Summary

عزل الخلايا المناعية عن دماغ الفأر والجمجمة

Published: July 26, 2024
doi:

Summary

للتحقيق في الاستجابة المناعية لاضطرابات الدماغ ، يتمثل أحد الأساليب الشائعة في تحليل التغيرات في الخلايا المناعية. هنا ، يتم توفير بروتوكولين بسيطين وفعالين لعزل الخلايا المناعية من أنسجة دماغ الفئران ونخاع عظم الجمجمة.

Abstract

تشير الأدلة المتزايدة إلى أن الاستجابة المناعية التي تسببها اضطرابات الدماغ (على سبيل المثال ، نقص تروية الدماغ والتهاب الدماغ والنخاع المناعي الذاتي) لا تحدث فقط في الدماغ ، ولكن أيضا في الجمجمة. تتمثل إحدى الخطوات الرئيسية نحو تحليل التغيرات في مجموعات الخلايا المناعية في كل من الدماغ ونخاع عظم الجمجمة بعد تلف الدماغ (مثل السكتة الدماغية) في الحصول على أعداد كافية من الخلايا المناعية عالية الجودة للتحليلات النهائية. هنا ، يتم توفير بروتوكولين محسنين لعزل الخلايا المناعية من الدماغ ونخاع عظم الجمجمة. تنعكس مزايا كلا البروتوكولين في بساطتهما وسرعتهما وفعاليتهما في إنتاج كمية كبيرة من الخلايا المناعية القابلة للحياة. قد تكون هذه الخلايا مناسبة لمجموعة من التطبيقات النهائية ، مثل فرز الخلايا وقياس التدفق الخلوي والتحليل النسخي. لإثبات فعالية البروتوكولات ، تم إجراء تجارب التنميط المناعي على أدمغة السكتة الدماغية ونخاع عظم الجمجمة الطبيعي في الدماغ باستخدام تحليل قياس التدفق الخلوي ، وتتماشى النتائج مع نتائج الدراسات المنشورة.

Introduction

الدماغ ، المحور المركزي للجهاز العصبي ، محمي بواسطة الجمجمة. تحت الجمجمة توجد ثلاث طبقات من النسيج الضام تعرف باسم السحايا – الأم الجافية ، الأم العنكبوتية ، والأم الحنان. يدور السائل الدماغي الشوكي (CSF) في الفضاء تحت العنكبوتية بين الأم العنكبوتية والأم الحنون ، مما يخفف من الدماغ ويزيل النفايات أيضا عبر الجهاز اللمفاوي 1,2. توفر هذه البنية الفريدة معا بيئة آمنة وداعمة تحافظ على استقرار الدماغ وتحميه من الإصابة المحتملة.

لطالما اعتبر الدماغ متميزا في المناعة. ومع ذلك ، فقد تم التخلي عن هذه الفكرة جزئيا حيث تشير الأدلة المتزايدة إلى أنه بالإضافة إلى الخلايا الدبقية الصغيرة المقيمة في الحمة ، فإن حدود الدماغ ، بما في ذلك الضفيرة المشيمية والسحايا ، تستضيف مجموعة متنوعة من الخلايا المناعية3. تلعب هذه الخلايا أدوارا مهمة في الحفاظ على الاتزان الداخلي، ومراقبة صحة الدماغ، وبدء الاستجابة المناعية لإصابة الدماغ. والجدير بالذكر أن النتائج الأخيرة تشير إلى أن الجمجمة متورطة في مناعة السحايا ، وقد تساهم في الاستجابة المناعية في الدماغ بعد الإصابة. في عام 2018 ، قام Herisson et al. باكتشاف أساسي للقنوات الوعائية المباشرة التي تربط نخاع عظم الجمجمة بالسحايا ، وبالتالي إنشاء طريق تشريحي لهجرة الكريات البيض 4,5. في وقت لاحق ، أظهر Cugurra et al. أن العديد من الخلايا النخاعية (على سبيل المثال ، الوحيدات والعدلات) والخلايا البائية في السحايا لا تنشأ من الدم6. باستخدام تقنيات مثل زرع رفرف عظم كالفاريا وأنظمة التشعيع الانتقائية ، قدم المؤلفون أدلة دامغة على أن نخاع عظم الجمجمة يعمل كمصدر محلي للخلايا النخاعية في السحايا وكذلك حمة الجهاز العصبي المركزي بعد إصابة الجهاز العصبي المركزي6. علاوة على ذلك ، اقترحت دراسة أخرى أن الخلايا البائية السحائية يتم توفيرها باستمرار بواسطة نخاع عظم الجمجمة7. في الآونة الأخيرة ، تم تحديد بنية جديدة ، تسمى خروج الكفة العنكبوتية (ACE) ، كبوابة مباشرة بين الأم الجافية والدماغ لتهريب الخلايا المناعية8.

هذه النتائج المثيرة لها آثار مهمة على أصل تسلل الخلايا المناعية إلى الدماغ المصاب (على سبيل المثال ، بعد السكتة الدماغية). أشارت مجموعة كبيرة من الأدلة إلى أنه بعد السكتة الدماغية ، تتسلل العديد من الخلايا المناعية إلى الدماغ ، مما يساهم في كل من تلف الدماغ الحاد والتعافي المزمن للدماغ. الفكرة التقليدية هي أن هذه الخلايا تدور كريات الدم البيضاء في الدم التي تتسلل إلى الدماغ ، والتي يتم تسهيلها إلى حد كبير عن طريق تلف حاجز الدم في الدماغ الناجم عن السكتة الدماغية. ومع ذلك ، فقد تم الطعن في هذه الفكرة. في إحدى الدراسات ، تم تصنيف الخلايا المناعية في الجمجمة وساق الفئران بشكل مختلف ، وفي 6 ساعات بعد السكتة الدماغية ، تم العثور على انخفاض أكبر بكثير في العدلات والوحيدات في الجمجمة مقابل. كانت الساق والمزيد من العدلات المشتقة من الجمجمة موجودة في الدماغ الإقفاري. تشير هذه البيانات إلى أنه في مرحلة السكتة الدماغية الحادة ، تنشأ العدلات في الدماغ الإقفاري بشكل أساسي من نخاع عظم الجمجمة4. ومن المثير للاهتمام أن CSF قد يوجه هذه الهجرة. في الواقع ، أظهر تقريران حديثان أن السائل الدماغي الشوكي يمكنه نقل إشارات الإشارات مباشرة من الدماغ إلى نخاع عظم الجمجمة عبر قنوات الجمجمة ، وتوجيه هجرة الخلايا وتكون الدم في نخاع عظم الجمجمة بعد إصابة الجهاز العصبي المركزي 9,10.

في ضوء هذه النتائج الأخيرة ، أصبح من المهم تحليل التغيرات في الخلايا المناعية في كل من الدماغ ونخاع عظم الجمجمة ، عند دراسة الاستجابة المناعية لاضطرابات الدماغ. في مثل هذه التحقيقات ، هناك حاجة إلى أعداد كافية من الخلايا المناعية عالية الجودة للتحليلات النهائية مثل فرز الخلايا وتحليل قياس التدفق الخلوي وتسلسل الحمض النووي الريبي أحادي الخلية (scRNA-seq). هنا ، الهدف العام هو تقديم إجراءين محسنين لإعداد معلقات أحادية الخلية من أنسجة المخ ونخاع عظم الجمجمة. من المهم ملاحظة أن الجلفاريا (العظم الجبهي والعظم القذالي والعظام الجدارية) للجمجمة تستخدم عادة لاستخراج نخاع العظم ، ويشار إلى نخاع العظم هذا على وجه التحديد باسم نخاع عظم الجمجمة طوال هذه الدراسة.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول من قبل لجنة رعاية واستخدام في معهد ديوك (IACUC). تم استخدام ذكور C57Bl / 6 الفئران (3-4 أشهر ؛ 22-28 جم) في الدراسة الحالية. يتم سرد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد. 1. تعليق خلية واحدة من دماغ الفأر ملاحظة: يوض?…

Representative Results

لتحضير الخلايا المناعية من أنسجة دماغ الفأر ، ينتج البروتوكول عموما خلايا ذات قابلية عالية للحياة (84.1٪ ± 2.3٪ [متوسط ± SD]). ما يقرب من 70 ٪ -80 ٪ من هذه الخلايا هي CD45 إيجابية. في دماغ الفأر الطبيعي ، تكون جميع خلايا CD45 + تقريبا عبارة عن خلايا دبقية صغيرة (CD45LowCD11b +) ، كما هو متوقع. تم …

Discussion

هنا ، يتم تقديم بروتوكولين بسيطين لكنهما فعالان لعزل الخلايا المناعية عن الدماغ ونخاع عظم الجمجمة. يمكن أن تنتج هذه البروتوكولات بشكل موثوق كمية كبيرة من الخلايا المناعية القابلة للحياة التي قد تكون مناسبة لتطبيقات المصب المتنوعة ، ولا سيما لقياس التدفق الخلوي.

لدراسة الا…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نشكر كاثي غيج على مساهمتها التحريرية الممتازة. تم إنشاء الأشكال التوضيحية باستخدام BioRender.com. تم دعم هذه الدراسة بأموال من قسم التخدير (المركز الطبي بجامعة ديوك) ومنح المعاهد الوطنية للصحة NS099590 و HL157354 و NS127163.

Materials

0.5 mL microcentrifuge tubes VWR 76332-066
1.5 mL microcentrifuge tubes VWR 76332-068
15 mL conical tubes Thermo Fisher Scientific 339651
18 G x 1 in BD PrecisionGlide Needle BD Biosciences 305195
1x HBSS Gibco 14175-095
50 mL conical tubes Thermo Fisher Scientific 339653
96-well V-bottom microplate  SARSTEDT 82.1583
AURORA  flow cytometer Cytek bioscience
BSA Fisher BP9706-100
CD11b-AF594 BioLegend 101254 1:500 dilution
CD19-BV785 BioLegend 115543 1:500 dilution
CD19-FITC BioLegend 115506 1:500 dilution
CD3-APC BioLegend 100312 1:500 dilution
CD3-PE BioLegend 100206 1:500 dilution
CD45-Alex 700 BioLegend 103128 1:500 dilution
CD45-BV421 Biolegend 103133 1:500 dilution
Cell Strainer 70 um Avantor 732-2758
Dressing Forceps  V. Mueller NL1410
EDTA Invitrogen 15575-038
Fc Block Biolegend 101320 1:100 dilution
Forceps Roboz RS-5047
LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit Thermo Fisher Scientific N7167 1:500 dilution
Ly6G-BV421 BioLegend 127628 1:500 dilution
Ly6G-PerCp-cy5.5 BioLegend 127615 1:500 dilution
NK1.1-APC-cy7 BioLegend 108723 1:500 dilution
Percoll (density gradient medium) Cytiva 17089101
Phosphate buffer saline (10x) Gibco 70011-044
RBC Lysis Buffer (10x) BioLegend 420302
Scissors SKLAR 64-1250
WHEATON Dounce Tissue, 15 mL Size DWK Life Sciences 357544

References

  1. Bohr, T., et al. The glymphatic system: Current understanding and modeling. iScience. 25 (9), 104987 (2022).
  2. Jiang-Xie, L. F., et al. Neuronal dynamics direct cerebrospinal fluid perfusion and brain clearance. Nature. 627 (8002), 157-164 (2024).
  3. Goertz, J. E., Garcia-Bonilla, L., Iadecola, C., Anrather, J. Immune compartments at the brain’s borders in health and neurovascular diseases. Semin Immunopathol. 45 (3), 437-449 (2023).
  4. Herisson, F., et al. Direct vascular channels connect skull bone marrow and the brain surface enabling myeloid cell migration. Nat Neurosci. 21 (9), 1209-1217 (2018).
  5. Mazzitelli, J. A., et al. Skull bone marrow channels as immune gateways to the central nervous system. Nat Neurosci. 26 (12), 2052-2062 (2023).
  6. Cugurra, A., et al. Skull and vertebral bone marrow are myeloid cell reservoirs for the meninges and CNS parenchyma. Science. 373 (6553), eabf7844 (2021).
  7. Brioschi, S., et al. Heterogeneity of meningeal b cells reveals a lymphopoietic niche at the CNS borders. Science. 373 (6553), eabf9277 (2021).
  8. Smyth, L. C. D., et al. Identification of direct connections between the dura and the brain. Nature. 627, 165-173 (2024).
  9. Mazzitelli, J. A., et al. Cerebrospinal fluid regulates skull bone marrow niches via direct access through dural channels. Nat Neurosci. 25 (5), 555-560 (2022).
  10. Pulous, F. E., et al. Cerebrospinal fluid can exit into the skull bone marrow and instruct cranial hematopoiesis in mice with bacterial meningitis. Nat Neurosci. 25 (5), 567-576 (2022).
  11. Li, R., et al. Mouse cardiac arrest model for brain imaging and brain physiology monitoring during ischemia and resuscitation. J Vis Exp. (194), e65340 (2023).
  12. Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. J Am Heart Assoc. 10 (11), e019142 (2021).
  13. Li, X., et al. Single-cell transcriptomic analysis of the immune cell landscape in the aged mouse brain after ischemic stroke. J Neuroinflammation. 19 (1), 83 (2022).
  14. Wang, Y. C., et al. Perk (protein kinase RNA-like er kinase) branch of the unfolded protein response confers neuroprotection in ischemic stroke by suppressing protein synthesis. Stroke. 51 (5), 1570-1577 (2020).
  15. Posel, C., Moller, K., Boltze, J., Wagner, D. C., Weise, G. Isolation and flow cytometric analysis of immune cells from the ischemic mouse brain. J Vis Exp. 108, e53658 (2016).
  16. Srakocic, S., et al. Proposed practical protocol for flow cytometry analysis of microglia from the healthy adult mouse brain: Systematic review and isolation methods’ evaluation. Front Cell Neurosci. 16, 1017976 (2022).
  17. Disano, K. D., et al. Isolating central nervous system tissues and associated meninges for the downstream analysis of immune cells. J Vis Exp. 159, e61166 (2020).
  18. Mattei, D., et al. Enzymatic dissociation induces transcriptional and proteotype bias in brain cell populations. Int J Mol Sci. 21 (21), (2020).
  19. Mcgill, C. J., Lu, R. J., Benayoun, B. A. Protocol for analysis of mouse neutrophil netosis by flow cytometry. STAR Protoc. 2 (4), 100948 (2021).
  20. Su, Y., et al. Meningeal immunity and neurological diseases: New approaches, new insights. J Neuroinflammation. 20 (1), 125 (2023).
  21. Niu, C., et al. Mechanical isolation of neonatal and adult mouse dura leukocytes for flow cytometry analysis. STAR Protoc. 4 (2), 102272 (2023).
  22. Roussel-Queval, A., Rebejac, J., Eme-Scolan, E., Paroutaud, L. A., Rua, R. Flow cytometry and immunohistochemistry of the mouse dural meninges for immunological and virological assessments. STAR Protoc. 4 (1), 102119 (2023).
  23. Louveau, A., Filiano, A. J., Kipnis, J. Meningeal whole mount preparation and characterization of neural cells by flow cytometry. Curr Protoc Immunol. 121 (1), e50 (2018).

Play Video

Cite This Article
Zhang, R., Zhang, J., Rehman, A. U., Dang, L., Yu, X., Yang, W. Isolating Immune Cells from Mouse Brain and Skull. J. Vis. Exp. (209), e66861, doi:10.3791/66861 (2024).

View Video