Risposte elettrofisiologiche dei neuroni sensoriali olfattivi di odori può essere misurata in insetti utilizzando registrazioni sensillum singolo. In questo articolo il video ci mostrerà come eseguire registrazioni sensillum singolo nelle antenne del moscerino della frutta (<em> Drosophila melanogaster</em>) E la palpi mascellari della zanzara della malaria (<em> Anopheles gambiae</em>).
L'olfatto è essenziale per gli insetti di trovare cibo, compagni, predatori e siti di deposizione delle uova 3. Insetti neuroni olfattivi sensoriali (OSNs) sono racchiusi in peli sensoriali chiamati sensilli, che coprono la superficie degli organi olfattivi. La superficie di ogni sensillum è coperta di minuscoli pori, attraverso i quali passano odoranti e si dissolvono in un liquido chiamato linfa sensillum, che bagna i dendriti sensoriali della OSNs ospitato in un sensillum dato. I dendriti OSN esprimere recettore odorizzante (OR) proteine, che in funzione di insetti come odore canali ionici 4, 5. L'interazione di odoranti con OR aumenta o diminuisce la velocità basale cottura della OSN. Questa attività neuronale, sotto forma di potenziali d'azione rappresenta la prima rappresentazione della qualità, intensità e caratteristiche temporali del odorizzante 6, 7.
Dato il facile accesso a questi peli sensoriali, è possibile effettuare registrazioni extracellulari da OSNs singolo con l'introduzione di un elettrodo di registrazione nella linfa sensillum, mentre l'elettrodo di riferimento si trova nella linfa degli occhi o del corpo dell'insetto. In Drosophila, sensilli casa da uno a quattro OSNs, ma ogni OSN mostra tipicamente un caratteristico picco di ampiezza. Tecniche di ordinamento Spike permettono di assegnare le risposte spiking a OSNs individuali. Questo singolo registrazione sensillum (SSR) tecnica controlla la differenza di potenziale tra la linfa sensillum e l'elettrodo di riferimento come picchi elettrici che vengono generati dall'attività recettore sulla OSNs 1, 2, 8. Cambiamenti nel numero di picchi in risposta alla odorizzante rappresentare la base cellulare di odore di codifica negli insetti. Qui, descriviamo il metodo di preparazione attualmente in uso nel nostro laboratorio per eseguire SSR sulla Drosophila melanogaster e Anopheles gambiae, e mostrano tracce di rappresentanza indotta dalla odoranti in un sensillum specifico modo.
Stimoli olfattivi vengono utilizzati dagli organismi di identificare fonti di cibo, potenziali compagni, e predatori. Neuroni sensoriali olfattivi (OSNs) sono al centro primo relè tra stimoli esterni e centri superiori del cervello dove le informazioni vengono successivamente trattati. In Drosophila melanogaster e Anopheles gambiae, OSNs sono facilmente accessibili e la loro attività elettrica possono essere monitorati, mentre stimolato da sbuffi odore.
Il singolo di regi…
Material Name | Tipo | Company | Catalogue Number | Comment |
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Paraffin oil | Odors | Fluka | 76235 | |
High purity odors (>98%) | Odors | Sigma-Aldrich | Methyl acetate #296996 1-octen-3-ol #74950 |
|
Filter paper strips | Odors | Fisherbrand | 05-714-1 | Chromatography paper |
Connectors | Odors | Cole-Parmer | EW-06365-40 | 1/16×1/8″ |
Glass vials | Odors | Agilent Technologies | 5182-0556 | |
Air line plastic tubing | Odor Delivery | Python Products | 500PAL | |
1 serological pipette | Odor Delivery | Corning | 4101 | 10 mL |
Plastic tubing | Odor Delivery | Cole-Parmer | EW-06418-0 | 0.050″x0.090″OD |
Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes | Odor Delivery | FisherBrand | 13-678-20A | 5-3/4 inches |
Programmable stimulus controller | Odor Delivery | Syntech | CS-55 | |
Anti-vibration table | Electrophysiology Equipment | TMC | 63533 | 36”Wx30”Dx29”H |
Faraday cage | Electrophysiology Equipment | TMC | MI8133303 | |
Inverted microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon | E600FN ECLIPSE | Recording microscope |
10x and 100x objectives | Electrophysiology Equipment | Nikon | 10x Plan Fluor 100x L Plan | |
Dissecting microscope | Electrophysiology Equipment | Nikon | EZ645 | electrode sharpening/insect prep microscope |
Magnetic stands | Electrophysiology Equipment | Newport | MODEL 150 | |
IDAC | Electrophysiology Equipment | Syntech | IDAC-4 | |
Acquisition software | Electrophysiology Equipment | Syntech | Autospike | |
1 macromanipulator | Electrophysiology Equipment | NARISHIGE | MN-151 | Joystick manipulator Used for positioning reference electrode |
1 micromanipulator | Electrophysiology Equipment | EXFO | PCS-6000 | Used for positioning recording electrode |
Crocodile clip | Electrophysiology Equipment | Pomona | AL-B-12-0 | |
Electric cable | Electrophysiology Equipment | Pomona | B-36-0 | Test Cable Assembly |
2 electrode holders | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode |
AC probe | Electrophysiology Equipment | Syntech | N/A | Universal single ended probe (10xAC) |
Tungsten electrodes | Electrophysiology Equipment | Microprobes | M210 | straight tungsten rods, 0.005“x3“ |
Potassium hydroxide | Electrophysiology Equipment | Sigma-Aldrich | 221473 | |
Syringe | Electrophysiology Equipment | BD | 301625 | 20 mL |
Power supply | Electrophysiology Equipment | WILD HEERBRUGG 6V 40W | e.g MTR32 | |
Vertical puller | Insect prep | Narishige | PB-7 | |
Razor blade | Insect prep | VWR | 55411-050 | |
Dental wax | Insect prep | Patterson | 091-1503 | |
Microscope slide | Insect prep | FisherBrand | 12-550A | |
Cover glass | Insect prep | FisherBrand | 12-541A | 18X18 #1.5 |
Polypropylene mesh | Insect prep | Small Parts inc. | CMP-0500-B | |
Glass electrode | Insect prep | Frederick Haer & Co. | 27-32-0-075 | Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm |
Double-sided tape (3M) | Insect prep | 3M | MMM6652P3436 | Double-sided tape (3M) |
Forceps | Insect prep | Fine Science Tools | 021×0053 | Dumont #5 Mirror Finish Forceps |
Small plastic cup | Insect prep | VWR | 89009-662 | 7 x 5.7 (23/4 x 21/4) |
Electric aspirator | Insect prep | Gempler’s | RHM200 |