Summary

Het isoleren van immuuncellen uit de hersenen en de schedel van muizen

Published: July 26, 2024
doi:

Summary

Om de immuunrespons op hersenaandoeningen te onderzoeken, is een veelgebruikte benadering het analyseren van veranderingen in immuuncellen. Hier worden twee eenvoudige en effectieve protocollen gegeven voor het isoleren van immuuncellen uit muizen hersenweefsel en schedelbeenmerg.

Abstract

Er zijn steeds meer aanwijzingen dat de immuunrespons die wordt veroorzaakt door hersenaandoeningen (bijv. Hersenischemie en auto-immuunencefalomyelitis) niet alleen in de hersenen voorkomt, maar ook in de schedel. Een belangrijke stap in de richting van het analyseren van veranderingen in immuuncelpopulaties in zowel de hersenen als het beenmerg van de schedel na hersenbeschadiging (bijv. beroerte) is het verkrijgen van voldoende aantallen hoogwaardige immuuncellen voor stroomafwaartse analyses. Hier worden twee geoptimaliseerde protocollen geboden voor het isoleren van immuuncellen uit de hersenen en het beenmerg van de schedel. De voordelen van beide protocollen worden weerspiegeld in hun eenvoud, snelheid en werkzaamheid bij het opleveren van een grote hoeveelheid levensvatbare immuuncellen. Deze cellen kunnen geschikt zijn voor een reeks stroomafwaartse toepassingen, zoals celsortering, flowcytometrie en transcriptomische analyse. Om de effectiviteit van de protocollen aan te tonen, werden immunofenotyperingsexperimenten uitgevoerd op beroerte-hersenen en normaal hersenschedelbeenmerg met behulp van flowcytometrie-analyse, en de resultaten kwamen overeen met bevindingen uit gepubliceerde studies.

Introduction

De hersenen, de centrale spil van het zenuwstelsel, worden beschermd door de schedel. Onder de schedel bevinden zich drie lagen bindweefsel die bekend staan als de hersenvliezen – de dura mater, arachnoïdale mater en pia mater. Cerebrospinale vloeistof (CSF) circuleert in de subarachnoïdale ruimte tussen de arachnoïde mater en pia mater, waardoor de hersenen worden gedempt en ook afvalstoffen worden verwijderd via het glymfatisch systeem 1,2. Samen zorgt deze unieke architectuur voor een veilige en ondersteunende omgeving die de stabiliteit van de hersenen behoudt en deze beschermt tegen mogelijk letsel.

De hersenen worden al lang beschouwd als immuunbevoorrecht. Dit idee is echter gedeeltelijk verlaten omdat er steeds meer bewijs is dat aangeeft dat, naast residente microglia in het parenchym, de grenzen van de hersenen, inclusief de plexus choroideus en de hersenvliezen, een breed scala aan immuuncellen herbergen. Deze cellen spelen een cruciale rol bij het handhaven van de homeostase, het bewaken van de gezondheid van de hersenen en het initiëren van de immuunrespons op hersenletsel. Recente bevindingen geven met name aan dat de schedel betrokken is bij de immuniteit van hersenvliezen en kan bijdragen aan de immuunrespons in de hersenen na letsel. In 2018 deden Herisson et al. een baanbrekende ontdekking van directe vasculaire kanalen die het beenmerg van de schedel met de hersenvliezen verbinden, waardoor een anatomische route voor leukocytenmigratie wordt vastgesteld 4,5. Later toonden Cugurra et al. aan dat veel myeloïde cellen (bijv. monocyten en neutrofielen) en B-cellen in de hersenvliezen niet afkomstig zijn uit het bloed6. Met behulp van technieken zoals calvaria-botflaptransplantatie en selectieve bestralingsregimes, leverden de auteurs overtuigend bewijs dat het beenmerg van de schedel dient als een lokale bron voor myeloïde cellen in de hersenvliezen en als als CZS-parenchymna CZS-letsel. Verder stelde een andere studie voor dat meningeale B-cellen constant worden gevoed door het beenmergvan de schedel 7. Meer recentelijk is een nieuwe structuur, de arachnoïdale manchetuitgang (ACE) genoemd, geïdentificeerd als een directe toegangspoort tussen de dura mater en de hersenen voor het verkeer van immuuncellen.

Deze opwindende bevindingen hebben belangrijke implicaties voor de oorsprong van infiltrerende immuuncellen in de gewonde hersenen (bijvoorbeeld na ischemische beroerte). Een grote hoeveelheid bewijs heeft aangetoond dat na een beroerte veel immuuncellen de hersenen infiltreren, wat bijdraagt aan zowel acute hersenbeschadiging als chronisch hersenherstel. Het conventionele idee is dat deze cellen circulerende leukocyten in het bloed zijn die de hersenen infiltreren, wat grotendeels wordt vergemakkelijkt door door een beroerte veroorzaakte schade aan de bloed-hersenbarrière. Dit idee is echter aangevochten. In één onderzoek werden immuuncellen in de schedel en het scheenbeen van muizen anders gelabeld, en 6 uur na een beroerte werd een significant grotere afname van neutrofielen en monocyten gevonden in de schedel vs. het scheenbeen en meer van de schedel afgeleide neutrofielen waren aanwezig in de ischemische hersenen. Deze gegevens suggereren dat in de acute beroertefase neutrofielen in de ischemische hersenen voornamelijk afkomstig zijn uit het beenmerg van de schedel4. Interessant is dat CSF deze migratie kan begeleiden. Inderdaad, twee recente rapporten toonden aan dat CSF signaalsignalen van de hersenen rechtstreeks via schedelkanalen naar het beenmerg van de schedel kan doorgeven en celmigratie en hematopoëse in het beenmerg van de schedel kan instrueren na CZS-letsel 9,10.

In het licht van deze recente bevindingen is het belangrijk geworden om veranderingen in immuuncellen in zowel de hersenen als het beenmerg van de schedel te analyseren bij het bestuderen van de immuunrespons op hersenaandoeningen. Bij dergelijke onderzoeken zijn voldoende aantallen hoogwaardige immuuncellen nodig voor stroomafwaartse analyses zoals celsortering, flowcytometrie-analyse en single-cell RNA-sequencing (scRNA-seq). Hier is het algemene doel om twee geoptimaliseerde procedures te presenteren voor het bereiden van eencellige suspensies uit hersenweefsel en schedelbeenmerg. Het is belangrijk op te merken dat de calvaria (voorhoofdsbeen, achterhoofdsbeen en pariëtale botten) van de schedel meestal worden gebruikt om beenmerg te extraheren, en dit beenmerg wordt in dit onderzoek specifiek schedelbeenmerg genoemd.

Protocol

Het protocol is goedgekeurd door het Duke Institute Animal Care and Use Committee (IACUC). Mannelijke C57Bl/6 muizen (3-4 maanden oud; 22-28 g) werden gebruikt in de huidige studie. De details van de reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel. 1. Eencellige suspensie uit de hersenen van muizen OPMERKING: Figuur 1 illustreert het overzicht van het protocol voor het isoleren van…

Representative Results

Om immuuncellen uit het hersenweefsel van muizen te bereiden, levert het protocol over het algemeen cellen op met een hoge levensvatbaarheid (84,1% ± 2,3% [gemiddelde ± SD]). Ongeveer 70%-80% van deze cellen is CD45-positief. In de normale muizenhersenen zijn bijna alle CD45+-cellen microglia (CD45LowCD11b+), zoals verwacht. Dit protocol is in het laboratorium gebruikt voor verschillende toepassingen, waaronder flowcytometrie-analyse, fluorescentie-geactiveerde celsortering (FACS) en sc…

Discussion

Hier worden twee eenvoudige maar effectieve protocollen gepresenteerd voor het isoleren van immuuncellen uit de hersenen en het beenmerg van de schedel. Deze protocollen kunnen op betrouwbare wijze een grote hoeveelheid levensvatbare immuuncellen opleveren die geschikt kunnen zijn voor diverse stroomafwaartse toepassingen, met name voor flowcytometrie.

Om neuro-inflammatie bij verschillende hersenaandoeningen te bestuderen, zijn er veel protocollen voor immuuncelpreparaten uit de hersenen opge…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We danken Kathy Gage voor haar uitstekende redactionele bijdrage. De illustratiefiguren zijn gemaakt met BioRender.com. Deze studie werd ondersteund door fondsen van de afdeling Anesthesiologie (Duke University Medical Center) en NIH-beurzen NS099590, HL157354 en NS127163.

Materials

0.5 mL microcentrifuge tubes VWR 76332-066
1.5 mL microcentrifuge tubes VWR 76332-068
15 mL conical tubes Thermo Fisher Scientific 339651
18 G x 1 in BD PrecisionGlide Needle BD Biosciences 305195
1x HBSS Gibco 14175-095
50 mL conical tubes Thermo Fisher Scientific 339653
96-well V-bottom microplate  SARSTEDT 82.1583
AURORA  flow cytometer Cytek bioscience
BSA Fisher BP9706-100
CD11b-AF594 BioLegend 101254 1:500 dilution
CD19-BV785 BioLegend 115543 1:500 dilution
CD19-FITC BioLegend 115506 1:500 dilution
CD3-APC BioLegend 100312 1:500 dilution
CD3-PE BioLegend 100206 1:500 dilution
CD45-Alex 700 BioLegend 103128 1:500 dilution
CD45-BV421 Biolegend 103133 1:500 dilution
Cell Strainer 70 um Avantor 732-2758
Dressing Forceps  V. Mueller NL1410
EDTA Invitrogen 15575-038
Fc Block Biolegend 101320 1:100 dilution
Forceps Roboz RS-5047
LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit Thermo Fisher Scientific N7167 1:500 dilution
Ly6G-BV421 BioLegend 127628 1:500 dilution
Ly6G-PerCp-cy5.5 BioLegend 127615 1:500 dilution
NK1.1-APC-cy7 BioLegend 108723 1:500 dilution
Percoll (density gradient medium) Cytiva 17089101
Phosphate buffer saline (10x) Gibco 70011-044
RBC Lysis Buffer (10x) BioLegend 420302
Scissors SKLAR 64-1250
WHEATON Dounce Tissue, 15 mL Size DWK Life Sciences 357544

References

  1. Bohr, T., et al. The glymphatic system: Current understanding and modeling. iScience. 25 (9), 104987 (2022).
  2. Jiang-Xie, L. F., et al. Neuronal dynamics direct cerebrospinal fluid perfusion and brain clearance. Nature. 627 (8002), 157-164 (2024).
  3. Goertz, J. E., Garcia-Bonilla, L., Iadecola, C., Anrather, J. Immune compartments at the brain’s borders in health and neurovascular diseases. Semin Immunopathol. 45 (3), 437-449 (2023).
  4. Herisson, F., et al. Direct vascular channels connect skull bone marrow and the brain surface enabling myeloid cell migration. Nat Neurosci. 21 (9), 1209-1217 (2018).
  5. Mazzitelli, J. A., et al. Skull bone marrow channels as immune gateways to the central nervous system. Nat Neurosci. 26 (12), 2052-2062 (2023).
  6. Cugurra, A., et al. Skull and vertebral bone marrow are myeloid cell reservoirs for the meninges and CNS parenchyma. Science. 373 (6553), eabf7844 (2021).
  7. Brioschi, S., et al. Heterogeneity of meningeal b cells reveals a lymphopoietic niche at the CNS borders. Science. 373 (6553), eabf9277 (2021).
  8. Smyth, L. C. D., et al. Identification of direct connections between the dura and the brain. Nature. 627, 165-173 (2024).
  9. Mazzitelli, J. A., et al. Cerebrospinal fluid regulates skull bone marrow niches via direct access through dural channels. Nat Neurosci. 25 (5), 555-560 (2022).
  10. Pulous, F. E., et al. Cerebrospinal fluid can exit into the skull bone marrow and instruct cranial hematopoiesis in mice with bacterial meningitis. Nat Neurosci. 25 (5), 567-576 (2022).
  11. Li, R., et al. Mouse cardiac arrest model for brain imaging and brain physiology monitoring during ischemia and resuscitation. J Vis Exp. (194), e65340 (2023).
  12. Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. J Am Heart Assoc. 10 (11), e019142 (2021).
  13. Li, X., et al. Single-cell transcriptomic analysis of the immune cell landscape in the aged mouse brain after ischemic stroke. J Neuroinflammation. 19 (1), 83 (2022).
  14. Wang, Y. C., et al. Perk (protein kinase RNA-like er kinase) branch of the unfolded protein response confers neuroprotection in ischemic stroke by suppressing protein synthesis. Stroke. 51 (5), 1570-1577 (2020).
  15. Posel, C., Moller, K., Boltze, J., Wagner, D. C., Weise, G. Isolation and flow cytometric analysis of immune cells from the ischemic mouse brain. J Vis Exp. 108, e53658 (2016).
  16. Srakocic, S., et al. Proposed practical protocol for flow cytometry analysis of microglia from the healthy adult mouse brain: Systematic review and isolation methods’ evaluation. Front Cell Neurosci. 16, 1017976 (2022).
  17. Disano, K. D., et al. Isolating central nervous system tissues and associated meninges for the downstream analysis of immune cells. J Vis Exp. 159, e61166 (2020).
  18. Mattei, D., et al. Enzymatic dissociation induces transcriptional and proteotype bias in brain cell populations. Int J Mol Sci. 21 (21), (2020).
  19. Mcgill, C. J., Lu, R. J., Benayoun, B. A. Protocol for analysis of mouse neutrophil netosis by flow cytometry. STAR Protoc. 2 (4), 100948 (2021).
  20. Su, Y., et al. Meningeal immunity and neurological diseases: New approaches, new insights. J Neuroinflammation. 20 (1), 125 (2023).
  21. Niu, C., et al. Mechanical isolation of neonatal and adult mouse dura leukocytes for flow cytometry analysis. STAR Protoc. 4 (2), 102272 (2023).
  22. Roussel-Queval, A., Rebejac, J., Eme-Scolan, E., Paroutaud, L. A., Rua, R. Flow cytometry and immunohistochemistry of the mouse dural meninges for immunological and virological assessments. STAR Protoc. 4 (1), 102119 (2023).
  23. Louveau, A., Filiano, A. J., Kipnis, J. Meningeal whole mount preparation and characterization of neural cells by flow cytometry. Curr Protoc Immunol. 121 (1), e50 (2018).

Play Video

Cite This Article
Zhang, R., Zhang, J., Rehman, A. U., Dang, L., Yu, X., Yang, W. Isolating Immune Cells from Mouse Brain and Skull. J. Vis. Exp. (209), e66861, doi:10.3791/66861 (2024).

View Video