Summary

Доставка антител в мозг Мурин через конвекционно-увеличенную доставку

Published: July 18, 2019
doi:

Summary

Конвекционные расширенные поставки (CED) является методом, позволяющим эффективной доставки терапии в мозг путем прямого перфузии больших объемов тканей. Процедура требует использования катетеров и оптимизированной процедуры инъекций. Этот протокол описывает методологию CED антитела в мозг мыши.

Abstract

Конвекционные расширенные поставки (CED) является нейрохирургической техникой, позволяющей эффективно перфузии больших объемов мозга с помощью системы катетера. Такой подход обеспечивает безопасный метод доставки путем прохождения гематоэнцефалического барьера (BBB), что позволяет лечение с терапевтическими с плохой BBB-проницаемость или те, для которых системное воздействие не желательно, например, из-за токсичности. CED требует оптимизации конструкции катетера, протокола инъекций и свойств инфузата. С помощью этого протокола мы описываем, как выполнять CED раствора, содержащего до 20 мкг антитела в каудат путамины мышей. Он описывает подготовку шага катетеров, тестирование их в пробирке и выполнения CED у мышей с помощью рампы программы инъекций. Протокол может быть легко скорректирован для других объемов инфузии и может быть использован для инъекций различных трассаторов или фармакологически активных или неактивных веществ, включая химиотерапию, цитокины, вирусные частицы и липосомы.

Introduction

Гематоэнцефалический барьер (BBB) образует полупроницаемую границу, отделяющую центральную нервную систему (ЦНС) от кровообращения. Достижение ЦНС с терапевтическими, однако, необходимо в контексте различных заболеваний, как опухоли головного мозга, болезнь Альцгеймера (AD) или болезнь Паркинсона (PD) среди других1. Это становится важным в разработке новых методов лечения, особенно если проверенный препарат проявляет плохую проницаемость BBB или его системное воздействие может привести к опасной токсичности1,2. Некоторые из клинически используемых антител отображают обе эти особенности. Решение этой проблемы было бы доставить терапии непосредственно за BBB.

Конвекционные усовершенствованные роды (CED) – нейрохирургическая методика, позволяющая эффективно перфузить больших объемов мозга. Это достигается хирургическим путем установки одного или нескольких катетеров в целевой области. Во время применения препарата при открытии катетера образуется градиент давления, который становится движущей силой дисперсии инфузата в ткани3,4. Таким образом, продолжительность инфузии, а не диффузионные коэффициенты определяют диапазон перфузии2,4,5. Это обеспечивает равномерное доставки инфузата в течение гораздо большего объема мозга по сравнению с обычными, диффузии на основе методов внутримозговой инъекции2,6. В то же время, эта модальность доставки имеет более низкий риск повреждения тканей2. Соответственно, CED может обеспечить безопасное и эффективное введение обычных химиотерапевтических методов лечения опухолей ЦНС, а также доставку иммуномодулирующих средств или агонистических и антагонистических антител во множестве других расстройств ЦНС2 ,7,8,9. CED в настоящее время тестируется в терапии болезни Паркинсона, болезни Альцгеймера, а также полноценной глиомы2,7,8,10,11.

Конструкция катетера и режим инъекций являются одними из наиболее важных факторов, влияющих на исход CED 10,12,13,14,15,16. Кроме того, он требует специфических физико-химических свойств инфузата, включая умеренный размер частиц, анионический заряд и сродство низкой ткани 10,17. Каждый из этих параметров должен быть потенциально скорректирован в соответствии с гистологическими особенностями области мозга, которые будут направлены2,10,17.

Здесь мы описываем методологию для выполнения CED раствора антител в caudate putamen (striatum) мышей. Кроме того, протокол включает в себя подготовку ступенчатых катетеров в лабораторной установке, тестирование их в пробирке и выполнение CED.

Есть несколько конструкций катетера доступны в литературе, отличаясь по форме канюли, используемых материалов и количество катетер отверстия12,15,18,19,20 ,21,22. Мы используем ступенчатый катетер из сросшёрного капилляра, выступающего на 1 мм от тупой металлической иглы. Этот катетер дизайн может быть легко изготовлены в исследовательской лаборатории и воспроизводимо дает хорошие результаты CED при тестировании в пробирке с агарозными блоками с физическими параметрами, напоминающими мозг parenchyma in vivo23.

Кроме того, мы внедряем режим наращивания для доставки 5 зЛ инфусата in vivo. В таком протоколе скорость инъекций увеличивается с 0,2 л/мин до максимума 0,8 л/мин, тем самым сводя к минимуму вероятность инфузатного рефлюкса вдоль катетера, а также риск повреждения тканей16. Используя этот протокол, мы успешно вводили мышам до 20 мкг антител в 5 Л ПБС в течение 11 мин 30 с.

Протокол может быть легко скорректирован для других объемов инфузии или для инъекций различных других веществ, например, химиотерапевтических препаратов, цитокинов, вирусных частиц или липосом2,10,14,18 ,22. В случае использования инфузата с кардинально различными физикохимическими свойствами по сравнению с фосфатным буферным сольником (PBS) или искусственным спинномозговой жидкостью (aCSF) раствором антител рекомендуется, рекомендуются дополнительные шаги проверки. Для сборки катетера, проверки и CED мы описываем все шаги с помощью стереотаксического робота с дрелью и инъекционным блоком, установленным на обычную стереотаксическую раму. Эта процедура также может быть выполнена с ручной стереотаксической рамой, подключенной к программируемому микроинфузионному насосу, который может управлять описанными стеклянными микросилиями.

Protocol

Все описанные здесь методы были одобрены Швейцарским кантональным ветеринарным управлением под номером лицензии No246/15. 1. Подготовка степных катетеров Приготовление смирения кремнезема для ступени катетера Вырезать сросшиеся кремнезема капилляра с…

Representative Results

Этот протокол позволяет подготовить ступенчатые катетеры(рисунок 1) для использования в процедуре CED в лабораторных условиях. Для того, чтобы контролировать катетеры для утечки, рефлюкс вдоль иглы тракта и засорения, мы рекомендуем выполнять инъекции красителя, наприме…

Discussion

Конвекционно-увеличенная поставка, или давление-опосредованное инфузия снадобья в мозг, сперва была предложена в начале 19903. Этот подход обещает perfusion больших объемов мозга за гематоэнцефалический барьер в контролируемой манере2. Тем не менее, до сих пор, тольк…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана грантами Цюрихского университета (FK-15-057), Фонда новартисов по медико-биологическим исследованиям (16C231) и Швейцарского онкологического исследования (KFS-3852-02-2016, KFS-4146-02-2017) Иоганнесу Фому Бергу и BRIDGE Proof of Concept (20B1-1 177300) Линде Шеллхаммер.

Materials

10 μL syringe Hamilton 7635-01
27 G blunt end needle Hamilton 7762-01
Agarose Promega V3121
Atipamezol Janssen
Bone wax Braun 1029754
Buprenorphine Indivior Schweiz AG
Carprofen Pfizer AG
Dental drill bits, steel, size ISO 009 Hager & Meisinger 1RF009
Ethanol 100% Reuss-Chemie AG 179-VL03K-/1
Fentanyl Helvepharm AG
FITC-Dextran, 2000 kDa Sigma Aldrich FD2000S
Flumazenil Labatec Pharma AG
Formaldehyde Sigma Aldrich F8775-500ML
High viscosity cyanoacrylate glue Migros
Iodine solution Mundipharma
Medetomidin Orion Pharma AG
Microforge Narishige MF-900
Midazolam Roche Pharma AG
Ophthalmic ointment Bausch + Lomb Vitamin A Blache
PBS ThermoFischer Scientific 10010023
Polyclonal goat anti-rat IgG (H+L) antibody coupled with Alexa Fluor 647 Jackson Immuno
Scalpels Braun BB518
Silica tubing internal diameter 0.1 mm, wall thickness of 0.0325 mm Postnova Z-FSS-100165
Stereotactic frame for mice Stoelting 51615
Stereotactic robot Neurostar Drill and Injection Robot
Succrose Sigma Aldrich S0389-500G
Topical tissue adhesive Zoetis GLUture
Trypan blue ThermoFischer Scientific 15250061
Water Bichsel 1000004

References

  1. Scherrmann, J. M. Drug delivery via the blood-brain barrier. Vascular Pharmacology. 38 (6), 349-354 (2002).
  2. Barua, N. U., Gill, S. S. Convection-enhanced drug delivery: prospects for glioblastoma treatment. CNS Oncology. 3 (5), 313-316 (2014).
  3. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  4. Morrison, P. F., Laske, D. W., Bobo, H., Oldfield, E. H., Dedrick, R. L. High-flow microinfusion: tissue penetration and pharmacodynamics. American Journal of Physiology. 266 (1 Pt 2), R292-R305 (1994).
  5. Zhou, Z., Singh, R., Souweidane, M. M. Convection-Enhanced Delivery for diffuse intrinsic pontine glioma treatment. Current Neuropharmacology. 15 (1), 116-128 (2017).
  6. Barua, N. U., et al. Intrastriatal convection-enhanced delivery results in widespread perivascular distribution in a pre-clinical model. Fluids and Barriers of the CNS. 9 (1), 2 (2012).
  7. Shoji, T., et al. Local convection-enhanced delivery of an anti-CD40 agonistic monoclonal antibody induces antitumor effects in mouse glioma models. Neuro-Oncology. 18 (8), 1120-1128 (2016).
  8. Souweidane, M. M., et al. Convection-enhanced delivery for diffuse intrinsic pontine glioma: a single-centre, dose-escalation, phase 1 trial. The Lancet Oncology. , (2018).
  9. Zhang, X., et al. Targeting immune checkpoints in malignant glioma. Oncotarget. 8 (4), 7157-7174 (2017).
  10. Barua, N. U., Gill, S. S., Love, S. Convection-enhanced drug delivery to the brain: therapeutic potential and neuropathological considerations. Brain Pathology. 24 (2), 117-127 (2014).
  11. Mehta, A. M., Sonabend, A. M., Bruce, J. N. Convection-Enhanced Delivery. Neurotherapeutics. 14 (2), 358-371 (2017).
  12. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  13. Nash, K. R., Gordon, M. N. Convection Enhanced Delivery of Recombinant Adeno-associated Virus into the Mouse Brain. Methods in Molecular Biology. 1382, 285-295 (2016).
  14. Ohlfest, J. R., et al. Combinatorial antiangiogenic gene therapy by nonviral gene transfer using the sleeping beauty transposon causes tumor regression and improves survival in mice bearing intracranial human glioblastoma. Molecular Therapy. 12 (5), 778-788 (2005).
  15. Yin, D., Forsayeth, J., Bankiewicz, K. S. Optimized cannula design and placement for convection-enhanced delivery in rat striatum. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 46-51 (2010).
  16. Mamot, C., et al. Extensive distribution of liposomes in rodent brains and brain tumors following convection-enhanced delivery. Journal of Neuro-Oncology. 68 (1), 1-9 (2004).
  17. Saito, R., et al. Tissue affinity of the infusate affects the distribution volume during convection-enhanced delivery into rodent brains: implications for local drug delivery. Journal of Neuroscience Methods. 154 (1-2), 225-232 (2006).
  18. Oh, S., et al. Improved distribution of small molecules and viral vectors in the murine brain using a hollow fiber catheter. Journal of Neurosurgery. 107 (3), 568-577 (2007).
  19. Barua, N. U., et al. A novel implantable catheter system with transcutaneous port for intermittent convection-enhanced delivery of carboplatin for recurrent glioblastoma. Drug Delivery. 23 (1), 167-173 (2016).
  20. Rosenbluth, K. H., et al. Design of an in-dwelling cannula for convection-enhanced delivery. Journal of Neuroscience Methods. 196 (1), 118-123 (2011).
  21. Debinski, W., Tatter, S. B. Convection-enhanced delivery for the treatment of brain tumors. Expert Review of Neurotherapeutics. 9 (10), 1519-1527 (2009).
  22. MacKay, J. A., Deen, D. F., Szoka, F. C. Distribution in brain of liposomes after convection enhanced delivery; modulation by particle charge, particle diameter, and presence of steric coating. Brain Research. 1035 (2), 139-153 (2005).
  23. Chen, Z. J., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  24. Sampson, J. H., et al. Poor drug distribution as a possible explanation for the results of the PRECISE trial. Journal of Neurosurgery. 113 (2), 301-309 (2010).
  25. Wick, W., Weller, M., et al. Trabedersen to target transforming growth factor-beta: when the journey is not the reward, in reference to Bogdahn et al. (Neuro-Oncology 2011;13:132-142). Neuro-Oncology. 13 (5), 559-560 (2011).
  26. Saito, R., Tominaga, T. Convection-enhanced delivery of therapeutics for malignant gliomas. Neurologia Medico-Chirurgica. 57 (1), 8-16 (2017).
  27. Bedussi, B., et al. Clearance from the mouse brain by convection of interstitial fluid towards the ventricular system. Fluids Barriers CNS. 12, 23 (2015).
  28. Noroxe, D. S., Poulsen, H. S., Lassen, U. Hallmarks of glioblastoma: a systematic review. ESMO Open. 1 (6), e000144 (2016).
  29. Boucher, Y., Salehi, H., Witwer, B., Harsh, G. R. t., Jain, R. K. Interstitial fluid pressure in intracranial tumours in patients and in rodents. British Journal of Cancer. 75 (6), 829-836 (1997).
  30. Glushakova, O. Y., et al. Prospective clinical biomarkers of caspase-mediated apoptosis associated with neuronal and neurovascular damage following stroke and other severe brain injuries: Implications for chronic neurodegeneration. Brain Circulation. 3 (2), 87-108 (2017).
  31. Vom Berg, J., et al. Inhibition of IL-12/IL-23 signaling reduces Alzheimer’s disease-like pathology and cognitive decline. Nature Medicine. 18 (12), 1812-1819 (2012).
  32. Vom Berg, J., et al. Intratumoral IL-12 combined with CTLA-4 blockade elicits T cell-mediated glioma rejection. Journal of Experimental Medicine. 210 (13), 2803-2811 (2013).
  33. Kurdi, A., et al. Continuous administration of the mTORC1 inhibitor everolimus induces tolerance and decreases autophagy in mice. British Journal of Pharmacology. 173 (23), 3359-3371 (2016).

Play Video

Cite This Article
Beffinger, M., Schellhammer, L., Pantelyushin, S., vom Berg, J. Delivery of Antibodies into the Murine Brain via Convection-enhanced Delivery. J. Vis. Exp. (149), e59675, doi:10.3791/59675 (2019).

View Video