Co-culture des cellules de la Colombie-Britannique : La culture des cellules cancéreuses du sein avec des fragments d’os pour étudier la prolifération des cellules cancéreuses

Commencez par placer un morceau de cire d’os dans deux plaques de culture cellulaire étiquetées comme test et contrôle. Pipette une quantité appropriée de bioluminescence exprimant les cellules cancéreuses du sein à chaque centre de plaque et d’incuber les plaques pour une durée spécifique pour faciliter l’attachement cellulaire. Placez une petite explantation osseuse sur la cire osseuse dans la plaque d’essai et fixez-la en appliquant une pression.

Versez lentement un milieu de culture cellulaire avec du sérum bovin fœtal, un supplément de croissance, de chaque côté de plaque pour submerger l’explantation et incuber à 37 degrés Celsius pour une durée spécifique. Le tissu osseux de la plaque d’essai libère des facteurs solubles, tels que les cytokines et la kinase SRC, qui attirent les cellules cancéreuses du sein, ce qui entraîne leur migration. Ajouter un substrat à chaque assiette et placer les plaques sur une chambre d’imagerie de bioluminescence.

La cellule cancéreuse exprimant la protéine bioluminescente oxyde le substrat et émet de la lumière. Quantifier la prolifération en mesurant le total des photons émis par chaque cellule à l’aide du logiciel. Les cellules cancéreuses de la plaque d’essai devraient proliférer plus rapidement que les cellules de la plaque de contrôle. Dans le protocole suivant, nous co-culture des cellules cancéreuses du sein adjacentes aux explantations osseuses du fémur pour mesurer la prolifération des cellules mammaires.

Pour cette expérience, préparez une suspension cellulaire du cancer du sein avec 100 000 cellules par 50 microlitres de DMEM plus 10 % de FBS. En outre, préparer des bouchons de cire osseuse pour immobiliser les fragments d’os. À l’aide des extrémités coupées d’une pointe de micropipette, conserver les bouchons dans une boîte de Pétri. Ensuite, avec des forceps transférer les bouchons dans une plaque de six puits et à l’aide d’un gant stérile, appuyez sur les bouchons dans la position de 12 heures.

Ensuite, pipette 50 microlitres de la suspension cellulaire dans le centre de chaque puits. Placez la plaque dans un incubateur de culture tissulaire pendant 45 minutes pour favoriser l’attachement cellulaire. Pendant que la plaque couve, extraire les fragments d’os. Avec les cellules attachées à la plaque, placez les fragments de tissu osseux sur la cire osseuse dans 3 puits, et appuyez chacun vers le bas à l’aide du rongeur. Trois puits sans fragment servent de contrôles.

Ensuite, ajoutez lentement cinq millilitres de DMEM plus 10% FBS à la paroi de chaque puits. Les fragments de cire osseuse et d’os ne doivent pas être délogés. Puis incuber la culture pendant 20 à 24 heures. Le lendemain, imagez les cellules. Ajoutez d’abord 300 microgrammes par millilitre de luciferine à chaque puits, puis imagez immédiatement la plaque à l’aide d’une plate-forme d’imagerie IVIS.