-4 | |
Acquisition software | Electrophysiology Equipment | Syntech | Autospike | |
1 macromanipulator | Electrophysiology Equipment | NARISHIGE | MN-151 | Joystick manipulator Used for positioning reference electrode |
1 micromanipulator | Electrophysiology Equipment | EXFO | PCS-6000 | Used for positioning recording electrode |
Crocodile clip | Electrophysiology Equipment | Pomona | AL-B-12-0 | |
Electric cable | Electrophysiology Equipment | Pomona | B-36-0 | Test Cable Assembly |
2 electrode holders | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode |
AC probe | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Universal single ended probe (10xAC) |
Tungsten electrodes | Electrophysiology Equipment | Microprobes | M210 | straight tungsten rods, 0.005“x3“ |
Potassium hydroxide | Electrophysiology Equipment | Sigma-Aldrich | 221473 | |
Syringe | Electrophysiology Equipment | BD | 301625 | 20 mL |
Power supply | Electrophysiology Equipment | WILD HEERBRUGG 6V 40W | e.g MTR32 | |
Vertical puller | Insect prep | Narishige | PB-7 | |
Razor blade | Insect prep | VWR | 55411-050 | |
Dental wax | Insect prep | Patterson | 091-1503 | |
Microscope slide | Insect prep | FisherBrand | 12-550A | |
Cover glass | Insect prep | FisherBrand | 12-541A | 18X18 #1.5 |
Polypropylene mesh | Insect prep | Small Parts inc. | CMP-0500-B | |
Glass electrode | Insect prep | Frederick Haer & Co. | 27-32-0-075 | Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm |
Double-sided tape (3M) | Insect prep | 3M | MMM6652P3436 | Double-sided tape (3M) |
Forceps | Insect prep | Fine Science Tools | 021×0053 | Dumont #5 Mirror Finish Forceps |
Small plastic cup | Insect prep | VWR | 89009-662 | 7 x 5.7 (23/4 x 21/4) |
Electric aspirator | Insect prep | Gempler’s | RHM200 |