Summary

Akut mushjärnslicing för att undersöka spontan hippocampal nätverksaktivitet

Published: August 28, 2020
doi:

Summary

Detta protokoll beskriver beredningen av horisontella hippocampal-entorhinal cortex (HEC) skivor från möss uppvisar spontana skarpa våg krusning verksamhet. Skivor inkuberas i en förenklad gränssnittskammare och inspelningar utförs under nedsänkta förhållanden med snabbt strömmande konstgjord cerebrospinalvätska för att främja vävnad syresättning och spontana uppkomsten av nätverksaktivitet.

Abstract

Akut gnagarhjärnslicing erbjuder ett dragbart experimentellt tillvägagångssätt för att få insikt i organisationen och funktionen hos neurala kretsar med encellsupplösning med hjälp av elektrofysiologi, mikroskopi och farmakologi. En viktig faktor i utformningen av in vitro-experiment är dock i vilken utsträckning olika segmentpreparat rekapitulerar naturalistiska mönster av neural aktivitet som observerats in vivo. I den intakta hjärnan genererar hippocampal-nätverket mycket synkroniserad populationsaktivitet som återspeglar djurets beteendetillstånd, vilket exemplifieras av de skarpa våg kruskomplexen (SWR) som uppstår under vakna fullbordanstillstånd eller icke-REM-sömn. Stållinor och andra former av nätverksaktivitet kan dyka upp spontant i isolerade hippocampalskivor under lämpliga förhållanden. För att tillämpa den kraftfulla verktygslådan för hjärnskivor på undersökningen av hippocampal nätverksaktivitet är det nödvändigt att använda ett tillvägagångssätt som optimerar vävnadshälsan och bevarandet av funktionell anslutning inom hippocampal-nätverket. Möss är transcardially perfused med kall sackaros-baserade konstgjorda cerebrospinal vätska. Horisontella skivor som innehåller hippocampus skärs med en tjocklek av 450 μm för att bevara synaptisk anslutning. Segment återställs i en kammare i gränssnittsstil och överförs till en nedsänkt kammare för inspelningar. Inspelningskammaren är utformad för dubbel ytsmfusion av konstgjord cerebrospinalvätska med hög flödeshastighet för att förbättra syresättningen av skivan. Detta protokoll ger frisk vävnad som är lämplig för undersökning av komplexa och spontana nätverksaktivitet in vitro.

Introduction

Elektrofysiologisk mätning från levande hippocampala skivor in vitro är ett kraftfullt experimentellt tillvägagångssätt med många fördelar. Experimenteraren kan använda ett mikroskop, mikromanipulatorer och ett inspelningssystem för att direkt visualisera och samla mätningar från enskilda nervceller i vävnaden. Vävnadsskivor är också mycket tillgängliga för fotostimulering eller läkemedelsleverans för optogenetiska, chemogenetiska eller farmakologiska experiment.

Hippocampal nätverket genererar mycket synkron befolkning aktivitet in vivo, synlig som svängningar i det extracellulära lokala fältet potential1,2,3,4,5. Brain slice metoder har utnyttjats för att få insikt i cellulära och krets mekanismer som ligger till grund för dessa neuronala nätverk svängningar. Grundläggande arbete från Maier et al. visade att skarpa våg-ripple komplex (SWRs) kan dyka upp spontant i skivor av ventral hippocampus6,7. Efterföljande studier från flera utredare har gradvis klarlagt många aspekter av SWR, inklusive neuromodulatorernas roll i att reglera nätverkstillståndet för hippocampus8,9,10 och de synaptiska mekanismerna som driver in vitro-återaktivering av neuronala ensembler som tidigare var aktiva under beteende in vivo11. Hjärnsegmentexperiment har också gett insikt i gammaområdets svängning (30–100 Hz), ett distinkt hippocampalt nätverkstillstånd som tros stödja minneskodning ochåterkalla 12,13. Slutligen, erkänner hippocampus centrala roll och associerade strukturer i patofysiologin för temporal lob epilepsi14,15, forskare har använt hippocampal slice preparat för att undersöka generering och spridning av epileptiform aktivitet. Carter et al. visat att kombinerade hippocampal-entorhinal cortex skivor beredda från kroniskt epileptiska djur kan spontant generera epileptiform utsläpp in vitro16. Därefter undersökte Karlócai et al. mekanismerna bakom epileptiforma utsläpp i hippocampal skivor med hjälp av modifierad konstgjord cerebrospinalvätska (ACSF) med ändrade jonkoncentrationer (minskad Mg2 + eller förhöjd K+) eller tillsatta läkemedel (4AP eller gabazin)17.

Utredare har utvecklat många hippocampal slice metoder som skiljer sig åt på viktiga sätt: (1) regionen hippocampus som finns i skivan (dorsala, mellanliggande eller ventrala); (2) Förekomst eller frånvaro av extrahippocampala vävnader såsom entorhinal cortex. (3) Den orientering som används för att skära skivor (koronal, sagittal, horisontell eller sned); och (4) de förhållanden under vilka vävnaden bibehålls efter skivning (helt nedsänkt i ACSF eller hålls i gränslandet mellan ACSF och fuktad, karbinrik luft).

Valet av vilken skivningsstrategi som ska användas bör bestämmas av försöksmålet. Till exempel har tvärgående eller koronala skivor av dorsala hippocampus som upprätthålls under nedsänkta förhållanden använts mycket effektivt för undersökning av intrahippocampalkretsar och synaptisk plasticitet18,19,20. Sådana preparat genererar dock inte spontant nätverksoscillationer lika lätt som skivor från ventral hippocampus21,22,23. Även om ett tillstånd av ihållande SWR-aktivitet kan induceras av ttanisk stimulering i tvärgående skivor från dorsala och ventrala hippocampus24, observeras spontana SWR lättare i ventralaskivor 7,25.

En inneboende fysiologisk och anatomisk skillnad mellan dorsala och ventrala hippocampus stöds av studier som utförs både in vivo och in vitro26. Inspelningar hos råttor visade starkt sammanhängande theta rytmer i hela dorsala och mellanliggande hippocampus, men dålig sammanhållning mellan ventral regionen och resten av hippocampus27. STÅL in vivo förökar sig lätt mellan dorsala och mellanliggande hippocampus, medan SWR som har sitt ursprung i ventral hippocampus ofta förblir lokala28. De associationsprojektioner som härrör från CA3 pyramidala nervceller som bor i dorsala och mellanliggande hippocampus projektet långa avstånd längs hippocampus längs längsgående axeln. CA3-prognoser från ventrala regioner är fortfarande relativt lokala och är därför mindre benägna att skäras av under skivningsprocessen29,30. Ventrala skivor kan därför bättre bevara det återkommande nätverk som krävs för att generera befolkningssynkronisering. Benägenheten hos ventrala skivor att generera spontana nätverksaktiviteter in vitro kan också återspegla högre inneboende excitabilitet av pyramidala nervceller eller svagare GABAergic hämning i ventrala hippocampus jämfört med mer dorsala regioner31. Faktum är att ventrala hippocampal skivor är mer mottagliga för epileptiform aktivitet32,33. Således har många studier av spontanafysiologiska 8,9,11,24 eller patologiska16,34,35,36 nätverkssvängningar traditionellt använt en horisontell skivning, ibland med en liten vinkel i fronto-occipital riktningen, vilket ger vävnadsskivor parallellt med ventrala hippocampus tvärplan.

Nätverksanslutningen påverkas oundvikligen av skivningsproceduren eftersom många celler i segmentet kommer att skäras av. Vinkeln och tjockleken på skivan och vävnaden som behålls i preparatet bör övervägas för att optimera anslutningen i kretsarna av intresse. Många studier har använt horisontella kombinerade hippocampal-entorhinal cortex skivor (HEC) för att utforska interaktioner mellan de två strukturerna i samband med fysiologiska eller patologiska nätverk svängningar. Roth et al. utförde dubbla inspelningar från CA1-delfältet i hippocampus och lager V av den mediala entorhinala cortex för att demonstrera spridning av SWR-aktivitet genom HEC-skivan37. Många studier av epileptiform aktivitet har använt HEC skiva förberedelse för att undersöka hur epileptiform utsläpp sprider sig genom corticohippocampal nätverk16,35,36,38. Det är viktigt att notera att bevarandet av den intakta corticohippocampal slingan inte är en förutsättning för spontana SWRs, epileptiform urladdningar eller gamma svängningar. nätverkssvängningar kan genereras i tvärgående skivor av dorsala eller ventrala hippocampus utan bifogade parahippocampalvävnader 21,22,23, 25,39,40,41. En viktigare faktor för den spontana generationen av nätverkssvängningar i hippocampal skivor kan vara tjockleken på varje skiva, eftersom en tjockare skiva (400-550 μm) kommer att bevara mer anslutning i CA2 / CA3 återkommande nätverk21,22,25.

Även om vinklade horisontella HEC-skivor (skurna med en cirka 12° vinkel i fronto-occipital riktning) har använts för att studera den funktionella anslutningen av corticohippocampalslingan 11,16,34,35,42, krävs sådana vinklade preparat inte för spontannätverksaktivitet 43,44,45. Användningen av ett vinklat skivplan gör det dock möjligt för prövaren att selektivt göra skivor som bäst bevarar de tvärgående orienterade lamellerna i antingen ventrala eller mellanliggande hippocampus, beroende på om en nedåt- eller uppåtriktad vinkel appliceras (figur 1). Detta tillvägagångssätt är konceptuellt likt det som används av Papatheodoropoulos et al., 2002, som dissekerade varje hippocampusfri och sedan använde en vävnadshacker för att skapa tvärgående skivor längs hela dorsala-ventrala axeln21. Mot bakgrund av de ovannämnda funktionella skillnaderna mellan ventrala och dorsala-mellanliggande hippocampus, bör utredare överväga anatomiska ursprunget för skivor när man utformar experiment eller tolkar resultat. Att använda en agarramp under skivningsproceduren är ett enkelt sätt att företrädesvis producera skivor från antingen mellanliggande eller ventral hippocampus.

Hippocampalskivor kan bibehållas i antingen en nedsänkt kammare (med vävnaden helt nedsänkt i ACSF) eller en kammare i gränssnittsstil (t.ex. Oslo eller Haas kammare, med skivor som endast täcks av en tunn film av flödande media). Gränssnittsunderhåll förbättrar syresättningen av vävnaden, vilket främjar neuronal överlevnad och möjliggör ihållande höga nivåer av interneuronal aktivitet. Traditionellt använder nedsänkta inspelningsförhållanden ett långsammare ACSF-flöde som inte ger tillräcklig vävnadssyresättning för stabilt uttryck av svängningar på nätverksnivå. I nedsänkta hippocampal skivor observeras carbachol-inducerad gamma oscillations endastövergående 46,47, medan de kan hållas stabilt i gränssnitt inspelningskammare10,48,49. Som sådan har många studier av komplex spontan aktivitet in vitro förlitat sig på gränssnitt inspelningskammare för att undersöka skarpa våg krusning komplex6,7,8,9,10,25,37, gamma svängningar10,13, och epileptiform aktivitet16,38,45,47.

I en inspelningskammare i nedsänkt stil kan ett nedsänkningsmikroskopmål användas för att visualisera enskilda celler och selektivt rikta in sig på friska celler för inspelningar. Den nedsänkta beredningen möjliggör också fin kontroll över cellmiljön, eftersom nedsänkning underlättar snabb diffusion av droger eller andra föreningar till vävnaden. Således utgör en modifierad metod där stabila nätverkssvängningar upprätthålls under nedsänkta förhållanden ett kraftfullt experimentellt tillvägagångssätt. Detta tillvägagångssätt exemplifieras av arbetet i Hájos et al., där hippocampal skivor återhämtar sig i en förenklad gränssnittsliknande hållkammare i flera timmar innan de överförs till en modifierad nedsänkt inspelningskammare med ett högt flöde av ACSF (~ 6 ml / min) för att förbättra syretillförselntill vävnaden 12,48,49. Under dessa förhållanden kan höga nivåer av interneuron aktivitet och stabila spontana nätverk svängningar upprätthållas i en nedsänkt inspelningskammare. Detta modifierade tillvägagångssätt gör det möjligt för utredarna att utföra visuellt guidade hela cell patch clamp inspelningar och karakterisera bidraget från morfologiskt identifierade celltyper till carbachol-inducerad gamma svängningar12. SWR kan också uppstå spontant i nedsänkta hippocampal skivor med en snabb flödeshastighet av ACSF11,48,49. Maier et al. visade att hippocampala skivor som återhämtade sig i en gränssnittskammare innan de överfördes till en nedsänkt inspelningskammare på ett tillförlitligt sätt uppvisade spontana SWR, medan skivor som återhämtade sig nedsänkta i en bägare före överföring till en nedsänkt inspelningskammare visade mindre framkallade fältsvar, lägre nivåer av spontana synaptiska strömmar och endast mycket sällan uppvisade spontana SWRs43. Schlingloff et al. använde denna förbättrade metodik för att demonstrera rollen av parvalbumin-uttrycka korgceller i genereringen av spontana SWRs44.

Följande protokoll presenterar en skivningsmetod genom vilken spontant aktiva nervceller i horisontella hippocampal skivor kan återvinnas under gränssnittsförhållanden och därefter upprätthållas i en nedsänkt inspelningskammare lämplig för farmakologiska eller optogenetiska manipuleringar och visuellt guidade inspelningar.

Protocol

Alla metoder som beskrivs här har godkänts av Institutional Animal Care and Use Committee vid Columbia University (AC-AAAU9451). 1. Förbered lösningar Bered sackarosskärningslösning för skivning enligt tabell 1.OBS: Efter att ha förberett 1 L sackaroslösning, frys in en liten mängd (ca 100–200 ml) i en isbricka. Dessa frusna sackarosisbitar blandas i ett isigt slam (se steg 4.3). Förbered konstgjord cerebrospinalvätska (AC…

Representative Results

Presenteras här är representativa inspelningar från HEC-segment som utarbetats enligt beskrivningen i detta protokoll. Efter återvinning i en gränssnittskammare(figur 1C)överförs skivorna individuellt till en nedsänkt inspelningskammare(figur 2B). Inspelningskammaren levereras med karbagenmättad ACSF med hjälp av en peristaltisk pump (figur 2A). Pumpen drar först ACSF från en håll bägare i en uppvärmd reservoar. Carbo…

Discussion

Det finns flera steg i detta skivningsprotokoll som är utformat för att främja vävnadshälsa och gynna uppkomsten av spontan naturalistisk nätverksaktivitet: musen är transcardially perfused med kyld sackaros skärlösning; Horisontella entorhinal cortex (HEC) skivor skärs med en tjocklek av 450 μm från mellanliggande eller ventrala hippocampus; skivor återhämtar sig vid gränssnittet mellan uppvärmd ACSF och fuktad, karbinrik luft; Under inspelningarna överfuseras skivorna med ACSF som värms upp till 32 °…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Författaren vill tacka Steve Siegelbaum för stödet. Finansieringen tillhandahålls av 5R01NS106983-02 samt 1 F31 NS113466-01.

Materials

3D printer Lulzbot LulzBot TAZ 6
Acute brain slice incubation holder NIH 3D Print Exchange 3DPX-001623 Designed by ChiaMing Lee, available at https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623
Adenosine 5′-triphosphate magnesium salt Sigma Aldrich A9187-500MG
Ag-Cl ground pellets Warner 64-1309, (E205)
agar Becton, Dickinson 214530-500g
ascorbic acid Alfa Aesar 36237
beaker (250 mL) Kimax 14000-250
beaker (400 mL) Kimax 14000-400
biocytin Sigma Aldrich B4261
blender Oster BRLY07-B00-NP0
Bonn scissors, small becton, Dickinson 14184-09
borosilicate glass capillaries with filament (O.D. 1.5 mm, I.D. 0.86 mm, length 10 cm) Sutter Instruments BF150-86-10HP Fire polished capillaries are preferable.
calcium chloride solution (1 M) G-Biosciences R040
camera Olympus OLY-150
compressed carbogen gas (95% oxygen / 5% carbon dioxide) Airgas X02OX95C2003102
compressed oxygen Airgas OX 200
constant voltage isolated stimulator Digitimer Ltd. DS2A-Mk.II
coverslips (22×50 mm) VWR 16004-314
cyanoacrylate adhesive Krazy Glue KG925 Ideally use the brush-on form for precision
data acquisition software Axograph N/A Any equivalent software (e.g. pClamp) would work.
Dell Precision T1500 Tower Workstation Desktop Dell N/A Catalog number will depend on specific computer – any computer will work as long as it can run electrophysiology acquisition software.
Digidata 1440A Molecular Devices 1-2950-0367
digital timer VWR 62344-641 4-channel Traceable timer
disposable absorbant pads VWR 56616-018
dissector scissors Fine Science Tools 14082-09
double-edge razor blades Personna BP9020
dual automatic temperature controller Warner Instrument Corporation TC-344B
dual-surface or laminar-flow optimized recording chamber N/A N/A The chamber presented in this protocol is custom made. A commercial equivalent would be the RC-27L from Warner Instruments.
equipment rack Automate Scientific FR-EQ70" A rack is not strictly necessary but useful for organizing electrophysiology
Ethylene glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-teetraacetic acid (EGTA) Sigma Aldrich 324626-25GM
filter paper Whatman 1004 070
fine scale Mettler Toledo XS204DR
Flaming/Brown micropipette puller Sutter Instruments P-97
glass petri dish (100 x 15 mm) Corning 3160-101
glucose Fisher Scientific D16-1
Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrate Sigma Aldrich G8877-250MG
ice buckets Sigma Aldrich BAM168072002-1EA
isoflurane vaporizer General Anesthetic Services Tec 3
lab tape Fisher Scientific 15-901-10R
lens paper Fisher Scientific 11-996
light source Olympus TH4-100
magnesium chloride solution (1 M) Quality Biological 351-033-721EA
magnetic stir bars Fisher Scientific 14-513-56 Catalog number will be dependent on the size of the stir bar.
micromanipulator Luigs & Neumann SM-5
micromanipulator (manual) Scientifica LBM-2000-00
microscope Olympus BX51WI
microspatula Fine Science Tools 10089-11
monitor Dell 2007FPb
MultiClamp 700B Microelectrode Amplifier Molecular Devices MULTICLAMP 700B The MultiClamp 700B should include headstages, pipette holders, and a model cell.
N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-(2-ethanesulfonic acid), (HEPES) Sigma Aldrich H3375-25G
needle (20 gauge, 1.5 in length) Becton, Dickinson 305176
nylon filament YLI Wonder Invisible Thread 212-15-004 size 0.004. This cat. # is from Amazon.com
nylon mesh Warner Instruments Corporation 64-0198
perstaltic pump Harvard Apparatus 70-2027
Phosphocreatine di(tris) salt Sigma Aldrich P1937-1G
pipette holders Molecular Devices 1-HL-U
platinum wire World Precision PT0203
polylactic acid (PLA) filament Ultimaker RAL 9010
potassium chloride Sigma Aldrich P3911-500G
potassium gluconate Sigma Aldrich 1550001-200MG
potassium hydroxide Sigma Aldrich 60377-1KG
razor blades VWR 55411-050
roller clamp World Precision Instruments 14041
scale Mettler Toledo PM2000
scalpel handle Fine Science Tools 10004-13
slice harp Warner SHD-26GH/2
sodium bicarbonate Fisher Chemical S233-500
sodium chloride Sigma Aldrich S9888-1KG
sodium phosphate monobasic anhydrous Fisher Chemical S369-500
sodium pyruvate Fisher Chemical BP356-100
spatula VWR 82027-520
spatula/spoon, large VWR 470149-442
sterile scalpel blades Feather 72044-10
stirrer / hot plate Corning 6795-220
stopcock valves, 1-way World Precision Instruments 14054
stopcock valves, 3-way World Precision Instruments 14036
sucrose Acros Organics AC177142500
support for swivel clamps Fisher Scientific 14-679Q
surgical scissors, sharp/blunt Fine Science Tools 14001-12
syringe (1 mL) Becton, Dickinson 309659
syringe (60 mL with Luer-Lok tip) Becton, Dickinson 309653
three-pronged clamp Fisher Scientific 05-769-8Q
tissue forceps, large Fine Science Tools 11021-15
tissue forceps, small Fine Science Tools 11023-10
transfer pipettes Fisher Scientific 13-711-7M
tubing Tygon E-3603 ID 1/16 inch, OD 3/16 inch
tubing Tygon R-3603 ID 1/8 inch, OD 1/4 inch
vacuum grease Dow Corning 14-635-5D
vibrating blade microtome Leica VT 1200S
vibration-dampening table with faraday cage Micro-G / TMC-ametek 2536-516-4-30PE
volumetric flask (1 L) Kimax KIM-28014-1000
volumetric flask (2 L) PYREX 65640-2000
warm water bath VWR 1209
 

References

  1. Buzsáki, G., Lai-Wo, S., Vanderwolf, C. H. Cellular bases of hippocampal EEG in the behaving rat. Brain Research Reviews. 6, 139-171 (1983).
  2. Buzsáki, G. Hippocampal sharp waves: Their origin and significance. Brain Research. 398, 242-253 (1986).
  3. Buzsáki, G., Horváth, Z., Urioste, R., Hetke, J., Wise, K. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
  4. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
  5. Buzsáki, G. Hippocampal sharp wave-ripple: A cognitive biomarker for episodic memory and planning. Hippocampus. 25, 1073 (2015).
  6. Maier, N., et al. Reduction of high-frequency network oscillations (ripples) and pathological network discharges in hippocampal slices from connexin 36-deficient mice. Journal of Physiology. 541, 521-528 (2002).
  7. Maier, N., Nimmrich, V., Draguhn, A. Cellular and network mechanisms underlying spontaneous sharp wave-ripple complexes in mouse hippocampal slices. Journal of Physiology. 550, 873-887 (2003).
  8. ul Haq, R., et al. Adrenergic modulation of sharp wave-ripple activity in rat hippocampal slices. Hippocampus. 22, 516-533 (2012).
  9. ul Haq, R., et al. Serotonin dependent masking of hippocampal sharp wave ripples. Neuropharmacology. 101, 188-203 (2016).
  10. Maier, P., Kaiser, M. E., Grinevich, V., Draguhn, A., Both, M. Differential effects of oxytocin on mouse hippocampal oscillations in vitro. European Journal of Neuroscience. 44, 2885-2898 (2016).
  11. Mizunuma, M., et al. Unbalanced excitability underlies offline reactivation of behaviorally activated neurons. Nature Neuroscience. 17, 503-505 (2014).
  12. Hájos, N., et al. Spike timing of distinct types of GABAergic interneuron during hippocampal gamma oscillations in vitro. Journal of Neuroscience. 24, 9127-9137 (2004).
  13. Geschwill, P., et al. Synchronicity of excitatory inputs drives hippocampal networks to distinct oscillatory patterns. Hippocampus. , (2020).
  14. Rutecki, P. A., Grossmann, R. G., Armstrong, D., Irish-Loewen, S. Electrophysiological connections between the hippocampus and entorhinal cortex in patients with complex partial seizures. Journal of Neurosurgery. 70, 667-675 (1989).
  15. Lothman, E. W., Bertram, E. H., Stringer, J. L. Functional anatomy of hippocampal seizures. Progress in Neurobiology. 37, 1-82 (1991).
  16. Carter, D. S., Deshpande, L. S., Rafiq, A., Sombati, S., Delorenzo, R. J. Characterization of spontaneous recurrent epileptiform discharges in hippocampal – cortical slices prepared from chronic epileptic animals. Seizure: European Journal of Epilepsy. 20, 218-224 (2011).
  17. Karlócai, M. R., et al. Physiological sharp wave-ripples and interictal events in vitro: What’s the difference. Brain. 137, 463-485 (2014).
  18. Leroy, F., et al. Input-timing-dependent plasticity in the hippocampal CA2 region and its potential role in social memory. Neuron. 95, 1089-1102 (2017).
  19. Sun, Q., et al. Proximodistal heterogeneity of hippocampal CA3 pyramidal neuron intrinsic properties, connectivity, and reactivation during memory recall. Neuron. 95, 656-672 (2017).
  20. Masurkar, A. V., et al. Medial and lateral entorhinal cortex differentially excite deep versus superficial CA1 pyramidal neurons. Cell Reports. 18, 1-13 (2017).
  21. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous, low frequency (∼2-3 Hz) field activity generated in rat ventral hippocampal slices perfused with normal medium. Brain Research Bulletin. 57, 187-193 (2002).
  22. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous GABAA-dependent synchronous periodic activity in adult rat ventral hippocampal slices. Neuroscience Letters. 319, 17-20 (2002).
  23. Kubota, D., Colgin, L. L., Casale, M., Brucher, F. A., Lynch, G. Endogenous waves in hippocampal slices. Journal of Neurophysiology. 89, 81-89 (2003).
  24. Behrens, C. J., Van Den Boom, L. P., De Hoz, L., Friedman, A., Heinemann, U. Induction of sharp wave – complexes in vitro and reorganization of hippocampal networks. Nature Neuroscience. 8, 1560-1567 (2005).
  25. Kouvaros, S., Papatheodoropoulos, C. Prominent differences in sharp waves, ripples and complex spike bursts between the dorsal and the ventral rat hippocampus. 신경과학. 352, 131-143 (2017).
  26. Strange, B. A., Witter, M. P., Lein, E. S., Moser, E. I. Functional organization of the hippocampal longitudinal axis. Nature Reviews Neuroscience. 15, 655-669 (2014).
  27. Patel, J., Fujisawa, S., Berényi, A., Royer, S., Buzsáki, G. Traveling Theta Waves along the Entire Septotemporal Axis of the Hippocampus. Neuron. 75, 410-417 (2012).
  28. Patel, J., Schomburg, E. W., Berényi, A., Fujisawa, S., Buzsáki, G. Local generation and propagation of ripples along the septotemporal axis of the hippocampus. Journal of Neuroscience. 33, 17029-17041 (2013).
  29. Fricke, R., Cowan, W. M. An autoradiographic study of the commissural and ipsilateral hippocampo-dentate projections in the adult rat. Journal of Comparative Neurology. 181, 253-269 (1978).
  30. Ishizuka, N. O. R., Weber, J., Amaral, D. G. Organization of intrahippocampal projections originating from CA3 pyramidal cells in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 623, 580-623 (1990).
  31. Papatheodoropoulos, C. Electrophysiological evidence for long-axis intrinsic diversification of the hippocampus. Frontiers in Bioscience – Landmark. 23, 109-145 (2018).
  32. Gilbert, M., Racine, R. J., Smith, G. K. Epileptiform burst responses in ventral vs dorsal hippocampal slices. Brain Research. 361, 389-391 (1985).
  33. Papatheodoropoulos, C., Moschovos, C., Kostopoulos, G. Greater contribution of N-methyl-D-aspartic acid receptors in ventral compared to dorsal hippocampal slices in the expression and long-term maintenance of epileptiform activity. 신경과학. 135, 765-779 (2005).
  34. Jones, R. S. G., Heinemann, U. Synaptic and intrinsic responses of medial entorhinal cortical cells in normal and magnesium-free medium in vitro. Journal of Neurophysiology. 59, (1988).
  35. Rafiq, A., Delorenzo, R. J., Coulter, D. A. Generation and propagation of epileptiform discharges in a combined entorhinal cortex / hippocampal slice. Journal of Neurophysiology. 70, 1962-1974 (1993).
  36. Stoop, R., Pralong, E. Functional connections and epileptic spread between hippocampus, entorhinal cortex and amygdala in a modified horizontal slice preparation of the rat brain. European Journal of Neuroscience. 12, 3651-3663 (2000).
  37. Roth, F. C., Beyer, K. M., Both, M., Draguhn, A., Egorov, A. V. Downstream effects of hippocampal sharp wave ripple oscillations on medial entorhinal cortex layer V neurons in vitro. Hippocampus. 26, 1493-1508 (2016).
  38. Bertsche, A., Bruehl, C., Pietz, J., Draguhn, A. Region- and pattern-specific effects of glutamate uptake blockers on epileptiform activity in rat brain slices. Epilepsy Research. 88, 118-126 (2010).
  39. Wu, C., Shen, H., Luk, W. P., Zhang, L. A fundamental oscillatory state of isolated rodent hippocampus. Journal of Physiology. 540, 509-527 (2002).
  40. Colgin, L. L., Jia, Y., Sabatier, J. M., Lynch, G. Blockade of NMDA receptors enhances spontaneous sharp waves in rat hippocampal slices. Neuroscience Letters. 385, 46-51 (2005).
  41. Ellender, T. J., Nissen, W., Colgin, L. L., Mann, E. O., Paulsen, O. Priming of hippocampal population bursts by individual perisomatic-targeting interneurons. The Journal of Neuroscience. 30, 5979-5991 (2010).
  42. Xiong, G., Metheny, H., Johnson, B. N., Cohen, A. S. A. Comparison of different slicing planes in preservation of major hippocampal pathway fibers in the mouse. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 1-17 (2017).
  43. Maier, N., Morris, G., Johenning, F. W., Schmitz, D. An approach for reliably investigating hippocampal sharp wave-ripples in vitro. PLoS One. 4, 6925 (2009).
  44. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. Journal of Neuroscience. 34, 11385-11398 (2014).
  45. McCloskey, D. P., Scharfman, H. E. Progressive, potassium-sensitive epileptiform activity in hippocampal area CA3 of pilocarpine-treated rats with recurrent seizures. Epilepsy Research. 97, 92-102 (2011).
  46. McMahon, L. L., Williams, J. H., Kauer, J. A. Functionally distinct groups of interneurons identified during rhythmic carbachol oscillations in hippocampus in vitro. Journal of Neuroscience. 18, 5640-5651 (1998).
  47. Pöschel, B., Heinemann, U., Draguhn, A. High frequency oscillations in the dentate gyrus of rat hippocampal slices induced by tetanic stimulation. Brain Research. 959, 320-327 (2003).
  48. Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29, 319-327 (2009).
  49. Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. Journal of Neuroscience Methods. 183, 107-113 (2009).
  50. Dengler, C. G., Yue, C., Takano, H., Coulter, D. A. Massively augmented hippocampal dentate granule cell activation accompanies epilepsy development. Nature Publishing Group. , 1-17 (2017).
  51. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N -methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. 132, 1-13 (2018).
  52. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Medical and Biological Engineering and Computing. 47, 131-141 (2009).
  53. Shi, W. X., Bunney, B. S. A small volume chamber for electrical recording from submerged brain slices and a pulse-free medium supply system using a peristalic pump. Journal of Neuroscience Methods. 35, 235-240 (1990).

Play Video

Cite This Article
Whitebirch, A. C. Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity. J. Vis. Exp. (162), e61704, doi:10.3791/61704 (2020).

View Video