Summary

تصوير الكالسيوم اثنين-فوتون في Dendrites العصبية في الدماغ شرائح

Published: March 15, 2018
doi:

Summary

نحن نقدم طريقة الجمع بين تسجيلات المشبك تصحيح كامل الخلية واثنين-فوتون التصوير لتسجيل Ca2 + العابرين في dendrites العصبية في الدماغ الحادة شرائح.

Abstract

تصوير الكالسيوم (Ca2 +) أداة قوية للتحقيق في ديناميات الزمانية المكانية Ca2 + الإشارات داخل الخلايا في الخلايا العصبية dendrites. يمكن أن يحدث من خلال مجموعة متنوعة من آليات داخل الخلية والغشاء Ca2 + تقلبات وتلعب دوراً حاسما في تحريض اللدونة متشابك والتنظيم لاستثارة الجذعية. ومن ثم فالقدرة على تسجيل أنواع مختلفة من Ca2 + إشارات في فروع الجذعية قيماً لمجموعات دراسة كيفية دمج dendrites المعلومات. ظهور مجهرية اثنين-فوتون جعلت هذه الدراسات أسهل بكثير عن طريق حل المشاكل الملازمة للتصوير في الأنسجة الحية، مثل نثر الخفيفة ود. وعلاوة على ذلك، من خلال مجموعة من التقنيات الكهربية التقليدية مع اثنين-فوتون Ca2 + التصوير، فمن الممكن للتحقيق المحلي Ca2 + التقلبات في الخلايا العصبية dendrites جنبا إلى جنب مع تسجيلات النشاط متشابك في سوما. هنا، نحن تصف كيفية استخدام هذا الأسلوب لدراسة ديناميات محلية Ca2 + العابرين (القطط) في dendrites جابايرجيك إينتيرنيورونس المثبطة. الأسلوب يمكن تطبيقها أيضا على دراسة الجذعية Ca2 + إشارات في مختلف أنواع الخلايا العصبية في الدماغ الحادة شرائح.

Introduction

المساهمة من خلية إلى نشاط الشبكة يتحدد إلى حد كبير بالطابع الدينامي للمدخلات متشابك التي يتلقاها. تقليديا، يعتمد الأسلوب السائد لوصف النشاط متشابك في الخلايا العصبية على تسجيلات المشبك التصحيح كل خلية جسدية من تيارات بوستسينابتيك أثارت قبل التحفيز الكهربائي لمحاور عصبية مرور. ومع ذلك، يقال صدق النشاط الوحيد لنهايات بروكسيمالي يقع في هذه الحالة1. وبالإضافة إلى ذلك، قد استخدمت لتقييم الآليات الخاصة بالمشبك، تسجيلات من أزواج من الخلايا العصبية ومن dendrites في موقع معين لاستهداف نقاط الاشتباك العصبي للفائدة وآليات التكامل الجذعية، على التوالي. وقد تحقق إنجازا كبيرا في مجال الفسيولوجيا متشابك عن طريق أج تقنيات الضوئية والكهربية. اثنين-فوتون الإثارة الليزر الفحص المجهري (2PLSM) في تركيبة مع Ca2 + تصوير وأدوات أوبتوجينيتيك يمكن أن تكشف عن تفاصيل هائلة لمنظمة دينامية النشاط متشابك في الاتصالات العصبية محددة في الدماغ شرائح في المختبر و في فيفو.

العديد من المزايا الرئيسية التي 2PLSM تبرز من الفحص المجهري الإثارة التقليدية، واحد-فوتون2: (1) نظراً لطابع غير خطية للإثارة اثنين-فوتون، يتم إنشاؤها الأسفار فقط في حجم الاتصال، وتمثل جميع الفوتونات المنبعثة إشارات مفيدة (لا حاجة للثقب)؛ (2) أطول الأطوال الموجية، المستخدمة في 2PLSM، اختراق الأنسجة ونثر أكثر كفاءة؛ وبالإضافة إلى ذلك، الفوتونات متناثرة مخفف جداً لإنتاج اثنين-فوتون الإثارة والأسفار الخلفية؛ (3) د ولالضيائيه محدودة أيضا إلى المستوى البؤري. ولذلك، يظل 2PLSM على الرغم من ارتفاع تكاليف نظم 2-فوتون بالمقارنة مع التقليدية [كنفوكل] المجاهر، أسلوب الاختيار للتحقيق ذات الدقة العالية لهيكل الخلايا العصبية ووظيفتها في الأنسجة الحية سميكة.

وكان أول تطبيق ل 2PLSM في الأنسجة ونثر صورة هيكل ووظيفة العمود الفقري الجذعية3. وكشفت 2PLSM في تركيبة مع Ca2 + تصوير تلك الوظيفة الأشواك كالمقصورات البيوكيميائية معزولة. إذ يوجد في العديد من أنواع الخلايا العصبية وجود تناظر رأس برأس بين العمود الفقري ونهايات فردية4، اثنين-فوتون Ca2 + التصوير قريبا أصبح أداة مفيدة الإبلاغ عن نشاط نهايات الفردية في أنسجة سليمة5، 6،،من78. وعلاوة على ذلك، على أساس 2PLSM Ca2 + التصوير استخدمت بنجاح لرصد نشاط قنوات الكالسيوم واحد والتفاعلات غير الخطية بين كوندوكتانسيس الذاتية ومتشابك، فضلا عن تقييم الدولة والنشاط-تعتمد على تنظيم Ca2 + إشارات في dendrites العصبية5،،من67،،من89،10،11.

الكالسيوم رسول ثانية داخل الخلايا في كل مكان، وفي تنظيم الزمانية المكانية سوبسيلولار يحدد اتجاه ردود الفعل الفسيولوجية، من التغيرات في قوام متشابك لتنظيم أيون القنوات، النمو تغصن والعمود الفقري، كما كذلك موت الخلية والبقاء على قيد الحياة. Ca2 + المرتفعات الجذعية تحدث عن طريق تفعيل مسارات متعددة. فتح قنوات الكالسيوم الجهد عن طريق بوابة12 إمكانات العمل (الجزائرية)، باكبروباجاتينج إلى dendrites، وإنتاج العالمية نسبيا Ca2 + العابرين (القطط) في dendrites والاشواك13. ويرتبط انتقال متشابك مع التنشيط من كاليفورنيا بوستسينابتيك2 +-مستقبلات نفاذية (نمدا، Ca2 +-نفاذية امبا وكينيت)، أحداث متشابك القطط6،،من1415. وأخيراً، يمكن أن تتولد سوبرالينير Ca2 + الأحداث في dendrites تحت بعض الظروف11،12،،من1316.

اثنين-فوتون Ca2 + تصوير في تركيبة مع التصحيح-المشبك التسجيلات الكهربية توظف Ca الاصطناعية2 +-مؤشرات الفلورسنت الحساسة، التي تقدم عادة من خلال مسرى التصحيح أثناء تسجيلات كامل الخلية . ويستند أسلوب قياسي للتحديد الكمي لديناميات Ca2 + 17،الأسلوب المزدوج المؤشر18. يستخدم fluorophores اثنين مع المنفصلين عن ذويهم أيضا انبعاثات الأطياف (مثلاً، وهو مزيج من كاليفورنيا الأحمر2 +-صبغة غير حساسة مع الأخضر Ca2 + المؤشرات، مثل ولاية أوريغون الأخضر باتا-1 أو 4 قطع) ومزايا عديدة مقارنة الأسلوب مؤشر واحد. أولاً، Ca2 +-يستخدم صبغة غير حساسة لتحديد هياكل صغيرة للفائدة (فروع الجذعية والاشواك) حيث سيتم تنفيذ Ca2 + تصوير. ثانيا، يتم حساب النسبة بين التغير في الأسفار الأخضر والأحمر (ΔG/R) كتدبير من [Ca2 +]، التي إلى حد كبير حساس للتغيرات في الأسفار الأساس نتيجة لتقلبات في [Ca2 +[017 , 18-وعلاوة على ذلك، يمكن معايرة fluorescence التغييرات من حيث المطلق Ca2 + تركيزات19.

قلق عام عند تشغيل اثنين-فوتون Ca2 + تصوير التجارب في شرائح الحاد هو صحة الخلية والاستقرار لاقتناء الصورة بسبب الليزر عالية الطاقة المستخدمة عادة. بالإضافة إلى ذلك، في Ca2 + تجارب التصوير، هناك قلق حول اضطراب والمبالغة في تقدير كبير من Ca2 + ديناميات سوبسيلولار يرجع ذلك إلى حقيقة أن Ca2 + المؤشرات بمثابة الكثيري خارجية Ca2 + المخازن المؤقتة. وبالتالي، يعتمد اختيار Ca2 + المؤشر وتركيزه على نوع الخلايا العصبية، السعة المتوقعة للقطط، وفيما يتعلق بمسألة تجريبية.

علينا تكييف طريقة اثنين-فوتون Ca2 + تصوير للتحقيق من Ca2 + التقلبات في dendrites جابايرجيك إينتيرنيورونس9،،من1011،،من2021 , 22-في حين أن الجزء الأكبر من أوائل Ca2 + التصوير دراسات أجريت في الخلايا العصبية الرئيسية، إينتيرنيورونس المثبطة عرض مجموعة كبيرة ومتنوعة من Ca2 + الآليات الوظيفية التي تختلف عن تلك الموجودة في الخلايا الهرمية20 , 23 , 24-هذه الآليات إينتيرنيورون على حدة (مثلاً، Ca2 + نفاذية امبا مستقبلات) قد تؤدي أدواراً محددة في تنظيم نشاط الخلية. بينما الجذعية Ca2 + إشارات في إينتيرنيورونس هدفا مغريا لإجراء مزيد من التحقيقات، اثنين-فوتون Ca2 + التصوير في dendrites من هذه الخلايا يطرح تحديات إضافية، من أرق قطره dendrites وعدم وجود الأشواك إلى مرتفعة بوجه خاص Ca2 + ربط قدرات ذاتية. كمصالح لدينا أبحاث تركز على دراسة إينتيرنيورونس هيبوكامبال، البروتوكول التالية، في حين تنطبق على مختلف قطاعات السكان العصبية، تم تكييفها للتعامل مع تلك التحديات.

تم تنفيذ هذا البروتوكول مع مجهر اثنين-فوتون [كنفوكل] تجارية، مزودة بكاشفات الخارجية، غير ديسكانيد اثنين (المواظبة) والكهربائية-البصرية المغير (الانتخابات)، ودوت المسح تباين التدرج (SGC)، ومثبتة على طاولة بصرية. المجهر اقترن بليزر مولتيفوتون Ti:Sapphire وضع تأمين 800 نانومتر (> 3 ث، خ نبضات 140، معدل الرسوب 80 هرتز). تم تجهيز نظام التصوير مع تلاعب الكهربية قياسية، بما في ذلك دائرة التروية مع التحكم في درجة الحرارة، منصة ترجمة مع ميكرومانيبولاتورس اثنين، مكبر للصوت ميكروليكترودي الكمبيوتر التي تسيطر عليها، وجهاز الالتقاط رقمي، وحفز وحدة، واقتناء البيانات والبرمجيات.

Protocol

جميع التجارب التي أجريت وفقا للمبادئ التوجيهية للجنة حماية الحيوان من جامعة لافال، والمجلس الكندي للعناية بالحيوان الرفق بالحيوان. 1-أولى إعداد (اختياري: إعداد يوم 1 مقدما) إعداد ثلاثة أنواع من السائل الدماغي النخاعي الاصطناعية (قام) الحل (كل من عادي، السكروز وحلول الا?…

Representative Results

باستخدام بروتوكول المعروضة هنا، حصلنا على القطط أثارت طريق الحقن الحالية جسدية والتحفيز الكهربائي في dendrites oriens/ألفيس إينتيرنيورونس في منطقة CA1 الحصين. بعد الترقيع خلية، حدد استناداً إلى الشكل والموقف، اكتسبنا لينيسكانس عبر تغصن الدانية في نقاط متعددة في ضوء المسافات من…

Discussion

الأسلوب هو موضح أدناه يوضح كيف يمكن استخدام المزيج من اثنين-فوتون Ca2 + تصوير والتصحيح-المشبك الكهربية لدراسة الجذعية Ca2 + إشارات في dendrites العصبية في الدماغ الحادة شرائح. يسمح هذا الأسلوب للرصد لكلا المحلية Ca2 + المرتفعات أثارت قبل AP التحفيز أو باكبروباجاتينج الكهربائية في ق…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

هذا العمل كان يدعمها مجلس المعاهد الكندية للبحوث الصحية والعلوم الطبيعية والبحوث الهندسية (منحة اكتشاف الأموال) و “مؤسسة سافوي”. وأيد قائد زمالة دكتوراه من الأموال.

Materials

Animal Strain: Mouse CD1  Charles River 022
Isoflurane AbbVie Corporation 0B506-099
CGP 55845 hydrochloride  Abcam ab120337
Calcium chloride  Sigma-Aldrich C4901
D-(+)-Glucose  Sigma-Aldrich G8270
HEPES Sigma-Aldrich H3375
Magnesium chloride  Sigma-Aldrich M8266
Magnesium sulfate heptahydrate Sigma-Aldrich 230391
Paraformaldehyde powder, 95% Sigma-Aldrich 158127
Potassium chloride  Sigma-Aldrich P3911
Potassium gluconate  Sigma-Aldrich P1847
Sodium azide  Sigma-Aldrich S2002
Sodium bicarbonate  Sigma-Aldrich S8875
Sodium chloride  Sigma-Aldrich S5886
Sucrose  Sigma-Aldrich S9378
Triton X-100  Sigma-Aldrich T9284
Trizma base  Sigma-Aldrich T1503
Trizma hydrochloride  Sigma-Aldrich T3253
Sodium phosphate dibasic dihydrate  Sigma-Aldrich 71643

Sodium phosphate monobasic
monohydrate 
Sigma-Aldrich S9638
Biocytin Sigma-Aldrich B4261
Alexa Fluor 594 Hydrazide ThermoFisher Scientific A10438
SR95531 (Gabazine)  Abcam ab120042

Adenosine triphosphate (ATP)-Tris
Sigma-Aldrich A9062

Guanosine (GTP)-Na+
Sigma-Aldrich G8877

Oregon Green BAPTA-1
ThermoFisher Scientific O6812

Phosphocreatine di(tris) salt
Sigma-Aldrich P1937

Streptavidin-conjugated Alexa-546
ThermoFisher Scientific S11225

Patch Borosilicate Glass Capillaries
World Precision Instruments 1B100F-4

Theta Borosilicate Glass Capillaries
Sutter Instrument BT-150-10

P-97 Flaming/Brown Micropipette puller
Sutter Instrument

TCS SP5 Confocal Multiphoton Microscope
Leica Microsystems

Chameleon Ultra II Ti:Sapphire multiphoton laser 
Coherent
LAS AF Imaging Acquisition Software Leica Microsystems

Temperature Controller TC-324B
Warner Instruments

MultiClamp 700B Amplifier
Molecular Devices

Digidata 1440A Digitizer
Molecular Devices

Confocal Translator
Siskiyou

Micromanipulator
Siskiyou

pClamp Data Acquisition Software
Molecular Devices

A365 Constant Current Stimulus Isolator
World Precision Instruments

Vibraplane Optical Table
Kinetic Systems

References

  1. Williams, S. R., Mitchell, S. J. Direct measurement of somatic voltage clamp errors in central neurons. Nat Neurosci. 7, 790-798 (2008).
  2. Denk, W., Svoboda, K. Photon upmanship: why multiphoton imaging is more than a gimmick. Neuron. 18, 351-357 (1997).
  3. Yuste, R., Denk, W. Dendritic spines as basic functional units of neuronal integration. Nature. 375, 682-684 (1995).
  4. Nimchinsky, E. A., Sabatini, B. L., Svoboda, K. Structure and Function of Dendritic Spines. Annu Rev Physiol. 64, 313-353 (2002).
  5. Sabatini, B. L., Svoboda, K. Analysis of calcium channels in single spines using optical fluctuation analysis. Nature. 408, 589-593 (2000).
  6. Mainen, Z. F., Malinow, R., Svoboda, K. Synaptic calcium transients in single spines indicate that NMDA receptors are not saturated. Nature. 399, 151-155 (1999).
  7. Yasuda, R., Sabatini, B. L., Svoboda, K. Plasticity of calcium channels in dendritic spines. Nat Neurosci. 6, 948-955 (2003).
  8. Carter, A. G., Sabatini, B. L. State-dependent calcium signaling in dendritic spines of striatal medium spiny neurons. Neuron. 44, 483-493 (2004).
  9. Topolnik, L., Congar, P., Lacaille, J. C. Differential regulation of metabotropicglutamate receptor- and AMPA receptor-mediated dendritic Ca2+ signals by presynaptic and postsynaptic activity in hippocampal interneurons. J Neurosci. 25, 990-1001 (2005).
  10. Topolnik, L., Chamberland, S., Pelletier, J. G., Ran, I., Lacaille, J. C. Activity-dependent compartmentalized regulation of dendritic Ca2+ signaling in hippocampal interneurons. J Neurosci. 29, 4658-4663 (2009).
  11. Camiré, O., Topolnik, L. Dendritic calcium nonlinearities switch the direction of synaptic plasticity in fast-spiking interneurons. J Neurosci. 34, 3864-3877 (2014).
  12. Jaffe, D. B., Johnston, D., Lasser-Ross, N., Lisman, J. E., Miyakawa, H., Ross, W. N. Thespread of Na+ spikes determines the pattern of dendritic Ca2+ entry into hippocampal neurons. Nature. 357, 244-246 (1992).
  13. Nakamura, T., Barbara, J. G., Nakamura, K., Ross, W. N. Synergistic release of Ca2+ from IP3-sensitive stores evoked by synaptic activation of mGluRs paired with backpropagating action potentials. Neuron. 24, 727-737 (1999).
  14. Kovalchuk, Y., Eilers, J., Lisman, J., Konnerth, A. NMDA receptor-mediated subthreshold Ca(2+) signals in spines of hippocampal neurons. J Neurosci. 20, 1791-1799 (2000).
  15. Goldberg, J. H., Yuste, R., Tamas, G. Ca2+ imaging of mouse neocortical interneurone dendrites: contribution of Ca2+-permeable AMPA and NMDA receptors to subthreshold Ca2+ dynamics. J Physiol. 551, 67-78 (2003).
  16. Goldberg, J. H., Lacefield, C. O., Yuste, R. Global dendritic calcium spikes in mouselayer 5 low threshold spiking interneurones: implications for control of pyramidal cell bursting. J Physiol. 558, 465-478 (2004).
  17. Oertner, T. G. Functional imaging of single synapses in brain slices. Exp Physiol. 87, 733-736 (2002).
  18. Yasuda, R., et al. Imaging calcium concentration dynamics in small neuronal compartments. Sci STKE. 219, pl5 (2004).
  19. Maravall, M., Mainen, Z. F., Sabatini, B. L., Svoboda, K. Estimating intracellular calcium concentrations and buffering without wavelength rationing. Biophys J. 78, 2655-2667 (2000).
  20. Camiré, O., Topolnik, L. Functional compartmentalization and regulation of postsynaptic CaTs in inhibitory interneurons. Cell Calcium. 52, 339-346 (2012).
  21. Guet-McCreight, A., Camiré, O., Topolnik, L., Skinner, F. K. Using a semi-automated strategy to develop multi-compartment models that predict biophysical properties of interneuron-specific 3 (IS3) cells in hippocampus. eNeuro. 3, 1-26 (2016).
  22. Evstratova, A., Chamberland, S., Topolnik, L. Cell type-specific and activity-dependent dynamics of action potential-evoked Ca2+ signals in dendrites of hippocampal inhibitory interneurons. J Physiol. 589, 1957-1977 (2011).
  23. Topolnik, L. Dendritic calcium mechanisms and long-term potentiation in cortical inhibitory interneurons. Eur J Neurosci. 35, 496-506 (2012).
  24. Camiré, O., Lacaille, J. C., Topolnik, L. Dendritic Signaling in Inhibitory Interneurons: Local Tuning via Group I Metabotropic Glutamate Receptors. Front Physiol. 3, 259 (2012).
  25. Bourque, C. W. Central mechanisms of osmosensation and systemic osmoregulation. Nat RevNeurosci. 9, 519-531 (2008).
  26. Aghajanian, G. K., Rasmussen, K. Intracellular studies in the facial nucleus illustrating a simple new method for obtaining viable motoneurons in adult rat brain slices. Synapse. 3, 331-338 (1989).
  27. Pettit, D. L., Wang, S. S., Gee, K. R., Augustine, G. J. Chemical two-photon uncaging: anovel approach to mapping glutamate receptors. Neuron. 19, 465-471 (1997).
  28. Salomé, R., et al. Ultrafast random-access scanning in two-photon microscopy usingacousto-optic deflectors. J Neurosci Methods. 154, 161-174 (2006).
  29. Lechleiter, J. D., Lin, D. T., Sieneart, I. Multi-photon laser scanning microscopy using an acoustic optical deflector. Biophys J. 83, 2292-2299 (2002).
check_url/fr/56776?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Camiré, O., Topolnik, L. Two-photon Calcium Imaging in Neuronal Dendrites in Brain Slices. J. Vis. Exp. (133), e56776, doi:10.3791/56776 (2018).

View Video