JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Türkçe

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Aksonal İnhibisyon ve Rejenerasyon Çalışması için Sıçan Modelinde Yüz Sinir Cerrahisi

Published: May 05, 2020
doi:
10.3791/59224
, , , , , ,
1Department of Otolaryngology-Head and Neck Surgery,Michigan Medicine, 2Department of Neurology,Michigan Medicine

Summary

Bu protokol, sıçan modelinde yüz sinir cerrahisi için tekrarlanabilir bir yaklaşım açıklar, yaralanma çeşitli indükleyici desenlerin açıklamaları da dahil olmak üzere.

Abstract

Bu protokol, sıçan fasiyal sinir yaralanması modelinde aksonal rejenerasyon ve inhibisyonu incelemek için tutarlı ve tekrarlanabilir yöntemleri açıklamaktadır. Fasiyal sinir, intrakranial segmentinden ekstratemporal seyrine kadar tüm uzunluğu boyunca manipüle edilebilir. Rejeneratif özelliklerin deneysel çalışması için kullanılan sinir yaralanması üç birincil türü vardır: sinir ezmek, traproksiyon, ve sinir boşluğu. Olası müdahaleler in aralığı geniştir, sinir cerrahi manipülasyon dahil, nöroaktif reaktifler veya hücrelerin teslim, ve ya merkezi veya son organ manipülasyonları. Sinir rejenerasyonu için bu modelin avantajları basitlik, tekrarlanabilirlik, türler arası tutarlılık, sıçan güvenilir sağkalım oranları ve murine modellerine göre artan anatomik boyutu içerir. Onun sınırlamaları fare modeli ve sıçan üstün rejeneratif yeteneği karşı daha sınırlı bir genetik manipülasyon içerir, fasiyal sinir bilim adamı dikkatle iyileşme için zaman noktaları değerlendirmek gerekir ve yüksek hayvanlar ve insan çalışmaları sonuçları çevirmek için olup olmadığını. Fasiyal sinir hasarı için sıçan modeli sinir rejenerasyonu yorumlanması ve karşılaştırılması için fonksiyonel, elektrofizyolojik ve histomorfometrik parametrelersağlar. Bu nedenle insan hastalarda yüz sinir hasarı yıkıcı sonuçları nın anlaşılması ve tedavisi doğru büyük bir potansiyele sahiptir.

Introduction

Baş ve boyun bölgesindeki kranial sinir hasarı konjenital, enfeksiyöz, idiyopatik, iyatrojenik, travmatik, nörolojik, onkolojik veya sistemik etiyolojilere sekonder olabilir1. Kranial sinir VII, ya da fasiyal sinir, yaygın olarak etkilenir. Her yıl 100.000 kişi başına 20-30 etkiler gibi yüz sinir disfonksiyonu insidansı önemli olabilir2. Fasiyal sinirin ana motor dalları temporal, zigomatik, bukkal, marjinal mandibular ve servikal dalları; ilgili dala bağlı olarak, sonuçları oral yetersizlik veya salya, kornea kuruluğu, ptozis, dysarthria veya yüzasimetrisi ikinciderecede görme alanı tıkanıklığı içerebilir 2,3. Uzun süreli morbidite sinkinezis fenomeni içerir, ya da bir yüz kas grubunun istemsiz hareketi, ayrı bir yüz kas grubunun gönüllü kasılması girişimi ile. Oküler-oral sinkinez, fasiyal sinir hasarının bir sekeli olarak anormal rejenerasyonenin en sık görülenidir ve fonksiyonel bozulmaya, utanca, özsaygının azalmasına ve yaşam kalitesinin düşük olmasınedeniyle3. Tek tek dalların yaralanması, seçici olarak tehlikeye atılabilen işlevleri belirler.

Fasiyal sinir hasarının klinik tedavisi iyi standart değildir ve sonuçları iyileştirmek için daha fazla araştırmaya ihtiyaç duymaktadır. Steroidler akut fasiyal sinir şişmesi hafifletmek, Botox sinkinetik hareketleri temporizing için yararlı ise; ama, uygulayıcının armamentarium birincil rekonstrüktif seçenekleri sinir onarımı, ikame veya reanimasyon3,4,,5,6yoluyla cerrahi müdahale içerir. Sürdürülen yüz sinir hasarının türüne bağlı olarak, fasiyal sinir cerrahı bir dizi seçenek kullanabilir. Basit traneksiyon için, sinir reanastomoz yararlı ise kablo-greft onarım ı daha iyi bir sinir defekti için uygundur; fonksiyonun restorasyonu için, cerrah statik veya dinamik yüz reanimasyon prosedürleri ni seçebilir. Fasiyal sinir yaralanması ve sonraki onarım birçok durumda, deneyimli fasiyal sinir cerrahlarının elinde bile, en iyi sonuç hala kalıcı fasiyal asimetri ve fonksiyonel uzlaşma sonuçları7.

Bu suboptimal sonuçlar fasiyal sinir rejenerasyonu üzerinde kapsamlı bir araştırma teşvik var. İlgi geniş konular mükemmelleştirme ve sinir onarım teknikleri yenilik, çeşitli sinir rejenerasyon faktörlerinin etkisini belirleme ve synkinezin uzun vadeli sonucu mücadeleye yardımcı olmak için özel sinir inhibitörleri potansiyelini değerlendirmek8,9,10,11. In vitro modeller pro-büyüme veya inhibitör faktörlerin bazı özelliklerini değerlendirmek için kullanılabilir iken, bu konuda gerçek çeviri araştırma en iyi translatable hayvan modelleri ile gerçekleştirilir.

Araştırmacılar, koyun ve küçük hayvan modelleri gibi fareler12,13gibi hem büyük hayvanlar, kullandık gibi hangi hayvan modeli kullanmak için karar zor olabilir. Büyük hayvan modelleri ideal anatomik görselleştirme sunarken, kullanımları özel ekipman ve personel için hazır veya kolay bir şekilde bulunamaz. Ayrıca, bir çalışmayı etki göstermek için güç vermek son derece maliyetli olabilir ve potansiyel olarak birçok bilimsel merkezin uygulanabilir kapsamı içinde olmayabilir. Böylece, küçük hayvan modeli en sık kullanılmaktadır. Fare modeli yüz sinir cerrahisi ile ilgili sonuçların bir dizi değerlendirmek için kullanılabilir; ancak, sinirin sınırlı uzunluğu bilim adamı yeteneğini belirli desenleri modellemek için kısıtlayabilir, büyük boşlukyaralanma gibi14.

Böylece, sıçan minör prototip ilerlemiş hangi bilim adamı yenilikçi cerrahi prosedürleri gerçekleştirmek veya inhibitör veya pro-büyüme faktörleri kullanmak ve sonuç parametreleri geniş bir yelpazede etkisini değerlendirmek için beygir modeli olarak ortaya çıkmıştır. Sıçan yüz sinir anatomisi tahmin edilebilir ve kolayca tekrarlanabilir bir şekilde yaklaştı. Onun büyük ölçekli, fare modeli ile karşılaştırıldığında, cerrahi kusurları geniş bir yelpazede modelleme sağlar, basit trazeve için 5 mm boşluklar arasında değişen15,16. Bu ayrıca faktör topikal yerleşimi de dahil olmak üzere kusur yerinde karmaşık müdahalelerin uygulanması için izin verir, faktör intranöral enjeksiyonlar, ve izogreftveya köprülerin yerleşimi17,18,,19,20,21,22,23.

Sıçan uysal doğası, güvenilir anatomisi, ve etkili sinir rejenerasyon için eğilimi yaralanma söz konusu cerrahi desenlere yanıt olarak birçok sonuç önlemlerin toplanması için izin verir24. Sıçan modeli ile, fasiyal sinir bilim adamı immünohistokimya yoluyla yaralanma, sinir ve kas histolojik sonuçları elektrofizyolojik yanıtları değerlendirmek mümkün, vibrizal ped in izleme hareketi ile fonksiyonel sonuçlar ve göz kapanması değerlendirme, ve mikro- ve makroskopik değişiklikler floresan veya konfokal mikroskopi yoluyla, diğerleri arasında11,22,23,25,26,27,28,29. Böylece, aşağıdaki protokol sıçan fasiyal sinir ve indüklenebilir yaralanma desenleri için cerrahi bir yaklaşım ana hatlarıyla olacaktır.

Protocol

Tüm müdahaleler Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) yönergelerine uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Deneysel protokol, uygulamadan önce Michigan Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı. On haftalık yetişkin dişi Sprague-Dawley sıçanları kullanıldı. 1. Ameliyat gününden önce Ameliyat gününden önce uygun bir sterilize cerrahi aletler, analjezik ilaçlar, anestezik ilaçlar ve oksijen stoğu sağlayın. Tam liste iç…

Representative Results

İlk cerrahi işlemden sonra iki ana sonuç ölçümü vardır: canlı hayvanda seri ölçümler ve hayvanın kurban edilmesini gerektiren ölçümler. Seri ölçümlere örnek olarak elektrofizyolojik tahliller, bileşik kas eylem potansiyeli ölçümü gibi30, lazer destekli veya videografi yoluyla yüz kas hareketinindeğerlendirmeleri 9anlamına gelir , hatta floresan transgenik hayvanlarda yüz sinirinin yeniden büyüme tekrarlayan can…

Discussion

Sıçan fasiyal sinir yaralanması modeli cerrahi erişilebilirlik nedeniyle nörotrofik faktörlerin değerlendirilmesi için en çok yönlü sistem olarak ortaya çıkmıştır, dallanma paterni, ve fizyolojik önemi27,29,33,34,35,36. Video gösterimi ve transgenik hayvan verilerinin uygulanmasının birleşimi sinir rejene…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

S.A.A. Amerikan Yüz Plastik ve Rekonstrüktif Cerrahi Akademisi Leslie Bernstein Grants Programı tarafından finanse edilmektedir.

Materials

1.8% isoflurane VetOne 13985-030-40
11-0 nylon microsutures AROSuture TK-117038
4-0 monocryl suture VWR 75982-084
Buprenorphine SR ZooPharm MIF 900-006
Carprofen Sigma-Aldrich MFCD00079028
Chlorhexidine VWR IC19135805
Jeweler forceps VWR 21909-458
Micro Weitlaner retractor VWR 82030-146
Micro-scissors VWR 100492-348
Mini tenotomy scissors VWR 89023-522
Number 15 scalpel blade VWR 102097-834
Operating microscope Leica
Petrolatum eye gel Pharmaderm B002LUWBEK
Sterile water VWR 89125-834
Tissue adhesive Vetbond, 3M NC9259532
Water conductor pad Aqua Relief System ARS2000B
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors’ expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).

Tags

Facial Nerve SurgeryRat ModelAxonal InhibitionRegenerationFacial Nerve InjuryNerve RegenerationPeripheral NerveNerve ParesisNerve ParalysisSurgical TechniqueMicrosurgeryFacial Nerve Dissection

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ali, S. A., Stebbins, A. W., Hanks, J. E., Kupfer, R. A., Hogikyan, N. D., Feldman, E. L., Brenner, M. J. Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration. J. Vis. Exp. (159), e59224, doi:10.3791/59224 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image