Summary

Utilisation de pincettes optiques doubles et de microfluidique pour les études sur une seule molécule

Published: November 18, 2022
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Summary

La biochimie visuelle à molécule unique étudiée à travers des chambres microfluidiques est grandement facilitée à l’aide d’un baril en verre, de seringues étanches aux gaz, de connexions stables de tubes aux cellules d’écoulement et d’élimination des bulles en plaçant des vannes de commutation entre les seringues et les tubes. Le protocole décrit deux pièges optiques qui permettent de visualiser les transactions d’ADN et les interactions intermoléculaires.

Abstract

La biochimie visuelle est une technique puissante pour observer les propriétés stochastiques d’enzymes uniques ou de complexes enzymatiques qui sont obscurcis dans la moyenne qui a lieu dans les études en phase en vrac. Pour réaliser la visualisation, deux pinces optiques, où un piège est fixe et l’autre mobile, sont focalisés dans un canal d’une chambre microfluidique multiflux positionnée sur la platine d’un microscope à fluorescence inversée. Les pinces optiques piègent des molécules uniques d’ADN marqué par fluorescence et un flux de fluide à travers la chambre et au-delà des billes piégées, étire l’ADN à la forme B (sous une force minimale, c’est-à-dire 0 pN) avec l’acide nucléique observé comme une ficelle blanche sur un fond noir. Les molécules d’ADN sont déplacées d’un flux à l’autre, en traduisant l’étage perpendiculairement à l’écoulement pour permettre l’initiation des réactions de manière contrôlée. Pour réussir, des dispositifs microfluidiques avec des canaux optiquement transparents sont accouplés à des seringues en verre maintenues en place dans une pompe à seringues. Les résultats optimaux utilisent des connecteurs collés en permanence à la cellule d’écoulement, des tubes mécaniquement rigides et résistants aux produits chimiques, et connectés à des vannes de commutation qui éliminent les bulles qui empêchent l’écoulement laminaire.

Introduction

La capacité de visualiser les interactions protéine-ADN au niveau d’une seule molécule et en temps réel a fourni des informations significatives sur la stabilité du génome 1,2. En plus de travailler avec des molécules d’ADN uniques une à la fois, la possibilité de visualiser les transactions entre molécules individuelles à proximité fournit des informations supplémentaires 3,4,5. La manipulation de molécules d’ADN supplémentaires nécessite à la fois des pièges optiques supplémentaires ainsi que des cellules à flux microfluidique multicanaux de haute qualité6.

Il existe plusieurs méthodes disponibles pour générer plus d’un piège optique. Il s’agit notamment des miroirs à balayage galvanométrique, des modulateurs optiques acoustiques et de l’optique diffractive, qui génèrent des pincettes optiques holographiques 4,7,8,9. Souvent, les miroirs de balayage et les modulateurs optiques acoustiques produisent des pièges à temps partagé. Dans la configuration décrite ici, le faisceau d’un seul laser Nd:YAG est divisé en polarisation, puis les miroirs à balayage laser galvanomètre contrôlent la position de ce que l’on appelle le piège mobile (Figure 1)4. Pour faciliter le positionnement des miroirs et des filtres pour diriger le faisceau de piégeage vers l’ouverture arrière de l’objectif du microscope, un laser HeNe est utilisé. Cela facilite l’alignement global car le faisceau HeNe est visible à l’œil nu, alors que les faisceaux infrarouges ne le sont pas. Le faisceau HeNe est également plus sûr à travailler, ce qui rend le positionnement des miroirs et d’autres composants moins stressant. Initialement, le trajet du faisceau de ce laser est séparé du faisceau de 1064 nm, mais est introduit dans le même trajet du faisceau, puis dans l’objectif du microscope. Une fois l’alignement physique atteint, le positionnement du faisceau de 1064 nm au-dessus du faisceau HeNe est effectué, ce qui est facilité par l’utilisation d’une visionneuse infrarouge et de divers outils d’imagerie du faisceau pour visualiser la position et la qualité du faisceau. Ensuite, l’expanseur de faisceau est introduit et le faisceau infrarouge expansé résultant est aligné sur l’ouverture arrière de l’objectif. Enfin, l’objectif est retiré et la puissance de chaque faisceau polarisé est mesurée et ajustée à l’aide de plaques d’onde λ/2 pour être égale (Figure 1C). Les mesures de puissance sont également effectuées une fois que l’objectif est retourné et il y a généralement une perte de puissance de 53%. Il y a cependant une puissance suffisante pour former des pièges optiques fixes et mobiles stables dans le plan focal (Figure 1D).

Pour imager les transactions d’ADN, les cellules à flux microfluidique jouent un rôle clé car elles permettent des mesures contrôlées au niveau de la molécule unique avec une résolution spatiale et temporelle élevée (Figure 2). Le terme microfluidique désigne la capacité de manipuler des fluides dans un ou plusieurs canaux de dimensions allant de 5 à 500 μm10,11. Le terme flux fait référence au fluide réel dans un canal et le canal fait référence au canal physique dans lequel un flux de fluide ou des flux se déplacent. La conception de cellules d’écoulement à canal unique a un canal physique commun où les réactions sont observées et il n’y a généralement qu’un seul flux de fluide présent. Ainsi, ces conceptions sont connues sous le nom de cellules d’écoulement à flux unique. En revanche, les cellules d’écoulement multiflux sont définies comme un dispositif microfluidique dans lequel deux canaux d’entrée ou plus convergent en un seul canal physique commun (figure 2A). À l’intérieur du canal commun, les flux de fluide qui proviennent des canaux individuels s’écoulent parallèlement les uns aux autres et restent séparés avec seulement un mélange minimal entre eux en raison de la diffusion (Figure 2B). Dans la majorité des configurations expérimentales, une seule pompe pousse les fluides dans chaque canal à la même vitesse. En revanche, lorsque la direction limite est utilisée, trois pompes ou plus, contrôlées indépendamment, poussent les fluides à travers les canaux. Cependant, chaque pompe fonctionne à une vitesse différente, mais le débit net dans le canal commun est constant12. Cela permet l’échange rapide des composants du canal principal simplement en modifiant la vitesse de la pompe.

En plus de l’écoulement laminaire, un autre facteur critique est le profil de vitesse parabolique dans le flux de fluide laminaire. La vitesse d’écoulement la plus élevée se produit au milieu du cours d’eau et la plus lente se produit près des surfaces (figure 2C)13. Ce profil doit être pris en compte pour étirer complètement une molécule d’ADN qui est attachée à une bille maintenue dans le flux pour une visualisation précise de l’ADN fluorescent et des analyses précises d’une seule molécule. Ici, l’ADN est étiré à la forme B et est maintenu en place sous 0 pN de force. Pour ce faire, la position du piège optique doit être focalisée à une position de 10 à 20 μm de la surface inférieure du couvercle (Figure 2D). Des précautions doivent être prises pour que la molécule d’ADN ne soit pas étirée au-delà de la forme B, car cela peut inhiber les réactions enzymatiques. Dans des conditions tampons typiques, 1 μm = 3 000 pb d’ADN14. De plus, en piégeant 10 à 20 μm de la lamelle de couverture, le complexe d’ADN est positionné loin de la surface, minimisant ainsi les interactions de surface.

De nombreuses méthodes ont été utilisées pour créer des canaux de dispositifs microfluidiques et celles-ci peuvent être effectuées en laboratoire ou des cellules d’écoulement peuvent être achetées auprès de sources commerciales 6,15,16,17. Les matériaux optimaux utilisés pour construire les cellules d’écoulement doivent être mécaniquement rigides, optiquement transparents avec une faible fluorescence et imperméables aux solvants organiques6. Fréquemment, le verre flotté borosilicaté ou la silice fondue sont utilisés pour fournir un environnement d’écoulement stable pendant une période prolongée qui convient au piégeage optique, à la visualisation et à la détection de force. Ces matériaux permettent également l’utilisation de solvants non aqueux (p. ex. méthanol de qualité spectrophotométrique) pour simplifier le mouillage de surface et l’élimination des bulles d’air, et de dénaturants (p. ex. chlorhydrate de guanidinium 6M) ou de détergents pour nettoyer la cellule d’écoulement. Enfin, les méthodes utilisées pour introduire des fluides dans les cellules d’écoulement varient des systèmes complexes de pompes à vide aux pompes à seringue unique 14,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27. Dans l’approche décrite ici, on utilise une pompe à seringue pouvant accueillir jusqu’à 10 seringues (figure 3A). Cela offre la flexibilité d’utiliser des cellules d’écoulement à canal unique ou des cellules d’écoulement avec plusieurs canaux d’entrée. Ici, une cellule d’écoulement à trois canaux est utilisée et est accouplée à des seringues maintenues en place sur la pompe à seringue à l’aide d’un tube en polyéther-éther-cétone (PEEK) (figure 3A-C). Le débit des fluides est contrôlé par des vannes de commutation à quatre voies et sert ainsi à minimiser l’introduction de bulles dans la cellule d’écoulement (Figure 3A,D). De plus, les seringues étanches aux gaz Hamilton qui ont des parois de verre rigides et des pistons revêtus de polytétrafluoroéthylène (PTFE) sont recommandées car elles fournissent un mouvement de piston exceptionnellement doux qui est essentiel pour obtenir un écoulement régulier14,27.

Dans le système expérimental décrit, des cellules d’écoulement avec deux à cinq canaux d’entrée ont été utilisées. Le nombre de canaux d’entrée est dicté par l’expérience en cours. Pour l’étude de RecBCD et Hop2-Mnd1, deux canaux de flux étaient suffisants 14,28. Pour l’hélicase, l’enzyme a été liée à l’extrémité libre de l’ADN et traduite en un flux contenant du magnésium et de l’ATP pour initier la translocation et le déroulement. Pour Hop2-Mnd1, l’ADN piégé optiquement a été traduit dans le flux de fluide adjacent contenant des protéines et un tampon ± ions métalliques divalents. L’utilisation de cellules d’écoulement à trois canaux permet de piéger l’ADN dans le flux 1, de traduire l’ADN dans le flux 2 pour permettre la liaison aux protéines, puis de lancer le flux 3 où l’ATP est présent, par exemple, pour déclencher des réactions. Une variante de ce qui précède consiste à utiliser une protéine marquée par fluorescence dans le canal 2, ce qui rend le flux de fluide complètement blanc et empêche la visualisation de l’ADN. Lorsque cette molécule est traduite dans le flux 3, les protéines et l’ADN sont maintenant visibles lorsque les réactions sont initiées.

L’utilisation de vannes de commutation à quatre voies pour contrôler le débit de fluide est un élément essentiel du système pour éliminer les bulles dans les cellules d’écoulement. Les bulles nuisent à la stabilité de l’écoulement des fluides car elles se contractent et se dilatent de manière imprévisible, ce qui entraîne des changements rapides de la vitesse d’écoulement et l’introduction de turbulences. Lorsque les vannes sont positionnées entre les seringues et le tube d’admission, le chemin d’écoulement est déconnecté en changeant la position de la vanne lorsque les seringues sont remplacées. Lorsque la nouvelle seringue est mise en place, le piston peut être enfoncé manuellement de sorte que >6 μL est éjecté (le volume mort de la valve) et cela élimine presque entièrement les bulles.

La fixation des connecteurs aux cellules d’écoulement est souvent l’étape limitant la vitesse dans l’utilisation des cellules d’écoulement. Nous décrivons l’utilisation de deux types de connecteurs : amovibles dits press-fit et permanents (assemblages nanoports). Les connecteurs amovibles sont simples à adhérer à une cellule d’écoulement et différents types de tubes flexibles en plus du PTFE recommandé peuvent être testés avec ces connecteurs. Il s’agit d’un moyen rapide et rentable de tester les tubes et les connecteurs sans sacrifier les cellules d’écoulement en verre plus coûteuses. En revanche, les assemblages nanoports sont fixés en permanence, résistent à des pressions allant jusqu’à 1 000 psi et, entre nos mains, leur utilisation est limitée aux tubes en PEEK de différents diamètres. Ce n’est pas un inconvénient car les tubes en PEEK sont utilisés de préférence. Une seule cellule d’écoulement en verre avec des assemblages permanents fixés peut être réutilisée pendant plus de 1 an avec une utilisation prudente.

Protocol

1. Alignement et test du piège laser avec des billes de polystyrène REMARQUE : Pour la configuration, reportez-vous à la figure 1A,B. ATTENTION : L’expérimentateur doit porter des lunettes de protection appropriées ou des lunettes de sécurité laser pendant l’alignement du faisceau laser. Comme le système de pince optique décrit ici utilise à la fois des faisceaux HeNe et IR, deux ensembles d…

Representative Results

Le test initial de l’alignement et de la résistance du piège est effectué avec des billes de polystyrène non fluorescentes de 1 μm. Étant donné que la plupart des recherches effectuées en laboratoire utilisent la fluorescence, nous testons davantage la résistance du piège en utilisant des billes de polystyrène vert dragon de 1 μm (figure 1D, E). Par la suite, les travaux passent au piégeage optique des complexes ADN-billes où l’ADN est coloré avec le color…

Discussion

L’assemblage soigneux du système d’écoulement est essentiel au succès des expériences 4,6. L’un des aspects les plus difficiles du protocole est la fixation des connecteurs à la surface du verre. Pour cela, nous utilisons les deux approches suivantes : les connecteurs de tubes press-fit et les assemblages nanoports. Les connecteurs press-fit adhèrent facilement au verre, puis poussent les tubes en PTFE dans les trous préformés à l’aide de pinces….

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

La recherche dans le laboratoire Bianco est soutenue par les subventions GM100156 et GM144414 des NIH à P.R.B.

Materials

100x objective Leica 506318 or 506038 Oil immersion lenses; Imaging and optical trapping only; Plan APO objectives optimized for fluorescence imaging
10X Objective Leica 506263 Used to locate laser beams spots during alignment; to find focus and X-Y position in flow cell
1 mm fluorescent beads Bangs Labs FSDG004 Used for tap performance, focal position determination
1 mm polystyrene beads Bangs Labs CPO1004 Used for trap performance evaluation and binding to biotinylated molecules
63x objective Leica 506081 Used to locate laser beams spots during alignment and to find focus and X-y position in flow cell; can be used for optical trapping as it has an identical back aperture diameter to the 100X; oil immersion lens
Alignment laser Lumentum 1100 series 10mW HeNe laser that is visible to the naked eye that is used to position optics
Beam alignment camera Amscope MU303 A simple, inexpensive and software controlled camera for imaging of the beam position
Camera control and Image capture software Hamamatsu HCImage Coordinates activities of the Lambda DG4 with the camera to facilitate rapid wavelength switching
Camera; Orca flash 4 Hamamatsu c13440-20cu CCD camera for imaging of single-molecule experiments
C-mount for the beam alignment camera Spot imaging solutions DE50CMT Provides optimal positioning of the camera for imaging of laser beams during alignment
C-mount for the Orca Flash 4 camera Has a retainer ring to hold an IR blocking filter in place. This eliminates reflected IR beam from the optical traps and facilitates clearer imaging of trapped objects.
Cy5  fluorescence filter cube Semrock cy5-404a-lsc-zero Used in conjunction with Lambda DG4 to image Cy5 only
Fitc-Txred  fluorescence filter cube Semrock fitc/txred-2x-b-000 Used in conjunction with Lambda DG4 to image FITC and TXRed
Fluidics tubing Grace Bio 46004 PTFE tubing as an alternate to PEEK; works well on some flow cells. Can be used with PDMS flow cells or glass flow cells when Grace Bio fit tubing connectors are used
GFP fluorescence filter cube Semrock gfp-3035b-lsc-zero Used in conjunction with Lambda DG4 to image GFP only
Glass flow cells Translume Custom Clear flow channels for imaging (Fig. 2E)
Glass glue Loctite 233841 Securely and easily bonds Nanoport assemblies to glass flow cells
Glass/PDMS sandwich flow cells CIDRA Precision services Custom design Flow cells built according to your specifications; imaging channels are clear (Fig. 2C)
Hamilton Cleaning solution Hamilton 18311 Gentle but efficient cleaning solution for glass flow cells; does not bubble when used carefully
Illumination system Sutter Instrument Lamda DG4 Discontinued so recommend Lambda 721
Illumination system Sutter Instrument Lamda DG4 Discontinued so recommend Lambda 721
Image analysis software Media cybernetics Image Pro Premiere Analysis of images and single molecule tracking
Image analysis software Fiji/NIH Image/Image J Shareware Analysis of images and single molecule tracking
Image display card Melles Griot 06 DLA 001 Alternate product from Thorlabs: VRC5
Immersion oil Zeiss 444960 Immersol 518 F fluorescence free
Laser beam alignment tools Thor labs FMP05/M; dgo5-1500-h1; BHM1  Used to ensure beams are horizontal and at the correct height
Laser beam viewer Canadian Photonics labs IR 3150 Used to image IR beam spots on mirrors and  targets
Laser power meter Thor labs Measurement of laser output as well as trap strength
Laser safety glasses (HeNe) Thor labs LG7 or 8 Blocks >3 OD units of light of wavelengths >600 nm
Laser safety glasses (IR) Thor labs LG11 Blocks >7 OD units of light of wavelengths ³1000 nm
Mcherry  fluorescence filter cube Semrock mcherry-a-lsc-zero Used in conjunction with Lambda DG4 to image mcherry only
Microscope Leica DMIRE2 DIC port removed to accommodate Dichroic trapping/alignment mirror
Microscope control software  UCSF/shareware uManager Controls the microscope, permits focal alignment of objectives as well as stage control
Nanoport assembly IDEX N333 Connectors that are bonded to flow cells
Optical table support Thor Labs PA52502 Active isolation table support
Optics and lenses Solar TII Various Interference mirrors, telescopes and lenses custom designed for the system
PDMS flow cells ufluidix Custom Flow cells built according to your specifications; imaging channels are clear (Figs. 2B and D)
PEEK tubing IDEX 1532 Provides excellent connection to flow cells and switching valves
Pinkel fluorescence filter cube Semrock lf488/543/635-3x-a-000 Used in conjunction with Lambda DG4 to image multiple fluorophores rapidly
Press fit tubing connectors GraceBio 46003 Clear silicone connector with adhesive that binds well to glass
Scanning mirrors GSI Lumonics VM500 Used to provide control of the second optical trap. GSI Lumonics no longer exists. Similar mirrors can be purchased from Cambridge Scientific
Stage Leica
Stage micrometer Electron Microscopy Sciences 68042-08 Provides on screen ruler for positioning of the beam and system calibration
Switching valves IDEX V-101T Control direction of fluid flow and eliminate introduction of bubbles into flow cells
Syringe and valve manifold Machine shop None Custom built
Syringe pump Harvard Apparatus PHD 2000 Controls fluid flow through flow cells
Syringe pump software Harvard Apparatus 70-6000 Flow control provides seamless, programmable control of fluid flow
Syringes Hamilton 81320 Gas-tight, PTFE Luer Lock, glass barrels with Teflon-coated plungers
Table top Thor Labs T36H Optical table top or breadboard
Trapping laser Newport/Spectra Physics J-series; BL106C Nd:YAG laser; 1064 nm; 5W laser

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Cite This Article
Bianco, P. R. Use of Dual Optical Tweezers and Microfluidics for Single-Molecule Studies. J. Vis. Exp. (189), e64023, doi:10.3791/64023 (2022).

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