Summary

갓 분리된 마우스 간세포의 현탁액에서의 지방산 β산화의 측정

Published: September 09, 2021
doi:

Summary

지방산 β산화는 간세포를 포함한 다양한 세포 유형에서 에너지를 생성하는 데 필수적인 대사 경로입니다. 여기에서, 우리는 14C표지된 팔미트산을 사용하여 갓 분리된 원발성 간세포에서 지방산 β산화를 측정하는 방법을 설명한다.

Abstract

지방산 β산화는 간장의 에너지 요구를 충족시키고 전신 포도당 항상성을 유지하고 금식 상태에서 간 외 장기 기능을 지원하는 데 필수적인 케톤 생성 및 글루코 신 생성과 같은 추가 과정을위한 기질 및 보조 인자를 제공하는 핵심 대사 경로입니다. 지방산 β산화는 미토콘드리아와 퍼옥시좀 내에서 발생하며 지방산의 흡수 및 활성화, 효소 발현 수준 및 조효소 A 및 NAD+와 같은 보조인자의 가용성을 포함한 여러 메커니즘을 통해 조절됩니다. 간 균질물에서 지방산 β 산화를 측정하는 분석에서, 세포 용해 및 보조인자의 초생리학적 수준의 일반적인 첨가는 이러한 조절 메카니즘의 효과를 가린다. 또한, 균질물에서 소기관의 완전성은 제어하기가 어렵고 제제마다 크게 다를 수 있습니다. 온전한 원발성 간세포에서 지방산 β산화의 측정은 위의 함정을 극복합니다. 이 프로토콜은 14C표지된 팔미트산과 함께 인큐베이션된 갓 단리된 일차 마우스 간세포의 현탁액에서 지방산 β산화를 측정하는 방법을 기술한다. 배양의 시간 내지 수일을 피함으로써, 이 방법은 먹이를 먹인 마우스에 비해 금식 마우스로부터 분리된 간세포에서 관찰된 지방산 β산화의 활성화를 포함하여 본래의 간장의 단백질 발현 수준 및 대사 경로 활성을 더 잘 보존할 수 있는 장점이 있다.

Introduction

지방산 β산화는 지질 대사에 필수적인 과정으로식이 요법에서 지방산 합성과 섭취의 균형을 맞추는 이화 경로를 제공합니다. 이 과정은 심장 근육, 신장 피질 및 금식 간을 포함한 여러 장기에 대한 에너지를 생성하고식이 요법, 지방 조직 지방 분해 및 내부 트리글리 세라이드 저장 1,2에서 얻은 지방산을 활용합니다.

β산화 경로를 통한 지방산의 산화는 아세틸-CoA로서 방출되는 한 번에 두 개의 탄소에 의한 지방 아실 사슬의 순차적 단축을 초래하며, 이 과정은 미토콘드리아와 퍼옥시솜 모두에서 발생한다. 대부분의 지방산은 β산화만을 겪지만, 일부는 이 경로에 들어가기 전에 다른 탄소에서 산화됩니다. 예를 들어, 피탄산과 같은 3-메틸-치환 지방산은 α산화 경로에 들어가기 전에 퍼옥시솜에서 β산화에 의해 하나의 탄소의 제거를 겪는다. 유사하게, 일부 지방산은 먼저 소포체에서 말단 메틸기의 산화(ω-oxidation)에 의해 디카르복실산으로 전환되고, β산화에 의해 퍼옥시좀에서 우선적으로 산화된다(3).

특정 소기관에 관계없이, 지방산은 먼저 조효소 A(CoA) 티오에스테르 또는 아실-CoA로 전환되어야 하며, β산화 경로를 통해 산화되어야 한다. 미토콘드리아 매트릭스에서 장쇄 아실-CoAs의 β-산화는 그들의 전좌를 위해 카르니틴 셔틀을 필요로 하며, 여기서 카르니틴 팔미토일트랜스퍼라제 1(CPT1)은 아실-CoAs를 아실카르니틴으로의 전환을 촉매하고, 이 과정4에서 속도 제한 효소이다. 일단 미토콘드리아 매트릭스로 전좌되면, 아실-CoAs는 재형성되어 미토콘드리아 β산화 기계장치의 기질 역할을 한다. 금식 상태에서, 간에서 β산화를 통해 생성된 아세틸-CoA는 주로 케토제네시스로 채널링된다. 퍼옥시솜은 매우 긴 사슬, 분지쇄 및 디카르복실산의 β산화를 위한 주요 부위로서 작용한다. 페록시솜은 지방산 기질을 수입하기 위해 카르니틴 셔틀을 필요로하지 않으며, 대신 ATP 결합 카세트 (ABC) 수송체 ABCD1-35의 활성을 통해 특파원 아실-CoAs를 수입합니다. 퍼옥시좀 내에서 아실-CoAs는 미토콘드리아 지방산 β산화 기계와 구별되는 전용 효소 세트에 의해 산화됩니다. 미토콘드리아와 퍼옥시솜 모두 지방 아실 사슬을 산화시키기 위해 NAD+ 와 유리 CoA의 공급이 필요합니다. 간에서의 CoA 수준은 금식에 대한 반응에서 증가하는 것으로 나타났으며, 이 상태6에서 발생하는 지방산 산화의 증가된 속도를 지지한다. 더욱이, 퍼옥시좀에서의 증가된 CoA 분해는 퍼옥시솜 지방산 산화의 선택적 감소를 초래한다7. 따라서, 세포 내 지방산 산화의 과정은 지방산의 활성화, 수송 및 산화에 관여하는 효소의 발현 수준 및 활성뿐만 아니라 여러 세포 구획에 걸친 보조인자 및 다른 대사산물의 농도에 의해 조절된다.

지방산 산화를 측정하기 위해 조직 균질물을 사용하는 절차는 이러한 과정을 조절하고 지원하는 세포 구조를 파괴하여, 생체내 대사를 정확하게 반영하지 않는 데이터의 수집으로 이어진다. 플레이팅된 원발성 간세포를 사용하는 기술이 이 시스템을 보존하는 반면, 단리된 세포를 장기간 배양하는 것은 동물 8,9 내에 여전히 살고 있을 때 세포에 존재했던 생체내 유전자 발현 프로파일의 손실을 초래한다. 다음 프로토콜은 일차 간세포를 분리하고 [1-14C]팔미트산을 사용하여 단리 직후 및 현탁액에서 지방산 β산화에 대한 그들의 능력을 분석하는 방법을 기술한다. 상기 분석은 [1-14C]팔미트산10,11의 β산화에 의해 생성된 아세틸-CoA와 같은 산성 가용성 대사산물(ASM) 또는 생성물과 관련된 방사능의 측정에 기초한다.

Protocol

마우스 (C57BL / 6J, 남성, 9-11 주령)에 대한 모든 실험 절차는 웨스트 버지니아 대학의 IACUC (Institutional Animal Care and Use Committees)의 승인을 받았다. 1. 간세포 분리 준비 간세포 분리 전날에, 표 1에 열거된 완충액 및 세포 배양 배지를 준비한다. 수술이 수행 될 곳 근처에서 온도를 37 ° C로 설정한 수조를 설치하십시오. 간세포 분리 당일에, 층류 후?…

Representative Results

여기에 설명 된 간 관류는 일반적으로 트리판 블루 배제로 추정 된 바와 같이 평균 생존율이 80 %인 30-40 백만 세포 / 간을 산출합니다 (그림 2). 관류 완충액 1 및 2를 제조하는데 사용되는 크렙스-헨셀릿 완충액(KHB) 내의 글루코스의 전형적인 농도는 11 mM이다. 공복 마우스로부터 분리된 간세포에서 지방산 β산화를 측정할 때, KHB 내의 글루코스의 농도는 공복 상태를 더 잘 나타…

Discussion

간 관류 중에는 기포가 간에서 미세 모세 혈관을 차단하고 완충액 순환을 예방하거나 제한하며 간세포 수율과 생존력을 전반적으로 감소시키기 때문에 기포의 도입을 피하는 것이 중요합니다20,21. IVC의 캐뉼레이션 전에 버퍼 충전된 유입 라인을 면밀히 검사하고, 본원에 기술된 바와 같이, 버퍼 1을 포함하는 튜브로부터 유입 라인을 들어 올려 버퍼 2로…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 Roberta Leonardi에게 국립 보건원 보조금 R35GM119528에 의해 지원되었습니다.

Materials

(R)-(+)-Etomoxir sodium salt Tocris Bioscience 4539/10
[1-14C]-Palmitic acid, 50–60 mCi/mmol, 0.5 mCi/mL American Radiolabeled Chemicals ARC 0172A
1 M HEPES, sterile Corning 25060CI
10 µL disposable capillaries/pistons for positive displacement pipette Mettler Toledo 17008604
1000 µL, 200 µL, and 10 µL pipettes and tips
5 mL, 10 mL, and 25 mL serological pipettes
50 mL sterile centrifuge tubes CellTreat 229421
70% Perchloric acid Fisher Scientific A2296-1LB
BSA, fatty acid-free Fisher Scientific BP9704100
CaCl2 dihydrate MilliporeSigma 223506
D-(+)-Glucose MilliporeSigma G7021
EGTA Gold Biotechnology E-217
Ethanol Pharmco 111000200CSPP
Filter System, 0.22 μm PES Filter, 500 mL, Sterile CellTreat 229707
Gentamicin sulphate Gold Biotechnology G-400-25
HDPE, 6.5 mL scintillation vials Fisher Scientific 03-342-3
Hemocytometer
Hypodermic needles 22 G, 1.5 in BD Biosciences 305156
Isoflurane VetOne 502017
KCl Fisher Scientific BP366-1
KH2PO4 MilliporeSigma P5655
Liberase TM Research Grade MilliporeSigma 5401119001 Defined blend of purified collagenase I and II with a medium concentration of thermolysin
M199 medium MilliporeSigma M5017
MgSO4 heptahydrate MilliporeSigma M1880
Microcentrifuge Fisher Scientific accuSpin Micro 17
Microdissecting Scissors Roboz Surgical Instrument Co RS-5980
NaCl Chem-Impex International 30070
NaHCO3 Acros Organics 424270010
Palmitic acid MilliporeSigma P0500
Penicillin/streptomycin (100x) Gibco 15140122
Phosphate buffered saline (PBS) Cytiva Life Sciences SH30256.01
Positive displacement pipette MR-10, 10 µL Mettler Toledo 17008575
Refrigerated centrifuge with inserts for 50 mL conical tubes Eppendorf 5810 R
Round-bottom, 14 mL, polypropylene culture test tubes Fisher Scientific 14-956-9A
Scintillation counter Perkin Elmer TriCarb 4810 TR
ScintiVerse BD cocktail Fisher Scientific SX18-4
Shaking water bath, 30 L capacity New Brunswick Scientific  Model G76
Sterile cell strainers, 100 µm Fisher Scientific 22363549
Thumb Dressing Forceps Roboz Surgical Instrument Co RS-8120
Trypan Blue Corning 25900CI
Variable-flow peristaltic pump Fisher Scientific 138762
Water baths, 2–2.5 L capacity

References

  1. Alves-Bezerra, M., Cohen, D. E. Triglyceride Metabolism in the Liver. Comprehensive Physiology. 8 (1), 1-8 (2017).
  2. Lopaschuk, G. D., Ussher, J. R., Folmes, C. D., Jaswal, J. S., Stanley, W. C. Myocardial fatty acid metabolism in health and disease. Physiological Reviews. 90 (1), 207-258 (2010).
  3. Mannaerts, G. P., van Veldhoven, P. P. Functions and organization of peroxisomal beta-oxidation. Annals of the New York Academy of Sciences. 804, 99-115 (1996).
  4. Kerner, J., Hoppel, C. Fatty acid import into mitochondria. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1486 (1), 1-17 (2000).
  5. Baker, A., et al. Peroxisomal ABC transporters: functions and mechanism. Biochemical Society Transactions. 43 (5), 959-965 (2015).
  6. Leonardi, R., Rehg, J. E., Rock, C. O., Jackowski, S. Pantothenate kinase 1 is required to support the metabolic transition from the fed to the fasted state. PloS One. 5 (6), 11107 (2010).
  7. Shumar, S. A., Kerr, E. W., Fagone, P., Infante, A. M., Leonardi, R. Overexpression of Nudt7 decreases bile acid levels and peroxisomal fatty acid oxidation in the liver. Journal of Lipid Research. 60 (5), 1005-1019 (2019).
  8. Richert, L., et al. Gene expression in human hepatocytes in suspension after isolation is similar to the liver of origin, is not affected by hepatocyte cold storage and cryopreservation, but is strongly changed after hepatocyte plating. Drug Metabolism and Disposition: The Biological Fate of Chemicals. 34 (5), 870-879 (2006).
  9. Colbert, R. A., Amatruda, J. M., Young, D. A. Changes in the expression of hepatocyte protein gene-products associated with adaptation of cells to primary culture. Clinical Chemistry. 30 (12), 2053-2058 (1984).
  10. Spurway, T. D., Sherratt, H. A., Pogson, C. I., Agius, L. The flux control coefficient of carnitine palmitoyltransferase I on palmitate beta-oxidation in rat hepatocyte cultures. Biochemical Journal. 323, 119-122 (1997).
  11. Consitt, L. A., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor-gamma coactivator-1alpha overexpression increases lipid oxidation in myocytes from extremely obese individuals. Diabetes. 59 (6), 1407-1415 (2010).
  12. Lee, S. M., Schelcher, C., Demmel, M., Hauner, M., Thasler, W. E. Isolation of human hepatocytes by a two-step collagenase perfusion procedure. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (79), e50615 (2013).
  13. Lilly, K., Chung, C., Kerner, J., VanRenterghem, R., Bieber, L. L. Effect of etomoxiryl-CoA on different carnitine acyltransferases. Biochemical Pharmacology. 43 (2), 353-361 (1992).
  14. Yu, X. X., Drackley, J. K., Odle, J. Rates of mitochondrial and peroxisomal beta-oxidation of palmitate change during postnatal development and food deprivation in liver, kidney and heart of pigs. Journal of Nutrition. 127 (9), 1814-1821 (1997).
  15. Yu, X. X., Drackley, J. K., Odle, J., Lin, X. Response of hepatic mitochondrial and peroxisomal beta-oxidation to increasing palmitate concentrations in piglets. Biology of the Neonate. 72 (5), 284-292 (1997).
  16. Veerkamp, J. H., van Moerkerk, H. T. Peroxisomal fatty acid oxidation in rat and human tissues. Effect of nutritional state, clofibrate treatment and postnatal development in the rat. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 875 (2), 301-310 (1986).
  17. Hakvoort, T. B., et al. Interorgan coordination of the murine adaptive response to fasting. Journal of Biological Chemistry. 286 (18), 16332-16343 (2011).
  18. Sokolovic, M., et al. The transcriptomic signature of fasting murine liver. BMC Genomics. 9, 528 (2008).
  19. Kersten, S., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor alpha mediates the adaptive response to fasting. Journal of Clinical Investigation. 103 (11), 1489-1498 (1999).
  20. Li, W. C., Ralphs, K. L., Tosh, D. Isolation and culture of adult mouse hepatocytes. Methods in Molecular Biology. 633, 185-196 (2010).
  21. Ng, I. C., et al. Isolation of Primary Rat Hepatocytes with Multiparameter Perfusion Control. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (170), e62289 (2021).
  22. Shen, L., Hillebrand, A., Wang, D. Q., Liu, M. Isolation and primary culture of rat hepatic cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (64), e3917 (2012).
  23. Fulgencio, J. P., Kohl, C., Girard, J., Pegorier, J. P. Effect of metformin on fatty acid and glucose metabolism in freshly isolated hepatocytes and on specific gene expression in cultured hepatocytes. Biochemical Pharmacology. 62 (4), 439-446 (2001).
  24. Leonardi, R., Rock, C. O., Jackowski, S. Pank1 deletion in leptin-deficient mice reduces hyperglycaemia and hyperinsulinaemia and modifies global metabolism without affecting insulin resistance. Diabetologia. 57 (7), 1466-1475 (2014).
  25. Bougarne, N., et al. PPARalpha blocks glucocorticoid receptor alpha-mediated transactivation but cooperates with the activated glucocorticoid receptor alpha for transrepression on NF-kappaB. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (18), 7397-7402 (2009).
  26. Korelova, K., Jirouskova, M., Sarnova, L., Gregor, M. Isolation and 3D collagen sandwich culture of primary mouse hepatocytes to study the role of cytoskeleton in bile canalicular formation in vitro. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (154), e60507 (2019).

Play Video

Cite This Article
Vickers, S. D., Saporito, D. C., Leonardi, R. Measurement of Fatty Acid β-Oxidation in a Suspension of Freshly Isolated Mouse Hepatocytes. J. Vis. Exp. (175), e62904, doi:10.3791/62904 (2021).

View Video