Summary

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

Published: February 17, 2010
doi:

Summary

Las respuestas electrofisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas a los olores pueden ser medidos en los insectos a partir de grabaciones individuales sensillum. En este artículo de vídeo vamos a demostrar cómo realizar grabaciones individuales sensillum en las antenas de la mosca del vinagre (<em> Drosophila melanogaster</em>) Y los palpos maxilares del mosquito de la malaria (<em> Anopheles gambiae</em>).

Abstract

El sentido del olfato es esencial para los insectos para encontrar los alimentos, los compañeros, los depredadores, y tres sitios de oviposición. Insectos neuronas olfativas sensoriales (OSN) se incluyen en pelos sensoriales llamados sensilla, que cubren la superficie de los órganos olfativos. La superficie de cada sensillum está cubierta de pequeños poros, a través del cual pasan los odorantes y se disuelven en un líquido llamado linfa sensillum, que baña las dendritas sensorial de la OSN ubicado en un sensillum dado. Las dendritas OSN expresa odorante del receptor (OR) de las proteínas, que en función de los insectos como los canales iónicos olor-4, 5. La interacción de las sustancias odoríferas con RUP, aumenta o disminuye la frecuencia de disparo basal de la OSN. Esta actividad neuronal en forma de potenciales de acción representa la primera representación de la calidad, la intensidad y características temporales de la sustancia odorífera 6, 7.

Teniendo en cuenta el fácil acceso a estos pelos sensoriales, es posible realizar grabaciones extracelulares de OSN solo por la introducción de un electrodo de registro en la linfa sensillum, mientras que el electrodo de referencia se sitúa en los ganglios linfáticos del ojo o del cuerpo del insecto. En Drosophila, sensilla casa entre una y cuatro OSN, pero cada OSN suele mostrar una característica de amplitud pico. Técnicas de clasificación de Spike permiten asignar las respuestas a clavar OSN individual. Este registro único sensillum (SSR) técnica monitorea la diferencia de potencial entre la linfa sensillum y el electrodo de referencia como los picos eléctricos que se generan por la actividad de los receptores de OSN 1, 2, 8. Los cambios en el número de picos en la respuesta al olor representan las bases celulares de la codificación de olores en los insectos. Aquí se describe el método de preparación se utilizan actualmente en nuestro laboratorio para llevar a cabo en la República Socialista Soviética de Drosophila melanogaster y el Anopheles gambiae, y mostrar las huellas representante inducida por los odorantes de una manera sensillum específicos.

Protocol

1. Diluciones olor La mayoría de los olores son solubles en aceite de parafina. Sin embargo, DMSO o etanol también puede utilizarse como disolventes alternativos para los olores particulares. Prepare las diluciones adecuadas (por ejemplo, volumen 01:10: volumen, v: v) de olores puros en frascos de vidrio. La mayoría de las diluciones de olor son estables a temperatura ambiente, pero por muy volátiles, es mejor hacer diluciones de trabajo sobre una base semanal. Cada sensillum responde a los olores diferen…

Discussion

Señales olfativas son utilizadas por los organismos para identificar las fuentes de alimentos, posibles parejas, y los depredadores. Las neuronas sensoriales olfativas (OSN) es el centro de primer relevo entre los estímulos externos y los centros superiores del cerebro donde se ve la información procesada. En Drosophila melanogaster y el Anopheles gambiae, OSN son fácilmente accesibles y su actividad eléctrica se puede monitorizar mientras estimulado por bocanadas de olor.

<p class="jove_conte…

Materials

Material Name Tipo Company Catalogue Number Comment
Paraffin oil Odors Fluka 76235  
High purity odors (>98%) Odors Sigma-Aldrich   Methyl acetate
#296996
1-octen-3-ol
#74950
Filter paper strips Odors Fisherbrand 05-714-1 Chromatography paper
Connectors Odors Cole-Parmer EW-06365-40 1/16×1/8″
Glass vials Odors Agilent Technologies 5182-0556  
Air line plastic tubing Odor Delivery Python Products 500PAL  
1 serological pipette Odor Delivery Corning 4101 10 mL
Plastic tubing Odor Delivery Cole-Parmer EW-06418-0 0.050″x0.090″OD
Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes Odor Delivery FisherBrand 13-678-20A 5-3/4 inches
Programmable stimulus controller Odor Delivery Syntech CS-55  
Anti-vibration table Electrophysiology Equipment TMC 63533 36”Wx30”Dx29”H
Faraday cage Electrophysiology Equipment TMC MI8133303  
Inverted microscope Electrophysiology Equipment Nikon E600FN ECLIPSE Recording microscope
10x and 100x objectives Electrophysiology Equipment Nikon 10x Plan Fluor 100x L Plan  
Dissecting microscope Electrophysiology Equipment Nikon EZ645 electrode sharpening/insect prep microscope
Magnetic stands Electrophysiology Equipment Newport MODEL 150  
IDAC Electrophysiology Equipment Syntech IDAC-4  
Acquisition software Electrophysiology Equipment Syntech Autospike  
1 macromanipulator Electrophysiology Equipment NARISHIGE MN-151 Joystick manipulator
Used for positioning reference electrode
1 micromanipulator Electrophysiology Equipment EXFO PCS-6000 Used for positioning recording electrode
Crocodile clip Electrophysiology Equipment Pomona AL-B-12-0  
Electric cable Electrophysiology Equipment Pomona B-36-0 Test Cable Assembly
2 electrode holders Electrophysiology Equipment Syntech N/A Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode
AC probe Electrophysiology Equipment Syntech N/A Universal single ended probe (10xAC)
Tungsten electrodes Electrophysiology Equipment Microprobes M210 straight tungsten rods, 0.005“x3“
Potassium hydroxide Electrophysiology Equipment Sigma-Aldrich 221473  
Syringe Electrophysiology Equipment BD 301625 20 mL
Power supply Electrophysiology Equipment WILD HEERBRUGG 6V 40W e.g MTR32  
Vertical puller Insect prep Narishige PB-7  
Razor blade Insect prep VWR 55411-050  
Dental wax Insect prep Patterson 091-1503  
Microscope slide Insect prep FisherBrand 12-550A  
Cover glass Insect prep FisherBrand 12-541A 18X18 #1.5
Polypropylene mesh Insect prep Small Parts inc. CMP-0500-B  
Glass electrode Insect prep Frederick Haer & Co. 27-32-0-075 Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm
Double-sided tape (3M) Insect prep 3M MMM6652P3436 Double-sided tape (3M)
Forceps Insect prep Fine Science Tools 021×0053 Dumont #5 Mirror Finish Forceps
Small plastic cup Insect prep VWR 89009-662 7 x 5.7 (23/4 x 21/4)
Electric aspirator Insect prep Gempler’s RHM200  

Referências

  1. Boeckh, J. Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera). Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).
  2. Schneider, D., Hecker, E. Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes. Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).
  3. Touhara, K., Vosshall, L. B. Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors. Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).
  4. Sato, K. Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels. Nature. 452, 1002-1006 (2008).
  5. Wicher, D. Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels. Nature. 452, 1007-1011 (2008).
  6. Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna. Cell. 117, 965-979 (2004).
  7. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  8. Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. Insect olfactory receptors. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).
  9. de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. Odor coding in the Drosophila antenna. Neuron. 30, 537-552 (2001).
  10. Lu, T. Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae. Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).
  11. Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant. Nature. 427, 212-213 (2004).
  12. Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system. Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).
  13. Fishilevich, E., Vosshall, L. B. Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe. Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).

Play Video

Citar este artigo
Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725, doi:10.3791/1725 (2010).

View Video