Summary

Direkt observation och automatiserad mätning av klyvöppningar på Pseudomonas syringae pv. tomat DC3000 i Arabidopsis thaliana

Published: February 09, 2024
doi:

Summary

Här presenterar vi en enkel metod för direkt observation och automatiserad mätning av klyvöppningarnas svar på bakterieinvasion i Arabidopsis thaliana. Denna metod utnyttjar en bärbar klyvöppning tillsammans med en bildanalyspipeline som är utformad för bladbilder som tas av enheten.

Abstract

Klyvöppningar är mikroskopiska porer som finns i växtens bladepidermis. Reglering av klyvöppningar är avgörande inte bara för att balansera koldioxidupptaget för fotosyntes och transpirrationell vattenförlust utan också för att begränsa bakterieinvasionen. Medan växter stänger klyvöppningar vid igenkänning av mikrober, patogena bakterier, såsom Pseudomonas syringae pv. tomat DC3000 (PTO), öppna de stängda klyvöppningarna igen för att komma åt bladets inre. I konventionella analyser för att bedöma klyvöppningarnas svar på bakterieinvasion flyter bladepidermal peeling, bladskivor eller lossnade blad på bakteriell suspension, och sedan observeras klyvöppningar under ett mikroskop följt av manuell mätning av klyvöppningen. Dessa analyser är dock besvärliga och kanske inte återspeglar klyvöppningarnas reaktioner på naturlig bakterieinvasion i ett blad som är fäst vid växten. Nyligen utvecklades en bärbar bildenhet som kan observera klyvöppningar genom att nypa ett blad utan att lossa det från växten, tillsammans med en djupinlärningsbaserad bildanalyspipeline som är utformad för att automatiskt mäta klyvöppningar från bladbilder som fångats av enheten. Här, med utgångspunkt i dessa tekniska framsteg, introduceras en ny metod för att bedöma klyvöppningarnas svar på bakterieinvasion i Arabidopsis thaliana . Denna metod består av tre enkla steg: sprayinokulering av Pto som efterliknar naturliga infektionsprocesser, direkt observation av klyvöppningar på ett blad av den PTO-inokulerade växten med hjälp av den bärbara avbildningsenheten och automatiserad mätning av klyvöppningar med hjälp av bildanalyspipelinen. Denna metod användes framgångsrikt för att demonstrera klyvöppningar och återöppning under PTO-invasion under förhållanden som nära efterliknar den naturliga interaktionen mellan växter och bakterier.

Introduction

Klyvöppningar är mikroskopiska porer omgivna av ett par skyddsceller på ytan av blad och andra luftiga delar av växter. I ständigt föränderliga miljöer är reglering av klyvöppningarna central för att växter ska kunna kontrollera det koldioxidupptag som krävs för fotosyntesen på bekostnad av vattenförlust via transpiration. Kvantifiering av klyvöppningen har därför varit avgörande för att förstå växternas miljöanpassning. Att kvantifiera klyvöppningen är dock i sig tidskrävande och besvärligt eftersom det kräver mänskligt arbete för att upptäcka och mäta klyvöppningarnas porer i en bladbild som fångats av ett mikroskop. För att kringgå dessa begränsningar har olika metoder utvecklats för att underlätta kvantifieringen av klyvöppningar i Arabidopsis thaliana, en modellväxt som i stor utsträckning används för att studera klyvöppningarnas biologi 1,2,3,4,5,6. Till exempel kan en porometer användas för att mäta transpirationshastigheten som ett mått på klyvöppningarnas konduktans. Denna metod ger dock ingen direkt information om klyvöppningarnas antal och bländare som bestämmer klyvöppningarnas konduktans. Vissa studier har använt konfokalmikroskopitekniker som belyser klyvöppningar med hjälp av en fluorescerande aktinmarkör, ett fluorescerande färgämne eller cellväggsautofluorescens 1,2,3,4,5. Även om dessa metoder underlättar detektion av klyvöppningar, kan kostnaden för att både driva en konfokalmikroskopianläggning och förbereda mikroskopiprover vara ett hinder för rutinmässig tillämpning. I ett banbrytande arbete av Sai et al. utvecklades en modell för djupa neurala nätverk för att automatiskt mäta klyvöppningar från ljusfältsmikroskopiska bilder av A. thaliana epidermal peeling6. Ändå befriar denna innovation inte forskare från uppgiften att förbereda en epidermal peeling för mikroskopisk observation. Nyligen övervanns detta hinder genom att utveckla en bärbar bildenhet som kan observera klyvöppningar genom att nypa ett blad av A. thaliana, tillsammans med en djupinlärningsbaserad bildanalyspipeline som automatiskt mäter klyvöppningar från bladbilder som tagits av enheten7.

Klyvöppningar bidrar till växtens medfödda immunitet mot bakteriella patogener. Nyckeln till detta immunsvar är klyvöppningar som begränsar bakteriens inträde genom den mikroskopiska poren in i bladets inre, där bakteriella patogener förökar sig och orsakar sjukdomar8. Klyvöppningar induceras vid igenkänning av mikrobassocierade molekylära mönster (MAMP), immunogena molekyler som ofta är gemensamma för en klass av mikrober, av plasmamembranlokaliserade mönsterigenkänningsreceptorer (PRR)9. En epitop med 22 aminosyror av bakterieflagellin som kallas flg22 är en typisk MAMP som inducerar klyvöppningar genom att den känns igen av PRR FLS210. Som en motåtgärd, bakteriella patogener som Pseudomonas syringae pv. tomat DC3000 (PTO) och Xanthomonas campestris pv. Vesitoria har utvecklat virulensmekanismer för att öppna klyvöppningar 9,11,12. Dessa klyvöppningar mot bakteriella patogener har konventionellt analyserats i analyser där antingen bladepidermal peeling, bladskivor eller lossnade blad flyter på bakteriell suspension, och sedan observeras klyvöppningar under ett mikroskop följt av manuell mätning av klyvöppningen. Dessa analyser är dock besvärliga och kanske inte återspeglar klyvöppningar på naturlig bakterieinvasion som uppstår i ett blad som är fäst vid växten.

Här presenteras en enkel metod för att undersöka klyvöppningar och återöppningar under PTO-invasion under förhållanden som nära efterliknar den naturliga interaktionen mellan växter och bakterier. Denna metod utnyttjar den bärbara avbildningsenheten för direkt observation av A. thaliana klyvöppningar på ett blad som är fäst vid växten inokulerad med PTO, tillsammans med bildanalyspipelinen för automatiserad mätning av klyvöppningar.

Protocol

1. Odla växter För att bryta vilan, återsuspendera A. thaliana (Col-0) frön i avjoniserat vatten och inkubera dem vid 4 °C i 4 dagar i mörker. Så fröna på jorden och odla i en kammare utrustad med vitt fluorescerande ljus. Bibehåll följande tillväxtförhållanden: temperatur på 22 °C, ljusintensitet på 6 000 lux (ca 100 μmol/m2/s) i 10 timmar och relativ luftfuktighet på 60 %. Vid behov, vattna växterna med ett flytande gödningsmedel. A…

Representative Results

Efter sprayinokulering av PTO:t observerades klyvöppningar på blad som satt fast på de inokulerade plantorna direkt av den bärbara klyvöppningen. Med hjälp av manuella och automatiserade mätningar användes samma bladbilder för att beräkna klyvöppningarnas öppning genom att ta förhållandet mellan bredd och längd på cirka 60 klyvöppningar. Manuella och automatiserade mätningar indikerade konsekvent en minskning av klyvöppningen hos Pto-inokulerade plantor jämfört med mockinokulerade p…

Discussion

Tidigare studier använde epidermal peeling, bladskivor eller lossnade blad för att undersöka klyvöppningarnas svar på bakterieinvasioner 9,11,12. Däremot utnyttjar den metod som föreslås i denna studie den bärbara klyvöppningen för att direkt observera klyvöppningar på ett blad som är fäst vid växten efter sprayinokulering av PTO, vilket efterliknar naturliga förhållanden för bakterieinvasion. Dessuto…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi tackar alla medlemmar i forskningsprojektet “Co-creation of plant adaptive traits via assembly of plant-microbe holobiont” för givande diskussioner. Detta arbete stöddes av Grant-in-Aid for Transformative Research Areas (21H05151 och 21H05149 till A.M. och 21H05152 till Y.T.) och Grant-in-Aid for Challenging Exploratory Research (22K19178 till A.M.).

Materials

Agar Nakarai tesque 01028-85
Airbrush kits ANEST IWATA MX2900 Accessory kits for SPRINT JET
Biotron Nippon Medical & Chemical Instruments LPH-411S Plant Growth Chamber with white fluorescent light
Glycerol Wako 072-00626
Half tray Sakata 72000113 A set of tray and lid
Hyponex Hyponex No catalogue number available Dilute the solution of Hyponex at a ratio of 1:2000 in deionized water for watering plants
Image J Natinal Institute of Health Download at https://imagej.nih.gov/ij/download.html Used for manual measurement of stomatal aperture
K2HPO4 Wako 164-04295
KCl Wako 163-03545
KOH Wako 168-21815 For MES-KOH
MES Wako 343-01621 For MES-KOH
Portable stomatal imaging device Phytometrics Order at https://www.phytometrics.jp/ Takagi et al.(2023) doi: 10.1093/pcp/pcad018.
Rifampicin Wako 185-01003 Dissolve in DMSO
Silwet-L77 Bio medical science BMS-SL7755 silicone surfactant used in spray inoculation
SPRINT JET ANEST IWATA IS-800 Airbrush used for spray inoculation
SuperMix A Sakata seed 72000083 Mix with Vermiculite G20 in equal proportions for preparing soil
Tryptone Nakarai tesque 35640-95
Vermiculite G20 Nittai No catalogue number available Mix with Super Mix A in equal proportions for preparing soil
White fluorescent light NEC FHF32EX-N-HX-S Used for Biotron

References

  1. Shimono, M., Higaki, T., Kaku, H., Shibuya, N., Hasezawa, S., Day, B. Quantitative evaluation of stomatal cytoskeletal patterns during the activation of immune signaling in Arabidopsis thaliana. PLoS One. 11, e0159291 (2016).
  2. Bourdais, G., et al. The use of quantitative imaging to investigate regulators of membrane trafficking in Arabidopsis stomatal closure. Traffic. 20 (2), 168-180 (2019).
  3. Higaki, T., Kutsuna, N., Hasezawa, S. CARTA-based semi-automatic detection of stomatal regions on an Arabidopsis cotyledon surface. Plant Morphology. 26 (1), 9-12 (2014).
  4. Eisele, J. F., Fäßler, F., Bürgel, F., Chaban, C. A. A rapid and simple method for microscopy-based stomata analyses. PLoS One. 11, e0164576 (2016).
  5. Chitraker, R., Melotto, M. Assessing stomatal response to live bacterial cells using whole leaf imaging. Journal of Visualized Experiments. 44, 2185 (2010).
  6. Sai, N., et al. StomaAI: an efficient and user-friendly tool for measurement of stomatal pores and density using deep computer vision. New Phytologist. 238 (2), 904-915 (2023).
  7. Takagi, M., et al. Image-based quantification of Arabidopsis thaliana stomatal aperture from leaf images. Plant and Cell Physiology. pcad018, (2023).
  8. Melotto, M., Zhang, L., Oblessuc, P. R., He, S. Y. Stomatal defense a decade later. Plant Physiology. 174 (2), 561-571 (2017).
  9. Melotto, M., Underwood, W., Koczan, J., Nomura, K., He, S. Y. Plant stomata function in innate immunity against bacterial invasion. Cell. 126 (5), 969-980 (2006).
  10. Zeng, W., He, S. A prominent role of the flagellin receptor FLAGELLIN-SENSING2 in mediating stomatal response to Pseudomonas syringae pv tomato DC3000 in Arabidopsis. Plant Physiology. 153 (3), 1188-1198 (2010).
  11. Zheng, X. Y., et al. Coronatine promotes Pseudomonas syringae virulence in plants by activating a signaling cascade that inhibits salicylic acid accumulation. Cell Host and Microbe. 11 (6), 587-596 (2012).
  12. Raffeiner, M., et al. The Xanthomonas type-III effector XopS stabilizes CaWRKY40a to regulate defense responses and stomatal immunity in pepper (Capsicum annuum). The Plant Cell. 34 (5), 1684-1708 (2022).
  13. Munemasa, S., Hauser, F., Park, J., Waadt, R., Brandt, B., Schroeder, J. I. Mechanisms of abscisic acid-mediated control of stomatal aperture. Current Opinion in Plant Biology. 28, 154-162 (2015).
  14. Förster, S., et al. Wounding-induced stomatal closure requires jasmonate-mediated activation of GORK K+ channels by a Ca2+ sensor-kinase CBL1-CIPK5 complex. Developmental Cell. 48 (1), 87-99 (2018).
  15. Cheng, Y. T., Zhang, L., He, S. Y. Plant-microbe interactions facing environmental challenge. Cell Host and Microbe. 26 (2), 183-192 (2019).

Play Video

Cite This Article
Hirata, R., Takagi, M., Toda, Y., Mine, A. Direct Observation and Automated Measurement of Stomatal Responses to Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 in Arabidopsis thaliana. J. Vis. Exp. (204), e66112, doi:10.3791/66112 (2024).

View Video