Drosophila'da Transgenez için Embriyo Mikroenjeksiyonu
Summary
Bu makale, Drosophila’daki phiC31 integraz aracılı transgenezi örnek olarak almakta ve transgenik sinekler oluşturmak için çok önemli bir adım olan embriyo mikroenjeksiyonu için optimize edilmiş bir protokol sunmaktadır.
Abstract
Drosophila’daki transgenez, organizma düzeyinde gen fonksiyonunu incelemek için önemli bir yaklaşımdır. Embriyo mikroenjeksiyonu, transgenik sineklerin inşası için çok önemli bir adımdır. Mikroenjeksiyon, bir mikroenjektör, bir mikromanipülatör, bir ters mikroskop ve bir stereo mikroskop dahil olmak üzere bazı ekipman türleri gerektirir. Bir plazmid miniprep kiti ile izole edilen plazmitler mikroenjeksiyon için uygundur. Çekirdeklerin ortak bir sitoplazmayı paylaştığı blastoderm öncesi veya sinsityal blastoderm aşamasındaki embriyolar mikroenjeksiyona tabi tutulur. Bir hücre süzgeci, embriyoların dekoryona ayrılma sürecini kolaylaştırır. Embriyoların dekoryonasyonu ve kuruması için en uygun zamanın deneysel olarak belirlenmesi gerekir. Embriyo mikroenjeksiyonunun etkinliğini artırmak için, bir çektirme tarafından hazırlanan iğnelerin bir iğneli öğütücü ile pahlanması gerekir. İğneleri taşlama sürecinde, iğne ucunun kılcal etkisini önlemek için manometreli bir ayak hava pompası kullanıyoruz. Her plazmit için rutin olarak 120-140 embriyo enjekte ediyoruz ve plazmitlerin yaklaşık% 85’i için en az bir transgenik hat elde ediyoruz. Bu makale, Drosophila’daki phiC31 integraz aracılı transgenezi örnek olarak almakta ve Drosophila’da transgenez için embriyo mikroenjeksiyonu için ayrıntılı bir protokol sunmaktadır.
Introduction
Meyve sineği Drosophila melanogaster, genetik manipülasyon ve genetik analiz için son derece uygundur. Transgenik meyve sinekleri biyolojik araştırmalarda yaygın olarak kullanılmaktadır. 1980’lerin başında geliştirildiğinden beri, P-element transpozon aracılı transgenez, Drosophila araştırması için vazgeçilmez olmuştur1. Bazı senaryolarda, Drosophila’da transgenez için piggyBac ve Minos gibi diğer transpozonlar dakullanılmıştır 2. Transpozon yoluyla transgenler rastgele Drosophila genomuna yerleştirilir ve farklı genomik lokuslardaki transgenlerin ekspresyon seviyeleri pozisyon etkilerine bağlı olarak değişebilir ve bu nedenle karşılaştırılamaz2. Bu dezavantajlar, phiC31 aracılı bölgeye özgü transgenez3 ile aşıldı. Bakteriyofaj phiC31 geni, Drosophila3’teki attB ve attP bölgeleri arasındaki diziye özgü rekombinasyona aracılık eden bir integrazı kodlar. Birçok attP yerleştirme sahası karakterize edilmiştir ve Bloomington Drosophila Stok Merkezi 3,4,5,6,7,8,9’da mevcuttur.
Drosophila için phiC31 transgenez sistemi, sinek topluluğu tarafından yaygın olarak kullanılmaktadır. AttP yerleştirme bölgeleri arasında, X kromozomundaki attP18, ikinci kromozomdaki attP40 ve üçüncü kromozomdaki attP2, genellikle her bir kromozomdaki transgen entegrasyonu için tercih edilen bölgelerdir, çünkü üç bölgedeki transgenler, düşük bazal ekspresyon seviyelerine sahipken yüksek seviyelerde indüklenebilir ekspresyon gösterir5. Bununla birlikte, son zamanlarda, van der Graaf ve meslektaşları, Msp300 gen lokusuna yakın olan attP40 bölgesinin ve attP40’a entegre edilmiş transgenlerin, Drosophila10’da larva kası nükleer kümelenmesine neden olduğunu buldular. Yakın tarihli bir başka çalışmada, Duan ve meslektaşları, homozigot attP40 kromozomunun, Drosophila11’deki Or47b koku alma reseptörü nöron sınıfının normal glomerüler organizasyonunu bozduğunu buldular. Bu bulgular, deneyler tasarlanırken ve veriler yorumlanırken titiz kontrollerin dahil edilmesi gerektiğini göstermektedir.
Drosophila, kısa yaşam döngüsü, düşük maliyeti ve kolay bakımı nedeniyle gen fonksiyonunun in vivo sorgulanması için ideal bir model organizmadır. Genom çapında genetik tarama, Drosophila 12,13,14,15’te genom çapında transgenik kütüphanelerin inşasına dayanır. Daha önce, Drosophila Genomik Kaynak Merkezi (DGRC) Altın Koleksiyonu16’da insanlarda korunan Drosophila genlerinin %83’ünü kapsayan ikili GAL4/yukarı akış aktivasyon dizisi (GAL4/UAS) sistemine dayalı 5551 UAS-cDNA/ORF yapısı oluşturduk. UAS-cDNA/ORF plazmitleri, Drosophila’da transgenik bir UAS-cDNA/ORF kütüphanesinin oluşturulması için kullanılabilir. Verimli embriyo mikroenjeksiyon teknolojisi, transgenik sinek kütüphanelerinin oluşturulmasını hızlandırabilir.
Embriyo mikroenjeksiyonu için, iğne ucu normalde bir lamel17’ye karşı kırılır. Bu nedenle, iğneler sıklıkla tıkanır veya büyük miktarlarda sitoplazma sızıntısına neden olur ve bu sorunlar ortaya çıktığında yeni iğneler kullanılmalıdır. Kaynak ağzı açma iğneleri mikroenjeksiyon verimliliğini artırabilse de, öğütme çözeltisi öğütme işlemi sırasında eğimli uca girer. Eğimli uçtaki öğütme çözeltisi doğal olarak hızlı bir şekilde buharlaşmaz; Bu nedenle, iğneler eğim verildikten hemen sonra mikroenjeksiyon için kullanılamaz. Bu faktörler embriyo mikroenjeksiyon işlemlerinin etkinliğini azaltmaktadır. Burada, örnek olarak Drosophila’da phiC31 aracılı bölgeye özgü transgenezi kullanarak, Drosophila’da transgenez için embriyo mikroenjeksiyonu için bir protokol sunuyoruz. Öğütme çözeltisinin iğneye girmesini önlemek için, iğne içinde hava basıncı uygulamak için bir hava pompası kullanıyoruz, böylece öğütme çözeltisinin eğimli uca girmesini önlüyoruz. Eğimli iğneler, eğim verildikten hemen sonra numune yükleme ve mikroenjeksiyon için hazırdır.
Protocol
Representative Results
Discussion
Burada, Drosophila’da transgenez için embriyo mikroenjeksiyonu için bir protokol sunuyoruz. phiC31 aracılı bölgeye özgü transgenez için, her plazmit için 120-140 embriyo enjekte ettik ve plazmitlerin yaklaşık %85’i için en az bir transgenik hat elde ettik (Ek Tablo 2). Deneyimlerimize göre, bir plazmit miniprep kiti ile izole edilen plazmit DNA, Drosophila’da transgenez için yeterlidir. 20 ng/μL ila 1683 ng/μL arasında değişen plazmit DNA konsantrasyonları, transgene…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Çalışma, Güney Çin Üniversitesi Üst Düzey Yetenekler için Bilimsel Araştırma Fonu tarafından desteklendi.
Materials
| 100 μm Cell Strainer | NEST | 258367 | |
| 3M double-sided adhesive | 3M | 415 | |
| Borosilicate glass | SUTTER | B100-75-10 | |
| Diamond abrasive plate | SUTTER | 104E | |
| FLAMING/BROWN Micropipette Puller | SUTTER | P-1000 | |
| Foot air pump with pressure gauge | Shenfeng | SF8705D | |
| Halocarbon oil 27 | Sigma | H8773 | |
| Halocarbon oil 700 | Sigma | H8898 | |
| Inverted microscope | Nikon | ECLIPSE Ts2R | |
| Microinjection pump | eppendorf | FemtoJet 4i | |
| Micromanipulator | eppendorf | TransferMan 4r | |
| Micropipette Beveler | SUTTER | BV-10 | |
| Microscope cover glasses (18 mm x 18 mm) | CITOLAS | 10211818C | |
| Microscope slides (25 mm x 75 mm) | CITOLAS | 188105W | |
| Petri dish (90 mm x 15 mm) | LAIBOER | 4190152 | |
| Photo-Flo 200 | Kodak | 1026269 | |
| QIAprep Spin Miniprep Kit | Qiagen | 27106 | |
| Stereo Microscope | Nikon | SMZ745 |
References
- Rubin, G. M., Spradling, A. C. Genetic transformation of Drosophila with transposable element vectors. Science. 218 (4570), 348-353 (1982).
- Venken, K. J., Bellen, H. J. Transgenesis upgrades for Drosophila melanogaster. Development. 134 (20), 3571-3584 (2007).
- Groth, A. C., Fish, M., Nusse, R., Calos, M. P. Construction of transgenic Drosophila by using the site-specific integrase from phage phic31. Génétique. 166 (4), 1775-1782 (2004).
- Bischof, J., Maeda, R. K., Hediger, M., Karch, F., Basler, K. An optimized transgenesis system for Drosophila using germ-line-specific phic31 integrases. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (9), 3312-3317 (2007).
- Markstein, M., Pitsouli, C., Villalta, C., Celniker, S. E., Perrimon, N. Exploiting position effects and the gypsy retrovirus insulator to engineer precisely expressed transgenes. Nat Genet. 40 (4), 476-483 (2008).
- Bateman, J. R., Lee, A. M., Wu, C. T. Site-specific transformation of Drosophila via phic31 integrase-mediated cassette exchange. Génétique. 173 (2), 769-777 (2006).
- Venken, K. J., He, Y., Hoskins, R. A., Bellen, H. J. P[acman]: A BAC transgenic platform for targeted insertion of large DNA fragments in D. Science. 314 (5806), 1747-1751 (2006).
- Szabad, J., Bellen, H. J., Venken, K. J. An assay to detect in vivo Y chromosome loss in Drosophila wing disc cells. G3 (Bethesda). 2 (9), 1095-1102 (2012).
- Ringrose, L. Transgenesis in Drosophila melanogaster. Methods Mol Biol. 561, 3-19 (2009).
- Van Der Graaf, K., Srivastav, S., Singh, P., Mcnew, J. A., Stern, M. The Drosophila melanogaster attp40 docking site and derivatives are insertion mutations of msp-300. PLoS One. 17 (12), e0278598 (2022).
- Duan, Q., Estrella, R., Carson, A., Chen, Y., Volkan, P. C. The effect of Drosophila attp40 background on the glomerular organization of or47b olfactory receptor neurons. G3 (Bethesda). 13 (4), jkad022 (2023).
- Dietzl, G., et al. A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila. Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).
- Pfeiffer, B. D., et al. Tools for neuroanatomy and neurogenetics in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (28), 9715-9720 (2008).
- Bellen, H. J., et al. The Drosophila gene disruption project: Progress using transposons with distinctive site specificities. Génétique. 188 (3), 731-743 (2011).
- Zirin, J., et al. Large-scale transgenic drosophila resource collections for loss- and gain-of-function studies. Génétique. 214 (4), 755-767 (2020).
- Wei, P., Xue, W., Zhao, Y., Ning, G., Wang, J. CRISPR-based modular assembly of a UAS-cDNA/ORF plasmid library for more than 5500 Drosophila genes conserved in humans. Genome Res. 30 (1), 95-106 (2020).
- Fish, M. P., Groth, A. C., Calos, M. P., Nusse, R. Creating transgenic Drosophila by microinjecting the site-specific phic31 integrase mRNA and a transgene-containing donor plasmid. Nat Protoc. 2 (10), 2325-2331 (2007).
- Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bejsovec, A., Weir, M. Production of transgenic Drosophila. Methods Mol Biol. 136, 353-363 (2000).
- Loncar, D., Singer, S. J. Cell membrane formation during the cellularization of the syncytial blastoderm of Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (6), 2199-2203 (1995).
- Carmo, C., Araujo, M., Oliveira, R. A. Microinjection techniques in fly embryos to study the function and dynamics of SMC complexes. Methods Mol Biol. 2004, 251-268 (2019).
