Summary

High-throughput parallelle Sequencing maatregel fitness van Leptospira interrogans Transposon invoeging mutanten tijdens Golden Syrische Hamster infectie

Published: December 18, 2017
doi:

Summary

Hier beschrijven we een techniek die transposon mutagenese met hoge gegevensdoorvoer sequencing combineert te identificeren en kwantificeren van transposon leptospiral mutanten in weefsels na een uitdaging van hamsters. Dit protocol kan worden gebruikt voor scherm mutanten voor overleving en verspreiding in dieren en kan ook worden toegepast op in vitro studies.

Abstract

In dit manuscript beschrijven we een transposon sequencing (Tn-Seq) techniek om te identificeren en kwantificeren van Leptospira interrogans mutanten gewijzigd in fitness tijdens infectie van Golden Syrische hamsters. Willekeurige transposon mutagenese combineert TN-Seq met de kracht van high-throughput sequencing technologie. Dieren worden uitgedaagd met een pool van transposon mutanten (ingang zwembad), gevolgd door het oogsten van bloed en weefsels een paar dagen later te identificeren en kwantificeren van het aantal mutanten in elk orgaan (uitgang zwembaden). De uitvoer zwembaden worden vergeleken met de ingang zwembad te beoordelen van de geschiktheid in vivo van elke mutant. Deze aanpak maakt het mogelijk screening van een groot zwembad van mutanten in een beperkt aantal dieren. Met kleine aanpassingen, kan dit protocol worden uitgevoerd met elke diermodel van leptospirose, reservoir host zoals ratten en acute infectie modellen zoals hamsters, evenals in vitro studies. TN-Seq biedt een krachtige tool om scherm voor mutanten met in vivo en in vitro fitness defecten.

Introduction

Identificatie van virulentiegenen voor sommige bacteriën, zoals Leptospira spp., is moeilijk vanwege het beperkte aantal genetische tools beschikbaar. Een veel gebruikte aanpak is het creëren van een collectie van mutanten door willekeurige transposon mutagenese, gevolgd door de identificatie van de site van de invoegpositie in elke mutant en virulentie testen van individuele transposon mutanten in een dierlijk model. Deze aanpak is tijdrovend, duur, en vereist een groot aantal dieren.

Wanneer willekeurige mutagenese werd voor het eerst ontwikkeld voor het pathogene agens Leptospira interrogans, werden genen die betrokken zijn in virulentie geïdentificeerd door het testen van afzonderlijke mutanten in een dierlijk model1. Mutanten werden geselecteerd op basis van criteria zoals hun potentiële rol in de signalering beweeglijkheid of hun voorspelde buitenmembraan of oppervlakte locatie. Als de meerderheid van de leptospiral genen coderen hypothetische proteïnen van onbekende functie2, selecteren mutanten op basis van deze criteria de mogelijkheid om te ontdekken van nieuwe leptospiral virulentiegenen.

Meer recentelijk, zwembaden van L. interrogans transposon mutanten waren gescreend voor infectiviteit in de hamster en muis modellen3. Elk dier werd aangevochten met een pool van maximaal 10 mutanten. Infectiviteit van een mutant werd gescoord als positief als het werd ontdekt door PCR van culturen verkregen uit bloed en de nieren. PCR testen was moeizaam, omdat het een individuele PCR reactie nodig voor elke mutant in het zwembad. Omdat de frequentie van elke mutant in de culturen was niet gekwantificeerd, was de aanpak bevooroordeeld naar identificatie van zeer verzwakte mutanten.

We beschrijven een transposon (Tn-Seq) techniek, als een strategie om efficiënter scherm voor virulentiegenen te rangschikken. TN-seq bestaat uit het creëren van een bibliotheek van mutanten door transposon mutagenese gevolgd door massale parallelle sequencing4,5,6. Kort, transposon mutanten zijn gebundeld, geënt in dieren, en later teruggevonden uit verschillende organen (uitgang zwembaden). Het DNA van de zwembaden van de uitvoer is geëxtraheerd en verteerd met enzymen van de beperking of geschoren met het ultrasoonapparaat. Twee rondes van PCR gericht op de kruispunten van de transposon invoeging sites worden uitgevoerd. Deze stap kan de toevoeging van de adapters nodig voor de sequencing. De resulterende PCR producten worden geanalyseerd door hoge gegevensdoorvoer sequentiebepaling te identificeren van de site transposon invoeging van elke mutant van het zwembad samen met hun relatieve overvloed, die wordt vergeleken met de oorspronkelijke samenstelling van de pool van mutant.

Het belangrijkste voordeel van deze aanpak is de mogelijkheid om gelijktijdig scherm een groot aantal mutanten met een klein aantal dieren. TN-Seq hoeft niet de voorkennis van de transposon invoeging sites die de kansen verhoogt van het ontdekken van nieuwe Leptospira-specifieke genen die betrokken zijn in virulentie met minder tijd en meer efficiëntie. Omdat leptospiral last in weefsels is relatief hoog in knaagdier modellen vatbaar voor dodelijke infectie (meestal 104 tot 108 bacteriën/g weefsel)7,8,9 zo goed zoals in reservoir hosts 10,11, weefsels kunnen rechtstreeks worden geanalyseerd zonder de behoefte aan cultuur, vermindering van vooroordelen als gevolg van in vitro groei.

In Tn-Seq studies met de meeste bacteriële pathogenen beschreven tot nu toe, de hoge frequentie van dat mutagenese toegestaan infectie met grote zwembaden met mutanten collectief hebben meerdere nauw-spaced transposon invoegingen binnen elk gen4 ,12,13,14. TN-Seq heeft ook ontwikkeld voor een bacterie waarvoor de mutagenese frequentie veel lagere6 is. Met Leptospira, kan een bibliotheek van transposon mutanten worden gegenereerd door de invoering van de transposon op een inzetbare plasmide door vervoeging zoals beschreven door Slamti et al.15. De frequentie van transposon mutagenese van L. interrogans is echter laag. Wanneer de Himar1 transposon werd geïntroduceerd op een conjugative plasmide, werd de frequentie van de transconjugant gemeld dat enige 8,5 x 10-8 per ontvanger cel met de Lai stam van L. interrogans16 en dreigt te worden ook arme met de meeste andere stammen van L. interrogans. Het protocol hier beschreven is in deel op basis van die ontwikkeld voor Borrelia burgdorferi, waarin ook de frequentie van transposon dat mutagenese lage6.

Voor onze pilot experiment met het protocol17voerden we transposon mutagenese met L. interrogans serovar Manilae stam L495 vanwege het succes van andere groepen in het isoleren van transposon insertiemutanten in de stam samen met de lage LD50 (letale dosis) voor virulentie1. We 42 mutanten door Tn-Seq gescreend en verschillende mutant kandidaten defect in virulentie, waaronder twee met invoegingen in een kandidaat-adenylaat cyclase gen geïdentificeerd. Individuele testen van de twee mutanten in hamsters bevestigd dat zij tekort aan virulentie17waren.

Protocol

Let op: Pathogene stammen van Leptospira spp. moeten worden behandeld onder Biosafety Level 2 (BSL-2) insluiting procedures. Geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) gedragen moet worden. Een klasse II bioveiligheid kabinet moet worden gebruikt voor alle manipulaties van pathogene leptospiren spp. 1. verwezenlijking van de Transposon Mutant bibliotheek15 Overdracht van de transposon in Leptospira spp. door …

Representative Results

Oprichting van een bibliotheek van transposon mutanten in L. interrogans door vervoeging vereist een filtratie-eenheid, zoals afgebeeld in Figuur 1. We worden verhaald 100-200 transconjugants elke paring. De site van transposon invoeging is geïdentificeerd in elke mutant door de sequencing van het PCR-product dat is gegenereerd door semi-willekeurige PCR die zich richt op het einde van de …

Discussion

Hoewel uit onze proefproject voor hamster uitgedaagd intraperitoneally met 42 L. interrogans mutanten17 resultaten zijn, verwachten we dat grotere zwembaden van mutanten kunnen worden gescreend door Tn-Seq. Omdat de frequentie van transconjugants laag is (100-200 transconjugants/paring), verschillende verparingen zijn noodzakelijk voor het genereren van een voldoende aantal mutanten voor grote Tn-Seq experimenten. Onderhouden van een groot aantal mutanten in vloeibare culturen biedt logis…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gesteund door een veteranen zaken Merit Award (aan D.A.H.) en een National Institute of Health toekennen R01 AI 034431 (D.A.H.).

Materials

Kanamycin sulfate from Streptomyces kanamyceticus Sigma-Aldrich K4000
2,6-diaminopimelic acid Sigma-Aldrich D1377
Spectinomycin dihydrochloride pentahydrate Sigma-Aldrich S4014
Axio Lab A1 microscope with a darkfieldcondenser Zeiss 490950-001-000
DNeasy blood and tissue kit Qiagen 69504/69506
MinElute PCR Purification Qiagen 28004/28006
QIAquick PCR purification kit Qiagen 28104/28106
Model 505 Sonic Dismembrator Fisher Scientific FB-505
2.5" Cup horn Fisher Scientific FB-4625
Bead Ruptor 24 Omni International 19-010 Step 3.1.2.4
Terminal deoxynucleotidyl transferase Promega M828C
Master mix Phusion Thermo Scientific F531 Preparation of genomic libraries, step 3.4.
DreamTaq Master Mix Thermo Scientific K9011/K9012 Identification of the transposon insertion site, step 1.2.
dCTP Thermo Scientific R0151
ddCTP Affymetrix/ USBProducts 77112
T100 Thermal cycler BioRad 1861096
Qubit 2.0 fluorometer Invitrogen Q32866 step 3.6.
Qubit dsDNA HS assay kit Invitrogen Q32851/Q32854 step 3.6.
Qubit assay tubes life technologies Q32856 step 3.6.
PBS pH 7.2 (1X) Gibco 20012-027 20012-050
Disposable scalpel No10 Feather 2975#10
Plastic K2 EDTA 2 ml tubes BD vacutainer 367841
syringe U-100 with 26G x ½” needle BD vacutainer 329652 IP challenge, step 2.2.1.
3 mL Luer-Lok tip syringe BD vacutainer 309657 Cardiac puncture, step 2.4.2.
25G X 5/8” needle BD vacutainer 305901 Cardiac puncture, step 2.4.2.
25 mm fritted glass base with stopper EMD Millipore XX1002502 Filtration unit system, step 1.1.7.
25 mm aluminum spring clamp EMD Millipore XX1002503 Filtration unit system, step 1.1.7.
15 ml borosilcate glass funnel EMD Millipore XX1002514 Filtration unit system, step 1.1.7.
125 ml side-arm Erlenmeyer flask EMD Millipore XX1002505 Filtration unit system, step 1.1.7.
Acetate-cellulose filter VVPP (pore size 0.1 mm; diameter 25 mm) EMD Millipore VVLP02500

References

  1. Murray, G. L., et al. Genome-wide transposon mutagenesis in pathogenic Leptospira species. Infect Immun. 77 (2), 810-816 (2009).
  2. Adler, B., Lo, M., Seemann, T., Murray, G. L. Pathogenesis of leptospirosis: the influence of genomics. Vet Microbiol. 153 (1-2), 73-81 (2011).
  3. Marcsisin, R. A., et al. Use of a high-throughput screen to identify Leptospira mutants unable to colonize the carrier host or cause disease in the acute model of infection. J Med Microbiol. 62, 1601-1608 (2013).
  4. van Opijnen, T., Bodi, K. L., Camilli, A. Tn-seq: high-throughput parallel sequencing for fitness and genetic interaction studies in microorganisms. Nat Methods. 6 (10), 767-772 (2009).
  5. van Opijnen, T., Lazinski, D. W., Camilli, A. Genome-wide fitness and genetic interactions determined by Tn-seq, a high-throughput massively parallel sequencing method for microorganisms. Curr Protoc Microbiol. 36, 1E.3.1-1E.3.24 (2015).
  6. Troy, E. B., et al. Understanding barriers to Borrelia burgdorferi dissemination during infection using massively parallel sequencing. Infect Immun. 81 (7), 2347-2357 (2013).
  7. Wunder, E. A., et al. Real-time PCR reveals rapid dissemination of Leptospira interrogans after intraperitoneal and conjunctival inoculation of hamsters. Infect Immun. 84 (7), 2105-2115 (2016).
  8. Lourdault, K., Aviat, F., Picardeau, M. Use of quantitative real-time PCR for studying the dissemination of Leptospira interrogans in the guinea pig infection model of leptospirosis. J Med Microbiol. 58, 648-655 (2009).
  9. Coutinho, M. L., et al. Kinetics of Leptospira interrogans infection in hamsters after intradermal and subcutaneous challenge. PLoS Negl Trop Dis. 8 (11), e3307 (2014).
  10. Athanazio, D. A., et al. Rattus norvegicus as a model for persistent renal colonization by pathogenic Leptospira interrogans. Acta Trop. 105 (2), 176-180 (2008).
  11. Ratet, G., et al. Live imaging of bioluminescent Leptospira interrogans in mice reveals renal colonization as a stealth escape from the blood defenses and antibiotics. PLoS Negl Trop Dis. 8 (12), e3359 (2014).
  12. Gutierrez, M. G., Yoder-Himes, D. R., Warawa, J. M. Comprehensive identification of virulence factors required for respiratory melioidosis using Tn-seq mutagenesis. Front Cell Infect Microbiol. 5 (78), (2015).
  13. Gawronski, J. D., Wong, S. M., Giannoukos, G., Ward, D. V., Akerley, B. J. Tracking insertion mutants within libraries by deep sequencing and a genome-wide screen for Haemophilus genes required in the lung. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (38), 16422-16427 (2009).
  14. Gallagher, L. A., Shendure, J., Manoil, C. Genome-scale identification of resistance functions in Pseudomonas aeruginosa using Tn-seq. MBio. 2 (1), (2011).
  15. Slamti, L., Picardeau, M. Construction of a library of random mutants in the spirochete Leptospira biflexa using a mariner transposon. Methods Mol Biol. 859, (2012).
  16. Picardeau, M. Conjugative transfer between Escherichia coli and Leptospira spp. as a new genetic tool. Appl Environ Microbiol. 74 (1), 319-322 (2008).
  17. Lourdault, K., Matsunaga, J., Haake, D. A. High-throughput parallel sequencing to measure fitness of Leptospira interrogans transposon insertion mutants during acute infection. PLoS Negl Trop Dis. 10 (11), e0005117 (2016).
  18. Ellinghausen, H. C., McCullough, W. G. Nutrition of Leptospirapomona and growth of 13 other serotypes: Fractionation of oleic albumin complex and a medium of bovine albumin and polysorbate 80. Am J Vet Res. 26, 45-51 (1965).
  19. Johnson, R. C., Harris, V. G. Differentiation of pathogenic and saprophytic letospires. I. Growth at low temperatures. J Bacteriol. 94 (1), 27-31 (1967).
  20. Demarre, G., et al. A new family of mobilizable suicide plasmids based on broad host range R388 plasmid (IncW) and RP4 plasmid (IncPa) conjugative machineries and their cognate Escherichia coli host strains. Res Microbiol. 156 (2), 245-255 (2005).
  21. Vallenet, D., et al. MicroScope: a platform for microbial genome annotation and comparative genomics. Database (Oxford). , bap021 (2009).
  22. Goodman, A. L., Wu, M., Gordon, J. I. Identifying microbial fitness determinants by insertion sequencing using genome-wide transposon mutant libraries. Nat. Protocols. 6 (12), 1969-1980 (2011).
  23. Miller, J. . Spirochetes in body fluids and tissues manual of investigative methods. , 22-23 (1971).
  24. Ristow, P., et al. The OmpA-like protein Loa22 is essential for leptospiral virulence. PLoS Pathog. 3 (7), (2007).
  25. Croda, J., et al. Targeted mutagenesis in pathogenic Leptospira species: disruption of the LigB gene does not affect virulence in animal models of leptospirosis. Infect Immun. 76 (12), 5826-5833 (2008).
  26. Haake, D. A. Hamster model of leptospirosis. Curr Protoc Microbiol. 12, 2 (2006).
  27. Giardine, B., et al. Galaxy: a platform for interactive large-scale genome analysis. Genome Res. 15 (10), 1451-1455 (2005).
  28. Goecks, J., Nekrutenko, A., Taylor, J., Galaxy, T. Galaxy: a comprehensive approach for supporting accessible, reproducible, and transparent computational research in the life sciences. Genome Biol. 11 (8), R86 (2010).
  29. Blankenberg, D., et al. Galaxy: a web-based genome analysis tool for experimentalists. Curr Protoc Mol Biol. (Chapter 19), 11-21 (2010).
  30. Afgan, E., et al. The Galaxy platform for accessible, reproducible and collaborative biomedical analyses: 2016 update. Nucleic Acids Res. 8 (44), (2016).
  31. McCoy, K. M., Antonio, M. L., van Opijnen, T. MAGenTA; a Galaxy implemented tool for complete Tn-Seq analysis and data visualization. Bioinformatics. , 1367 (2017).
  32. Langmead, B., Trapnell, C., Pop, M., Salzberg, S. L. Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome. Genome Biol. 10 (3), R25 (2009).
  33. Kamp, H. D., Patimalla-Dipali, B., Lazinski, D. W., Wallace-Gadsden, F., Camilli, A. Gene fitness landscapes of Vibrio cholerae at important stages of its life cycle. PLoS Pathog. 9 (12), e1003800 (2013).
  34. Poggi, D., Oliveira de Giuseppe, P., Picardeau, M. Antibiotic resistance markers for genetic manipulations of Leptospira spp. Appl Environ Microbiol. 76 (14), 4882-4885 (2010).
  35. van Opijnen, T., Camilli, A. Transposon insertion sequencing: a new tool for systems-level analysis of microorganisms. Nat Rev Microbiol. 11 (7), 435-442 (2013).
  36. Pappas, C. J., Picardeau, M. Control of gene expression in Leptospira spp. by Transcription activator-like effectors demonstrates a potential role for LigA and LigB in Leptospira interrogans virulence. Appl Environ Microbiol. 81 (22), 7888-7892 (2015).
  37. Koskiniemi, S., Sun, S., Berg, O. G., Andersson, D. I. Selection-driven gene loss in bacteria. PLoS Genet. 8 (6), e1002787 (2012).
  38. Troy, E. B., et al. Global Tn-seq analysis of carbohydrate utilization and vertebrate infectivity of Borrelia burgdorferi. Mol Microbiol. 101 (6), 1003-1023 (2016).
  39. Ramsey, M. E., et al. A high-throughput genetic screen identifies previously uncharacterized Borrelia burgdorferi genes important for resistance against reactive oxygen and nitrogen species. PLoS Negl Trop Dis. 13 (2), e1006225 (2017).

Play Video

Citer Cet Article
Lourdault, K., Matsunaga, J., Evangelista, K. V., Haake, D. A. High-throughput Parallel Sequencing to Measure Fitness of Leptospira interrogans Transposon Insertion Mutants During Golden Syrian Hamster Infection. J. Vis. Exp. (130), e56442, doi:10.3791/56442 (2017).

View Video