ב Vivo זיהום עם לישמניה מלכותית כדי להעריך טפיל התקפה אלימה בעכברים
Summary
כאן, אנו מציגים פרוטוקול הידור כדי להעריך את הזיהום עורית של עכברים עם לישמניה אמזונואנסיס. זוהי שיטה אמינה למחקר והתקפה של טפיל, המאפשרת מבט מערכתי של התגובה המארחת בעלי החוליות לזיהום.
Abstract
לישמניה spp. הם פרזיזומין טפילים שגורמות leishmaniases, מחלות הקיימות ספקטרום רחב של ביטויים קליניים מן עורית לנגעים בקרביים. כיום, 12,000,000 אנשים מוערכים להידבק לישמניה ברחבי העולם ומעל 1,000,000,000 אנשים חיים בסיכון של זיהום. לישמניה אמזונואנסיס היא אנדמיים במרכז ובדרום אמריקה ובדרך כלל מובילה לצורה העורית של המחלה, אשר ניתן לדמיין ישירות במודל של בעל חיים. לכן, הזנים L. אמזונואנסיס הם מודלים טובים עבור לימודי עור לישמניה משום שהם גם מעובדים בקלות בתוך מבחנה. C57BL/6 עכברים לחקות את ה- L. אמזונאנסיסמונחה התקדמות המחלה נצפתה בבני אדם נחשבים לאחד מדגם העכברים הטובים ביותר של זנים עבור לישמנית עורית. ב המארח בעלי החוליות, טפילים אלה לאכלס מקרופאגים למרות מנגנוני ההגנה של תאים אלה. מספר מחקרים להשתמש מקרופאג מחוץ לגופית הזיהום בחני להעריך את הטפיל הנגועים בתנאים שונים. עם זאת, הגישה החוץ-גופית מוגבלת למערכת תא מבודדת המתעלמת מתגובת האורגניזם. כאן, אנו לקמפל בשיטה זיהום vivo murine המספקת סקירה פיזיולוגית מערכתית של אינטראקציה מארח-טפיל. הפרוטוקול המפורט של זיהום vivo של C57BL/6 עכברים עם L. אמזונואנסיס כולל בידול טפיל לתוך amastigotes, עכברים הרגליים footpad, התפתחות נגעים, ונחישות עומס טפיל. אנו מציעים זו שיטה מבוססת היטב כשיטה הנאותה ביותר עבור מחקרים פיסיולוגיים של המערכת החיסונית מטבולית התגובות לישמניה עורית.
Introduction
Leishmaniases הם ברחבי העולם מחלות זיהומיות טפיליות המייצגים אתגרים חשובים במדינות מתפתחות מזוהים כאחד המחלות הטרופיות החשובים ביותר מוזנחים על ידי ארגון הבריאות העולמי1,2. הleishmaniases מאופיינים בביטויים של עורית, מיוקורסל ו/או הקרביים. לישמניאזיס העורית נגרמת בדרך כלל על ידי L. אמזונואנסיס, ל’ מקסיאנה, ל. braziliensis, ל. גויאנאנסיס, ל’ מייג, ל’ טרופיקה ו -L. אתיופיקה3. צורה זו של המחלה היא לעתים קרובות ריפוי עצמי בבני אדם בשל אינדוקציה של תגובה חיסונית המגן הסלולר. עם זאת, התגובה החיסונית הסלולר עלול להיכשל, ואת המחלה יכולה להתקדם לתוך לישמניסטית עורית4,5. אין חיסון זמין בשל גיוון בין לישמניה מינים ורקעים גנטיים מארחים6,7. אפשרויות הטיפול מוגבלות גם כמו רוב התרופות הזמינות כיום הם יקרים, רעילים, ו/או עשוי לדרוש טיפול לטווח ארוך8,9. חוץ מזה, היו דיווחים על התנגדות לסמים. כנגד הטיפולים הזמינים10,11
הסוכן סיבתי של leishmaniases הוא פרוטוזומין טפיל לישמניה. הטפיל מציג שתי צורות מורפולוגיות ברורים במחזור החיים שלה: promastigotes, הטופס הדגל המצוי בזבובי חול; ואת amastigotes, הצורה התאיים נמצא בתוך החללים הפרזיטאטיים של מקרופאגים מארחים של היונקים12,13. היכולת של amastigotes לפלוש, לשרוד, ולשכפל למרות מנגנוני ההגנה של מקרופאגים של המארחים בעלי חוליות כפופים למחקרים רבים14,15,16,17. כתוצאה מכך, כמה קבוצות מחקר כבר לתאר בתחום מקרופאג מבחנה הזיהום בחני להעריך את ההשפעה של גורמים סביבתיים ספציפיים, כמו גם טפיל ומארח גנים על הנגועים טפיל. שיטת הפעולה מציגה מספר יתרונות, כגון היכולת להתאים את המחקרים לפורמט תפוקה גבוה, תקופה קצרה יחסית להשגת תוצאות, ומספר מופחת של בעלי חיים מעבדתיים הקריבו18. עם זאת, ממצאי מחוץ לעולם הספר מוגבלים כי הם לא תמיד לשכפל במחקרים vivo14,19,20,21. ב vivo בחני לספק סקירה פיסיולוגיים מערכתית של האינטראקציה המארחת-טפיל, אשר לא ניתן לחיקוי מלאה של מחוץ לבית הספר. למשל, מחקרים אימונולוגיים ניתן לבצע דרך אימונוהיסטוכימיה בחני מ אספו מקטעים רקמות footpad או אפילו מבלוטות הלימפה popliteal לניתוח של תאים חיסוניים התאושש22.
בעלי חיים משמשים לעתים קרובות כמודל למחלות אנושיות במחקר ביולוגי וביורפואי כדי להבין טוב יותר את המנגנונים הפיזיולוגיים הבסיסיים של מחלות23. במקרה של לישמניאזיס, המסלול, האתר, או המינון של החיסון התוצאה המחלה24,25,26,27. יתר על כן, הרגישות וההתנגדות לזיהום בבני אדם ועכברים מוסדרים מאוד על ידי הרקע הגנטי של הפונדקאי והטפיל4,5,22,28,29,30,31. עכברים BALB/c הם רגישים מאוד ל -L. אמזונאנסיס זיהום עורית, מראה התקדמות מחלה מהירה עם הפצת טפילים לבלוטות הלימפה, טחול, והכבד32. כאשר המחלה עשויה להתקדם גרורות עורית, הזיהום יכול להיות קטלני. לעומת זאת, C57BL/6 עכברים לעתים קרובות לפתח נגעים כרוניים עם המון טפיל מתמשך בשנת הזיהום L. אמזונואנסיס בחני אומר33. ובכך, L. אמזונואנסיס זיהום עם מינים אלה עכבר מסוים נחשב מודל מצוין ללמוד צורות כרוניות של לישמנית עורית בבני אדם, כי זה מחקה את התקדמות המחלה יותר טוב מאשר הזיהום balb/c הידבקות מודל5,34.
מכאן, אנו מציעים כי מורנין בזיהום vivo היא שיטה שימושית עבור לישמניה מחקרים פיסיולוגיים התקפה למחלות אנושיות, המאפשר תצוגה מערכתית של אינטראקציה מארח-טפיל. ביקור חוזר היטב מבוססת בחני22, אנו מציגים כאן פרוטוקול שלב אחר שלב הידור של vivo הזיהום של C57BL/6 עכברים עם L. אמזונואנסיס הכוללת את הבידול טפיל לתוך amaenic האמסטיטים, עכברים footpad הרגליים, התפתחות נגעים, ונחישות עומס הטפיל. פרוטוקול זה יכול להיות מותאם לזנים אחרים של עכברים ומינים לישמניה הגורמות leishmaniases עורית. לסיכום, השיטה המוצגת כאן היא חיונית בזיהוי מטרות תרופות אנטי-לישמניה חדשות וחיסונים, כמו גם במחקרים פיסיולוגיים של המערכת החיסונית מחשב מטבולית ואת התגובות לזיהום לישמניה .
Protocol
Representative Results
Discussion
הvivo הזיהום המתואר בפרוטוקול זה מאפשר לכל חוקר להעריך vivo עורית לישמניתבהתחשב האינטראקציה המארחת טפיל בתרחיש מערכתי. השיטות הללו שימשו על ידי קבוצות רבות22,24,27,29,31,32,34…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
היינו רוצים להודות לפרופ ‘ ד ר נילס אולסן סאראמנה קמפמארה ממרכז בעלי החיים של המכון למדעים ביו-רפואיים של אוניברסיטת סאו פאולו לתמיכה ופרופ ‘ ד ר סילביה רנן אטול לספק את מטחנת רקמת הזכוכית. עבודה זו נתמכת על ידי הקרן סאו פאולו מחקר (FAPESP-MFLS ‘ גרנט 2017/23933-3).
Materials
| 96-well plate | Greiner bio-ne | 655180 | A flat-bottom plate for limiting dilution assay |
| adenine | Sigma | A8626 | Supplement added to M199 cell culture media |
| caliper | Mitutoyo | 700-118-20 | A caliper to measure the thickness of footpad |
| cell culture flask | Corning | 353014 | A 25 cm2 volume cell culture flask to cultivate Leishmania parasite |
| centrifuge | Eppendorf | 5804R | An equipament used for separating samples based on its density |
| CO2 incubator 34 °C | Thermo Scientific | 3110 | An incubator for amastigotes differentiation |
| ethanol | Merck | K50237083820 | A disinfectant for general items |
| fetal bovine serum | Gibco | 12657-029 | Supplement added to M199 cell culture media |
| glass tissue grinder tube | Thomas Scientific | 3431 E04 | A tube to collect and disrupt infected footpad tissue |
| glucose | Synth | G1008.01.AH | Supplement added to M199 cell culture media |
| GraphPad Prism Software | GraphPad | A software used to plot the data and calculate statistical significance | |
| hemin | Sigma | H-2250 | Supplement added to M199 cell culture media |
| HEPES | Promega | H5303 | Supplement added to M199 cell culture media |
| incubator 25 °C | Fanem | 347CD | An incubator for promastigotes cultivation |
| inverted microscope | Nikon | TMS | An equipament used to visual analyze the promastigote and amastigote cultures |
| isoflurane | An inhalant anesthetics for mice (3-5%) | ||
| laminar flow cabinet | Veco | VLFS-09 | A biosafety cabinet used for aseptical work area |
| M199 cell culture media | Gibco | 31100-035 | A cell culture media for Leishmania cultivation |
| microcentrifuge tube | Axygen | MCT150C | A microtube used for sample collection, processing and storage |
| multichanel pipette | Labsystems | F61978 | A multichannel pipette used for limiting dilution assay |
| NaHCO3 | Merck | 6329 | Supplement added to M199 cell culture media |
| NaOH | Sigma | S8045 | Supplement added to M199 cell culture media |
| Neubauer chamber | HBG | 2266 | A hemocytometer to count the parasite suspension |
| optical microscope | Nikon | E200 | An optical equipament used to count parasite |
| parafilm | Bemis | 349 | A flexible and resistant plastic to seal the plate |
| penicillin/streptomycin | Gibco | 15140122 | Supplement added to M199 cell culture media |
| Petri dishes | TPP | 93100 | A sterile dish to dissect the footpad tissue |
| pipetman kit | Gilson | F167360 | A micropipette kit containing four pipettors (P2 P20 P200 P1000) |
| scale | Quimis | BG2000 | An equipament used to weigh collected footpad lesions |
| scalpel | Solidor | 10237580026 | A scalpel to cut and collect footpad tissue |
| serological pipette 10 mL | Nest | 327001 | A sterile pipette used for transfering mililiter volumes |
| tips | Axygen | A pipette tip used for transfering microliter volumes | |
| Trypan blue | Gibco | 15250-061 | A dye used to count viable parasites |
| trypticase peptone | Merck | Supplement added to M199 cell culture media | |
| tuberculin syringe | BD | 305945 | A syringe with 27G needle to inoculate the parasite suspension |
References
- Alvar, J., et al. Leishmaniasis worldwide and global estimates of its incidence. PloS One. 7 (5), e35671 (2012).
- Ashford, R. W. The leishmaniases as emerging and reemerging zoonoses. International Journal for Parasitololy. 30 (12-13), 1269-1281 (2000).
- Burza, S., Croft, S. L., Boelaert, M. Leishmaniasis. Lancet. 392 (10151), 951-970 (2018).
- Scorza, B. M., Carvalho, E. M., Wilson, M. E. Cutaneous Manifestations of Human and Murine Leishmaniasis. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), e1296 (2017).
- Afonso, L. C., Scott, P. Immune responses associated with susceptibility of C57BL/10 mice to Leishmania amazonensis. Infection and Immunity. 61 (7), 2952-2959 (1993).
- Khamesipour, A., Rafati, S., Davoudi, N., Maboudi, F., Modabber, F. Leishmaniasis vaccine candidates for development: a global overview. Indian Journal of Medical Research. 123 (3), 423-438 (2006).
- Kumar, R., Engwerda, C. Vaccines to prevent leishmaniasis. Clinical & Translational Immunology. 3 (3), e13 (2014).
- Murray, H. W., Berman, J. D., Davies, C. R., Saravia, N. G. Advances in leishmaniasis. Lancet. 366 (9496), 1561-1577 (2005).
- Hotez, P. J., Bottazzi, M. E., Franco-Paredes, C., Ault, S. K., Periago, M. R. The neglected tropical diseases of Latin America and the Caribbean: a review of disease burden and distribution and a roadmap for control and elimination. PLoS Neglected Tropical Diseases. 2 (9), e300 (2008).
- Croft, S. L., Sundar, S., Fairlamb, A. H. Drug resistance in leishmaniasis. Clinical Microbiology Reviews. 19 (1), 111-126 (2006).
- Ponte-Sucre, A., et al. Drug resistance and treatment failure in leishmaniasis: A 21st century challenge. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (12), e0006052 (2017).
- Teixeira, D. E., et al. The cell biology of Leishmania: how to teach using animations. PLoS Pathogens. 9 (10), e1003594 (2013).
- Sunter, J., Gull, K. Shape, form, function and Leishmania pathogenicity: from textbook descriptions to biological understanding. Open Biology Journal. 7 (9), 170165 (2017).
- Laranjeira-Silva, M. F., et al. A MFS-like plasma membrane transporter required for Leishmania virulence protects the parasites from iron toxicity. PLoS Pathogens. 14 (6), e1007140 (2018).
- Aoki, J. I., et al. L-arginine availability and arginase activity: Characterization of amino acid permease 3 in Leishmania amazonensis. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (10), e0006025 (2017).
- Probst, C. M., et al. A comparison of two distinct murine macrophage gene expression profiles in response to Leishmania amazonensis infection. BMC Microbiology. 12, 22 (2012).
- Dillon, L. A., et al. Simultaneous transcriptional profiling of Leishmania major and its murine macrophage host cell reveals insights into host-pathogen interactions. BMC Genomics. 16, 1108 (2015).
- Sarkar, A., Khan, Y. A., Laranjeira-Silva, M. F., Andrews, N. W., Mittra, B. Quantification of Intracellular Growth Inside Macrophages is a Fast and Reliable Method for Assessing the Virulence of Leishmania Parasites. Journal of Visualized Experiments. (133), e57486 (2018).
- Mittra, B., Laranjeira-Silva, M. F., Miguel, D. C., Perrone Bezerra de Menezes, J., Andrews, N. W. The iron-dependent mitochondrial superoxide dismutase SODA promotes. The Journal of Biological Chemistry. 292 (29), 12324-12338 (2017).
- Flannery, A. R., Huynh, C., Mittra, B., Mortara, R. A., Andrews, N. W. LFR1 ferric iron reductase of Leishmania amazonensis is essential for the generation of infective parasite forms. The Journal of Biological Chemistry. 286 (26), 23266-23279 (2011).
- Laranjeira-Silva, M. F., Zampieri, R. A., Muxel, S. M., Beverley, S. M., Floeter-Winter, L. M. Leishmania amazonensis arginase compartmentalization in the glycosome is important for parasite infectivity. PloS One. 7 (3), e34022 (2012).
- Sacks, D. L., Melby, P. C. Animal models for the analysis of immune responses to leishmaniasis. Current Protocols in Immunology. , (1998).
- Andersen, M. L., Winter, L. M. F. Animal models in biological and biomedical research – experimental and ethical concerns. Anais da Academia Brasileira de Ciências. 91, e20170238 (2019).
- Ribeiro-Gomes, F. L., et al. Site-dependent recruitment of inflammatory cells determines the effective dose of Leishmania major. Infection and Immunity. 82 (7), 2713-2727 (2014).
- Mahmoudzadeh-Niknam, H., Khalili, G., Abrishami, F., Najafy, A., Khaze, V. The route of Leishmania tropica infection determines disease outcome and protection against Leishmania major in BALB/c mice. The Korean Journal of Parasitology. 51 (1), 69-74 (2013).
- Oliveira, D. M., et al. Evaluation of parasitological and immunological parameters of Leishmania chagasi infection in BALB/c mice using different doses and routes of inoculation of parasites. Parasitology Research. 110 (3), 1277-1285 (2012).
- Côrtes, D. F., et al. Low and high-dose intradermal infection with Leishmania major and Leishmania amazonensis in C57BL/6 mice. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz. 105 (6), 736-745 (2010).
- Blackwell, J. M., et al. Genetics and visceral leishmaniasis: of mice and man. Parasite Immunology. 31 (5), 254-266 (2009).
- Loeuillet, C., Bañuls, A. L., Hide, M. Study of Leishmania pathogenesis in mice: experimental considerations. Parasites & Vectors. 9, 144 (2016).
- Alexander, J., Brombacher, F. T Helper1/T Helper2 Cells and Resistance/Susceptibility to Leishmania Infection: Is This Paradigm Still Relevant?. Frontiers in Immunology. 3, 80 (2012).
- Sacks, D., Noben-Trauth, N. The immunology of susceptibility and resistance to Leishmania major in mice. Nature Reviews Immunology. 2 (11), 845-858 (2002).
- Bogdan, C., et al. Experimental Cutaneous Leishmaniasis: Mouse Models for Resolution of Inflammation Versus Chronicity of Disease. Methods in Molecular Biology. 1971, 315-349 (2019).
- Jones, D. E., Ackermann, M. R., Wille, U., Hunter, C. A., Scott, P. Early enhanced Th1 response after Leishmania amazonensis infection of C57BL/6 interleukin-10-deficient mice does not lead to resolution of infection. Infection and Immunity. 70 (4), 2151-2158 (2002).
- Velasquez, L. G., et al. Distinct courses of infection with Leishmania (L.) amazonensis are observed in BALB/c, BALB/c nude and C57BL/6 mice. Parasitology. 143 (6), 692-703 (2016).
- de Menezes, J. P., et al. Leishmania infection inhibits macrophage motility by altering F-actin dynamics and the expression of adhesion complex proteins. Cellular Microbiology. 19 (3), 1266 (2017).
- Mittra, B., et al. A Trypanosomatid Iron Transporter that Regulates Mitochondrial Function Is Required for Leishmania amazonensis Virulence. PLoS Pathogens. 12 (1), e1005340 (2016).
- Zilberstein, D., Nitzan Koren, R. Host-Free Systems for Differentiation of Axenic Leishmania. Methods in Molecular Biology. 1971, 1-8 (2019).
- Zilberstein, D., Shapira, M. The role of pH and temperature in the development of Leishmania parasites. Annual Review of Microbiology. 48, 449-470 (1994).
- Dumetz, F., et al. Modulation of Aneuploidy in Leishmania donovani during adaptation to different in vitro and in vivo environments and its impact on gene expression. MBio. 8 (3), e00599-e00517 (2017).
- Sinha, R., et al. Genome Plasticity in Cultured Leishmania donovani: Comparison of Early and Late Passages. Frontiers in Microbiology. 9, 1279 (2018).
- Magalhães, R. D., et al. Identification of differentially expressed proteins from Leishmania amazonensis associated with the loss of virulence of the parasites. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (4), e2764 (2014).
- Lei, S. M., Romine, N. M., Beetham, J. K. Population changes in Leishmania chagasi promastigote developmental stages due to serial passage. Journal of Parasitology. 96 (6), 1134-1138 (2010).
- Ali, K. S., Rees, R. C., Terrell-Nield, C., Ali, S. A. Virulence loss and amastigote transformation failure determine host cell responses to Leishmania mexicana. Parasite Immunology. 35 (12), 441-456 (2013).
- Rebello, K. M., et al. Leishmania (Viannia) braziliensis: influence of successive in vitro cultivation on the expression of promastigote proteinases. Experimental Parasitology. 126 (4), 570-576 (2010).
- Titus, R. G., Marchand, M., Boon, T., Louis, J. A. A limiting dilution assay for quantifying Leishmania major in tissues of infected mice. Parasite Immunology. 7 (5), 545-555 (1985).
- Lima, H. C., Bleyenberg, J. A., Titus, R. G. A simple method for quantifying Leishmania in tissues of infected animals. Parasitology Today. 13 (2), 80-82 (1997).
- Strober, W. Trypan Blue Exclusion Test of Cell Viability. Current Protocols in Immunology. , (1997).
- Sacks, D., Kamhawi, S. Molecular aspects of parasite-vector and vector-host interactions in leishmaniasis. Annual Review of Microbiology. 55, 453-483 (2001).
- Reimão, J. Q., et al. Parasite burden in Leishmania (Leishmania) amazonensis-infected mice: validation of luciferase as a quantitative tool. Journal of Microbiological Methods. 93 (2), 95-101 (2013).
- Buckley, S. M., et al. In vivo bioimaging with tissue-specific transcription factor activated luciferase reporters. Scientific Reports. 5, 11842 (2015).
- Thalhofer, C. J., et al. In vivo imaging of transgenic Leishmania parasites in a live host. Journal of Visualized Experiments. (41), e1980 (2010).
- Roberts, S. C., et al. Arginase plays a pivotal role in polyamine precursor metabolism in Leishmania. Characterization of gene deletion mutants. The Journal of Biological Chemistry. 279 (22), 23668-23678 (2004).
- Boitz, J. M., et al. Arginase Is Essential for Survival of Leishmania donovani Promastigotes but Not Intracellular Amastigotes. Infection and Immunity. 85 (1), e00554 (2017).
- Rosas, L. E., et al. Genetic background influences immune responses and disease outcome of cutaneous L. mexicana infection in mice. International Immunology. 17 (10), 1347-1357 (2005).
- Belkaid, Y., et al. Development of a natural model of cutaneous leishmaniasis: powerful effects of vector saliva and saliva preexposure on the long-term outcome of Leishmania major infection in the mouse ear dermis. Journal of Experimental Medicine. 188 (10), 1941-1953 (1998).
- Titus, R. G., Ribeiro, J. M. Salivary gland lysates from the sand fly Lutzomyia longipalpis enhance Leishmania infectivity. Science. 239 (4845), 1306-1308 (1988).
- Lima, H. C., Titus, R. G. Effects of sand fly vector saliva on development of cutaneous lesions and the immune response to Leishmania braziliensis in BALB/c mice. Infection and Immunity. 64 (12), 5442-5445 (1996).
- Theodos, C. M., Ribeiro, J. M., Titus, R. G. Analysis of enhancing effect of sand fly saliva on Leishmania infection in mice. Infection and Immunity. 59 (5), 1592-1598 (1991).
- Kaur, S., et al. Effect of dose and route of inoculation on the generation of CD4+ Th1/Th2 type of immune response in murine visceral leishmaniasis. Parasitology Research. 103 (6), 1413-1419 (2008).
- Rolão, N., Melo, C., Campino, L. Influence of the inoculation route in BALB/c mice infected by Leishmania infantum. Acta Tropica. 90 (1), 123-126 (2004).
- Kébaïer, C., Louzir, H., Chenik, M., Ben Salah, A., Dellagi, K. Heterogeneity of wild Leishmania major isolates in experimental murine pathogenicity and specific immune response. Infection and Immunity. 69 (8), 4906-4915 (2001).
- Baldwin, T. M., Elso, C., Curtis, J., Buckingham, L., Handman, E. The site of Leishmania major infection determines disease severity and immune responses. Infection and Immunity. 71 (12), 6830-6834 (2003).
- Aoki, J. I., et al. RNA-seq transcriptional profiling of Leishmania amazonensis reveals an arginase-dependent gene expression regulation. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (10), e0006026 (2017).
- Pinto-da-Silva, L. H., et al. The 3A1-La monoclonal antibody reveals key features of Leishmania (L) amazonensis metacyclic promastigotes and inhibits procyclics attachment to the sand fly midgut. International Journal for Parasitology. 35 (7), 757-764 (2005).
- Spath, G. F., Beverley, S. M. A lipophosphoglycan-independent method for isolation of infective Leishmania metacyclic promastigotes by density gradient centrifugation. Experimental Parasitology. 99 (2), 97-103 (2001).
- Aoki, J. I., Laranjeira-Silva, M. F., Muxel, S. M., Floeter-Winter, L. M. The impact of arginase activity on virulence factors of Leishmania amazonensis. Current Opinion in Microbiology. 52, 110-115 (2019).
- Jackson, A. P. The evolution of amastin surface glycoproteins in trypanosomatid parasites. Molecular Biology and Evolution. 27 (1), 33-45 (2010).
- Rochette, A., et al. Characterization and developmental gene regulation of a large gene family encoding amastin surface proteins in Leishmania spp. Molecular and Biochemical Parasitology. 140 (2), 205-220 (2005).
- Rochette, A., Raymond, F., Corbeil, J., Ouellette, M., Papadopoulou, B. Whole-genome comparative RNA expression profiling of axenic and intracellular amastigote forms of Leishmania infantum. Molecular and Biochemical Parasitology. 165 (1), 32-47 (2009).
- Schneider, P., Rosat, J. P., Bouvier, J., Louis, J., Bordier, C. Leishmania major: differential regulation of the surface metalloprotease in amastigote and promastigote stages. Experimental Parasitology. 75 (2), 196-206 (1992).
- Ji, J., Sun, J., Qi, H., Soong, L. Analysis of T helper cell responses during infection with Leishmania amazonensis. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 66 (4), 338-345 (2002).
- Ji, J., Sun, J., Soong, L. Impaired expression of inflammatory cytokines and chemokines at early stages of infection with Leishmania amazonensis. Infection and Immunity. 71 (8), 4278-4288 (2003).
- Felizardo, T. C., Toma, L. S., Borges, N. B., Lima, G. M., Abrahamsohn, I. A. Leishmania (Leishmania) amazonensis infection and dissemination in mice inoculated with stationary-phase or with purified metacyclic promastigotes. Parasitology. 134 (12), 1699-1707 (2007).
- Laranjeira-Silva, M. F., Zampieri, R. A., Muxel, S. M., Floeter-Winter, L. M., Markus, R. P. Melatonin attenuates Leishmania (L.) amazonensis infection by modulating arginine metabolism. Journal of Pineal Research. 59 (4), 478-487 (2015).
