İnsan Koronavirüs-Konakçı Etkileşimlerini Karakterize Etmek için Hava-Sıvı Arayüzünde Büyütülen Primer Nazal Epitel Hücrelerinin Enfeksiyonu
Summary
Nazal epitel, tüm solunum yolu patojenlerinin karşılaştığı birincil bariyer bölgesidir. Burada, fizyolojik olarak ilgili bir sistemde insan koronavirüs-konakçı etkileşimlerini karakterize etmek için hava-sıvı arayüz (ALI) kültürleri olarak büyütülen birincil nazal epitel hücrelerini kullanma yöntemlerini özetliyoruz.
Abstract
SARS-CoV (2002), MERS-CoV (2012) ve SARS-CoV-2 (2019) olmak üzere üç yüksek patojenik insan koronavirüsü (HCoV) ortaya çıkmış ve son 20 yılda önemli halk sağlığı krizlerine neden olmuştur. Dört ek HCoV, her yıl soğuk algınlığı vakalarının önemli bir kısmına neden olur (HCoV-NL63, -229E, -OC43 ve -HKU1), bu virüslerin fizyolojik olarak ilgili sistemlerde incelenmesinin önemini vurgulamaktadır. HCoV’ler solunum yoluna girer ve tüm solunum yolu patojenlerinin karşılaştığı birincil bölge olan burun epitelinde enfeksiyon oluşturur. Bu önemli sentinel bölgedeki konakçı-patojen etkileşimlerini incelemek için hastadan türetilen burun örneklerinin bir hava-sıvı arayüzünde (ALI) büyütüldüğü bir birincil nazal epitel kültürü sistemi kullanıyoruz. Bu kültürler, mevcut hücre tipleri, siliyer fonksiyon ve mukus üretimi dahil olmak üzere in vivo hava yolunun birçok özelliğini özetler. HCoV enfeksiyonunu takiben nazal ALI kültürlerinde viral replikasyon, konak hücre tropizmi, virüs kaynaklı sitotoksisite ve doğuştan gelen immün indüksiyonu karakterize etmek için yöntemleri, ölümcül ve mevsimsel HCoV’leri karşılaştıran son çalışmaları örnek olarak kullanarak açıklıyoruz1. Burundaki konak-patojen etkileşimlerinin daha iyi anlaşılması, HCoV’lere ve gelecekte ortaya çıkması muhtemel diğer solunum yolu virüslerine karşı antiviral terapötikler için yeni hedefler sağlama potansiyeline sahiptir.
Introduction
Bugüne kadar yedi insan koronavirüsü (HCoV) tanımlanmıştır ve bir dizi solunum yolu hastalığına neden olmaktadır2. Yaygın veya mevsimsel HCoV’ler (HCoV-NL63, -229E, -OC43 ve -HKU1) tipik olarak üst solunum yolu patolojisi ile ilişkilidir ve yıllık soğuk algınlığı vakalarının tahminen %10-30’una neden olur. Bu, yaygın HCoV’lerle ilişkili tipik klinik fenotip olmasına rağmen, bu virüsler çocuklar, yaşlı yetişkinler ve bağışıklığı baskılanmış bireyler dahil olmak üzere risk altındaki popülasyonlarda daha önemli alt solunum yolu hastalığına neden olabilir 3,4. Son 20 yılda şiddetli akut solunum sendromu (SARS)-CoV, Orta Doğu solunum sendromu (MERS)-CoV ve SARS-CoV-2 dahil olmak üzere üç patojenik HCoV ortaya çıkmış ve önemli halk sağlığı acil durumlarına neden olmuştur. Ölümcül HCoV’ler, MERS-CoV vakalarıyla ilişkili %>34 vaka-ölüm oranı (2012’de ortaya çıkmasından bu yana 2.500’den fazla vakadan 894 ölüm) ile açıkça gösterilen daha şiddetli solunum yolu patolojisi ile ilişkilidir5,6. Ölümcül HCoV’lerin, devam eden COVID-19 pandemisinde görüldüğü gibi, asemptomatik enfeksiyonlardan ölümcül pnömoniye kadar bir dizi solunum yolu hastalığına da neden olduğunu belirtmek önemlidir7.
HCoV’ler, diğer solunum yolu patojenleri gibi, solunum yollarına girer ve burun epitelinde üretken bir enfeksiyon oluşturur8. Alt solunum yoluna yayılımın, HCoV’lerin daha önemli alt solunum yolu patolojisine neden olduğu ağız/nazal boşluktan akciğere aspirasyon ile ilişkili olduğu düşünülmektedir 9,10,11. Bu nedenle burun, viral giriş için ilk portal görevi görür ve sağlam mukosiliyer klirens mekanizması ve alt solunum yoluna daha fazla viral yayılmayı önlemeyi amaçlayan benzersiz doğuştan gelen bağışıklık mekanizmaları ile enfeksiyona karşı birincil bariyerdir12,13. Örneğin, nazal epitel hücrelerinin, antiviral interferonların ve interferon ile uyarılan genlerin ortalama bazal seviyelerinden daha yüksek eksprese ettiği bildirilmiştir, bu da nazal hücrelerin solunum yolu virüslerine erken tepkiler için hazırlanabileceğini gösterir14,15,16.
Daha önce, HCoV enfeksiyonlarının başladığı burundaki HCoV-konakçı etkileşimlerini modellemek için bir hava-sıvı arayüzünde (ALI) büyütülen hasta kaynaklı primer nazal epitel hücrelerini kullandık. Nazal ALI kültürleri hem patojenik (SARS-CoV-2 ve MERS-CoV) hem de yaygın HCoV’lere (HCoV-NL63 ve HCoV-229E) izin verir ve A549 (bir akciğer adenokarsinomu hücre hattı) gibi geleneksel hava yolu epitel hücre hatlarına göre çeşitli avantajlar sunar16,17. Farklılaşmadan sonra, nazal ALI kültürleri heterojen bir hücresel popülasyon içerir ve mukosiliyer klirens mekanizması gibi in vivo nazal epitelden beklenen fonksiyonların çoğunu sergiler18. Nazal epitel hücrelerinin sitolojik fırçalama yoluyla elde edilmesi, HBEC’lere ulaşmak için bronkoskopi gibi tekniklerin kullanılmasına kıyasla önemli ölçüde daha az invaziv olduğundan, nazal hücreler ayrıca alt solunum yolu kültür sistemlerine (insan bronşiyal epitel hücreleri, HBEC’ler gibi) göre avantajlar sunar 19,20,21.
Bu yazıda, nazal epitelde HCoV-konakçı etkileşimlerini karakterize etmek için bu nazal ALI kültür sistemini kullanma yöntemleri açıklanmaktadır. Bu yöntemleri SARS-CoV-2, MERS-CoV, HCoV-NL63 ve HCoV-229E 1,16,17’yi karşılaştırmak için yakın zamanda yayınlanan çalışmalarda uyguladık. Bu yöntemler ve temsili sonuçlar, bu nazal hücre modelinde HCoV’lerin incelenmesini vurgulasa da, sistem diğer HCoV’lere ve diğer solunum yolu patojenlerine oldukça uyarlanabilir. Ayrıca, bu yöntemler, viral replikasyon ve hücresel tropizmin yanı sıra enfeksiyonu takiben sitotoksisite ve doğuştan gelen immün indüksiyonu araştırmak için diğer ALI kültür sistemlerine daha geniş bir şekilde uygulanabilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Burada detaylandırılan yöntemler, hasta kaynaklı nazal epitel hücrelerinin bir hava-sıvı arayüzünde büyütüldüğü ve HCoV-konakçı etkileşimlerinin incelenmesine uygulandığı bir primer epitel kültürü sistemini tanımlamaktadır. Farklılaştıktan sonra, bu nazal ALI kültürleri, siliatlı, kadeh ve bazal hücrelerin temsil edildiği heterojen bir hücresel popülasyonun yanı sıra sağlam bir şekilde atan kirpikler ve mukus sekresyonu ile bozulmamış mukosiliyer fonksiyon da dahil olmak üzere <…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma aşağıdaki finansman kaynaklarına sahiptir: Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) R01AI 169537 (SRW ve NAC), NIH R01AI 140442 (SRW), VA Merit İnceleme CX001717 (NAC), VA Merit İnceleme BX005432 (SRW ve NAC), Penn Koronavirüsler ve Diğer Ortaya Çıkan Patojenler Araştırma Merkezi (SRW), Laffey-McHugh Vakfı (SRW ve NAC), T32 AI055400 (CJO), T32 AI007324 (AF).
Materials
| Alexa Fluor secondary antibodies (488, 594, 647) | Invitrogen | Various | |
| BSA (bovine serum albumin) | Sigma-Aldrich | A7906 | |
| cOmplete mini EDTA-free protease inhibitor | Roche | 11836170001 | |
| Cytotoxicity detection kit | Roche | 11644793001 | |
| DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Media) | Gibco | 11965-084 | |
| DPBS (Dulbecco's Phosphate Buffered Saline) | Gibco | 14190136 | |
| DPBS + calcium + magnesium | Gibco | 14040-117 | |
| Endohm-6G measurement chamber | World Precision Instruments | ENDOHM-6G | |
| Epithelial cell adhesion marker (EpCAM; CD326) | eBiosciences | 14-9326-82 | |
| Epithelial Volt/Ohm (TEER) Meter (EVOM) | World Precision Instruments | 300523 | |
| FBS (Fetal Bovine Serum) | HyClone | SH30071.03 | |
| FV10-ASW software for imaging | Olympus | Version 4.02 | |
| HCoV-NL63 (Human coronavirus, NL63) | BEI Resources | NR-470 | |
| HCoV-NL63 nucleocapsid antibody | Sino Biological | 40641-V07E | |
| Hoescht stain | Thermo Fisher | H3570 | |
| Laemmli sample buffer (4x) | BIO-RAD | 1610747 | |
| LLC-MK2 cells | ATCC | CCL-7 | To titrate HCoV-NL63 |
| MERS-CoV (Human coronavirus, Middle East Respiratory Syndrome Coronavirus (MERS-CoV), EMC/2012) | BEI Resources | NR-44260 | |
| MERS-CoV nucleocapsid antibody | Sino Biological | 40068-MM10 | |
| MUC5AC antibody | Sigma-Aldrich | AMAB91539 | |
| Olympus Fluoview confocal microscope | Olympus | FV1000 | |
| Phalloidin-iFluor 647 stain | Abcam | ab176759 | |
| PhosStop easy pack (phosphatase inhibitors) | Roche | PHOSS-RO | |
| Plate reader | Perkin Elmer | HH34000000 | Any plate reader or ELISA reader is sufficient; must be able to read absorbance at 492 nm |
| RIPA buffer (50 mM Tris pH 8; 150 mM NaCl; 0.5% deoxycholate; 0.1% SDS; 1% NP40) | Thermo Fisher | 89990 | Can prep in-house or purchase |
| RNeasy Plus Kit | Qiagen | 74134 | |
| SARS-CoV-2 (SARS-Related Coronavirus 2, Isolate USA-WA1/2020) | BEI Resources | NR-52281 | |
| SARS-CoV-2 nucleocapsid antibody | Genetex | GTX135357 | |
| Triton-X 100 | Fisher Scientific | BP151100 | |
| Type IV β- tubulin antibody | Abcam | ab11315 | |
| VeroCCL81 cells | ATCC | CCL-81 | To titrate MERS-CoV |
| VeroE6 cells | ATCC | CRL-1586 | To titrate SARS-CoV-2 |
Referencias
- Otter, C. J., et al. Infection of primary nasal epithelial cells differentiates among lethal and seasonal human coronaviruses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 120 (15), 2218083120 (2023).
- Fehr, A., Perlman, S. Coronaviruses: An overview of their replication and pathogenesis. Methods in Molecular Biology. 1282, 1-23 (2015).
- Gaunt, E. R., Hardie, A., Claas, E. C. J., Simmonds, P., Templeton, K. E. Epidemiology and clinical presentations of the four human coronaviruses 229E, HKU1, NL63, and OC43 detected over 3 years using a novel multiplex real-time PCR method. Journal of Clinical Microbiology. 48 (8), 2940-2947 (2010).
- Kesheh, M. M., Hosseini, P., Soltani, S., Zandi, M. An overview on the seven pathogenic human coronaviruses. Reviews in Medical Virology. 32 (2), 2282 (2022).
- MERS-CoV Worldwide Overview. European Centre for Disease Prevention and Control Available from: https://www.ecdc.europa.eu/en/middle-east-respiratory-syndrome-coronavirus-mers-cov-situation-update (2022)
- Cao, Y., Liu, X., Xiong, L., Cai, K. Imaging and clinical features of patients with 2019 novel coronavirus SARS-CoV-2: A systematic review and meta-analysis. Journal of Medical Virology. 92 (9), 1449-1459 (2020).
- Vareille, M., Kieninger, E., Edwards, M. R., Regamey, N. The airway epithelium: Soldier in the fight against respiratory viruses. Clinical Microbiology Reviews. 24 (1), 210-229 (2011).
- Farzal, Z., et al. Comparative study of simulated nebulized and spray particle deposition in chronic rhinosinusitis patients. International Forum of Allergy and Rhinology. 9 (7), 746-758 (2019).
- Gaeckle, N. T., Pragman, A. A., Pendleton, K. M., Baldomero, A. K., Criner, G. J. The oral-lung axis: The impact of oral health on lung health. Respiratory Care. 65 (8), 1211-1220 (2020).
- Hou, Y., et al. SARS-CoV-2 reverse genetics reveals a variable infection gradient in the respiratory tract. Cell. 182, 429-446 (2020).
- Hariri, B. M., Cohen, N. A. New insights into upper airway innate immunity. American Journal of Rhinology and Allergy. 30 (5), 319-323 (2016).
- Hiemstra, P. S., McCray, P. B., Bals, R. The innate immune function of airway epithelial cells in inflammatory lung disease. European Respiratory Journal. 45 (4), 1150-1162 (2015).
- Hatton, C. F., et al. Delayed induction of type I and III interferons mediates nasal epithelial cell permissiveness to SARS-CoV-2. Nature Communications. 12 (1), 7092 (2021).
- Sungnak, W., et al. SARS-CoV-2 entry factors are highly expressed in nasal epithelial cells together with innate immune genes. Nature Medicine. 26 (5), 681-687 (2020).
- Li, Y., et al. SARS-CoV-2 induces double-stranded RNA-mediated innate immune responses in respiratory epithelial-derived cells and cardiomyocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (16), 2022643118 (2021).
- Comar, C. E., et al. MERS-CoV endoribonuclease and accessory proteins jointly evade host innate immunity during infection of lung and nasal epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 119 (21), 2123208119 (2022).
- Lee, R. J., et al. Bacterial D-amino acids suppress sinonasal innate immunity through sweet taste receptors in solitary chemosensory cells. Science Signaling. 10 (495), (2017).
- Brewington, J. J., et al. Brushed nasal epithelial cells are a surrogate for bronchial epithelial CFTR studies. JCI Insight. 3 (13), 99385 (2018).
- Comer, D. M., Elborn, J. S., Ennis, M. Comparison of nasal and bronchial epithelial cells obtained from patients with COPD. PLoS One. 7 (3), e32924 (2012).
- Vanders, R. L., Hsu, A., Gibson, P. G., Murphy, V. E., Wark, P. A. B. Nasal epithelial cells to assess in vitro immune responses to respiratory virus infection in pregnant women with asthma. Respiratory Research. 20 (1), 259 (2019).
- Lee, R. J., et al. Fungal aflatoxins reduce respiratory mucosal ciliary function. Scientific Reports. 6, 33221 (2016).
- Patel, N. N., et al. Fungal extracts stimulate solitary chemosensory cell expansion in noninvasive fungal rhinosinusitis. International Forum of Allergy and Rhinology. 9 (7), 730-737 (2019).
- Baer, A., Kehn-Hall, K. Viral concentration determination through plaque assays: Using traditional and novel overlay systems. Journal of Visualized Experiments. 93 (93), e52065 (2014).
- Robinot, R., et al. SARS-CoV-2 infection induces the dedifferentiation of multiciliated cells and impairs mucociliary clearance. Nature Communications. 12 (1), 4354 (2021).
- Whitsett, J. A. Airway epithelial differentiation and mucociliary clearance. Annals of the American Thoracic Society. 15, S143-S148 (2018).
- Gao, N., Raduka, A., Rezaee, F. Respiratory syncytial virus disrupts the airway epithelial barrier by decreasing cortactin and destabilizing F-actin. Journal of Cell Science. 135 (16), 259871 (2022).
- Schmidt, H., et al. IL-13 impairs tight junctions in airway epithelia. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3222 (2019).
- Huang, Z. Q., et al. Interleukin-13 alters tight junction proteins expression thereby compromising barrier function and dampens rhinovirus induced immune responses in nasal epithelium. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 572749 (2020).
- Saatian, B., et al. Interleukin-4 and interleukin-13 cause barrier dysfunction in human airway epithelial cells. Tissue Barriers. 1 (2), e24333 (2013).
- Coles, J. L., et al. A revised protocol for culture of airway epithelial cells as a diagnostic tool for primary ciliary dyskinesia. Journal of Clinical Medicine. 9 (11), 3753 (2020).
- Baldassi, D., Gabold, B., Merkel, O. M. Air−liquid interface cultures of the healthy and diseased human respiratory tract: Promises, challenges, and future directions. Advanced NanoBiomed Research. 1 (6), 2000111 (2021).
- Seibold, M. A. Interleukin-13 stimulation reveals the cellular and functional plasticity of the airway epithelium. Annals of the American Thoracic Society. 15, S98-S106 (2018).
- Morrison, C. B., et al. SARS-CoV-2 infection of airway cells causes intense viral and cell shedding, two spreading mechanisms affected by IL-13. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 119 (16), 2119680119 (2022).
