Conventionele studies van de verlies-van-functie van genen met behulp van knock-out dieren zijn vaak kostbare en tijdrovende geweest. Electroporation gebaseerde CRISPR-gemedieerde somatische mutagenese is een krachtig hulpmiddel om te begrijpen gen functioneert in vivo. Wij rapporteren hier een methode voor het analyseren van de knock-out fenotypen in delende cellen van het cerebellum.
Misvorming van de hersenen wordt vaak veroorzaakt door genetische mutaties. Ontcijferen van de mutaties in de patiënt-afgeleide weefsels geconstateerd mogelijke oorzakelijke factoren van de ziekten. Voor het valideren van de bijdrage van een dysfunctie van de gemuteerde genen voor de ontwikkeling van de ziekte, is de generatie van diermodellen uitvoering de mutaties een voor de hand liggende aanpak. Terwijl germline genetisch gemanipuleerde Muismodellen (GEMMs) zijn populaire biologische tools en reproduceerbare resultaten vertonen, wordt beperkt door tijd en kosten. Ondertussen, niet-germline GEMMs inschakelen vaak verkennen genfunctie in een meer haalbare wijze. Sinds sommige hersenen ziekten (b.v., hersentumoren) lijken te leiden tot van somatische maar niet germline mutaties, niet-germline chimeer muismodellen, waarin naast de normale en abnormale cellen, nuttig voor ziekte-relevante analyse zou kunnen zijn. In deze studie rapporteren we een methode voor de inductie van CRISPR-gemedieerde somatische mutaties in het cerebellum. Specifiek, we gebruikt voorwaardelijke knock-in muizen, waarin Cas9 en GFP worden chronisch geactiveerd door de promotor van CAG (CMV versterker/kip ß-actine) na Cre-gemedieerde recombinatie van het genoom. De zelf ontworpen single-gids RNAs (sgRNAs) en de Cre recombinase volgorde, zowel gecodeerd in een enkele plasmide construct, werden geleverd in cerebellaire stam/voorlopercellen in een embryonaal stadium in utero electroporation gebruiken. Bijgevolg, transfected cellen en hun dochter cellen waren gemarkeerd met groen fluorescente proteïne (GFP), waardoor verdere fenotypische analyses. Vandaar, deze methode is niet alleen tonen gene electroporation gebaseerde levering in embryonale cerebellaire cellen maar ook voorstellen voor een nieuwe kwantitatieve benadering om te beoordelen van de CRISPR-gemedieerde verlies-van-functie fenotypen.
Hersenziekten zijn een van de meest verschrikkelijke dodelijke ziekten. Ze gevolg vaak van genetische mutaties en latere disregulatie. Om te begrijpen van moleculaire mechanismen van hersenaandoeningen, hebben de ooit-blijvende inspanningen te ontcijferen van het genoom van menselijke patiënten een aantal mogelijke oorzakelijke genen ontdekt. Germline genetisch gemanipuleerde dierlijke modellen hebben tot nu toe gebruikt voor in vivo winst-van-functie (GOF) en verlies-van-functie (LOF) analyses van dergelijke kandidaat-genen. Als gevolg van de versnelde ontwikkeling van functionele validatieonderzoek, een meer haalbaar en flexibel in vivo gene assay systeem voor het bestuderen van genfuncties is wenselijk.
De toepassing van een in vivo electroporation gebaseerde gene transfersysteem aan de ontwikkelende hersenen van de muis is geschikt voor dit doel. In feite, hebben verscheidene studies met in utero electroporation hun potentieel functionele analyses in de ontwikkelende hersenen1,2,3uit te voeren aangetoond. Eigenlijk, zijn verscheidene gebieden van de hersenen van de muis, zoals de hersenschors4retina5, diencephalon6, hindbrain7, cerebellum8en ruggenmerg9 doelwit geweest door somatische gene levering benaderingen, tot nu toe.
Inderdaad, voorbijgaande genexpressie door in vivo electroporation op embryonale muis hersenen heeft lange tijd gebruikt voor GOF analyse. Recente genomic integratie transposon gebaseerde technologieën verder ingeschakeld op lange termijn en/of voorwaardelijke expressie van genen van belang10,11, die is het voordelig om te ontleden genfunctie in een ruimtelijke en temporele wijze tijdens ontwikkeling. In tegenstelling tot de GOF analyse, analyse van LOF geweest uitdagender. Terwijl voorbijgaande transfectie van siRNAs en shRNA-uitvoering plasmiden werd uitgevoerd, langetermijneffecten van LOF van genen niet worden gegarandeerd vanwege eventuele aantasting van de exogenously geïntroduceerde nucleic zuren, zoals plasmiden en dsRNAs. De CRISPR/Cas-technologie zorgt echter voor een doorbraak in LOF analyses. Genen coderend voor fluorescerende eiwitten (bijvoorbeeldGFP) of bioluminescente eiwitten (bijvoorbeeldfirefly luciferase) hebben samen met CRISPR-Cas9 en sgRNAs op het etiket van de cellen die blootgesteld aan CRISPR-Cas9-gemedieerde somatische mutaties zijn transfected. Deze aanpak zou toch beperkingen in functionele studies op delende cellen, aangezien exogene markers zijn verdund en gedegradeerd na lange termijn proliferatie. Terwijl de transfected cellen en hun dochter cellen ondergaan CRISPR-geïnduceerde mutaties in hun genoom, misschien hun voetafdrukken na verloop van tijd de weg kwijt. Dus zou genetische labeling benaderingen geschikt zijn voor dit probleem.
Recent ontwikkelde we een CRISPR gebaseerde LOF methode in cerebellaire submodule cellen die op lange termijn proliferatie tijdens hun differentiatie12ondergaan. Om genetisch label transfected cellen, we gebouwd een plasmide uitvoering van een sgRNA samen met Cre en het plasmide in de cerebella van Rosa26-CAG-LSL-Cas9-P2A-EGFP muizen13 gebruiken in utero electroporation geïntroduceerd. In tegenstelling tot regelmatige plasmide vectoren EGFP codering, deze aanpak met succes met het label transfected submodule neuron precursoren (BNP) en de cellen van hun dochter. Deze methode biedt veel steun bij het begrijpen van in vivo functie van genen van belang in de delende cellen in de ontwikkeling van de normale hersenen en een tumor-naar voren gebogen achtergrond.
Met behulp van exo utero electroporation, hebben we eerder gemeld op basis van siRNA in vivo functionele analyses van Atoh1 in een vroeg stadium voor cerebellaire granule cel differentiatie8. Als gevolg van siRNA verdunning/afbraak en blootstelling van embryo’s buiten de baarmoederwand was fenotypische analyse van de cellen van de submodule electroporated beperkt tot de embryonale stadia. Analyse van het fenotype van postnatale dieren is echter de huidige methode ingeschakeld.</p…
The authors have nothing to disclose.
Wij waarderen Laura Sieber, Anna Neuerburg, Yassin Harim en Petra Schroeter voor technische bijstand. Wij danken ook Drs. K. Reifenberg, K. Dell en P. Prückl voor nuttige bijstand voor dierproeven op DKFZ; de Imaging Core faciliteiten van de DKFZ en de Carl Zeiss Imaging Center in de DKFZ voor confocale microscopie imaging. Dit werk werd gesteund door de Deutsche Forschungsgemeinschaft, KA 4472/1-1 (DK).
Alexa 488 Goat anti-Chicken | ThermoFisher | A11039 | 1:400 dilution |
Alexa 568 Donkey anti-Mouse | Life Technologies | A-10037 | 1:400 dilution |
Alexa 594 Donkey anti-Rabbit | ThermoFisher | A21207 | 1:400 dilution |
Alexa 647 Donkey anti-Rabbit | Life Technologies | A31573 | 1:400 dilution |
Alkaline Phosphatase (FastAP) | ThermoFisher | EF0654 | |
Autoclave band | Kisker Biotech | 150262 | |
BamHI (HF) | NEB | R3136S | |
BbsI (FastDigest) | ThermoFisher | FD1014 | |
Cellulose Filter Paper (Whatman) | Sigma-Aldrich | WHA10347525 | |
Cloth | Tork | 530378 | |
Confocal laser scanning microscope | Zeiss | LSM800 | |
D-Luciferin | biovision | 7903-1 | |
DAPI | Sigma-Aldrich | D9542 | 1:1000 dilution |
Disposable plastic molds (Tissue-Tek Cyromold) | VWR | 4566 | |
DMEM Glutamax | ThermoFisher | 31966047 | |
Donkey serum | Sigma-Aldrich | D9663 | |
EcoRI (HF) | NEB | R3101S | |
Electro Square Porator | BTX | ECM830 | |
Endofree Maxi Kit | Qiagen | 12362 | |
Ethanol | Merck | 107017 | |
Eye ointment (Bepanthen) | Bayer | 81552983 | |
Fast Green | Merck | 104022 | |
FBS | ThermoFisher | 10270-016 | |
Filter (0.22 µm) | Merck | F8148 | |
Fluorescent cell imager (ZOE) | Biorad | 1450031 | |
Forceps straight | Fine Science Tools | 91150-20 | |
Gauze (X100 ES-pads 8f 10 x 10 cm) | Fisher Scientific | 15387311 | |
GFP antibody | Abcam | ab13970 | 1:1000 dilution |
Gibson Assembly Master Mix | NEB | E2611S | |
Glass Capillary with Filament | Narishige | GD1-2 | |
Heating Pad | ThermoLux | 463265 / -67 | |
Image Processing software (ImageJ and Fiji) | NIH | – | |
Insulin syringe (B. Braun OMNICAN U-100) | Carl Roth | AKP0.1 | |
Isoflurane | Zoetis | TU061219 | |
IVIS Lumina LT Series III Caliper | Perkin Elmer | CLS136331 | |
Kalt Suture Needles | Fine Science Tools | 12050-02 | |
KAPA HIFI HOTSTART READY mix | Kapa Biosystems | KK2601 | |
Ki67 antibody | Abcam | ab15580 | 1:500 dilution |
Light Pointer | Photonic | PL3000 | |
Liquid blocker pen | Kisker Biotech | MKP-1 | |
Metamizol | WDT | – | |
Microgrinder | Narishige | EG-45 | |
Microinjector | Narishige | IM300 | |
Micropipette Puller | Sutter Instrument Co. | P-97 | |
Microscope software ZEN | Zeiss | – | |
Non-sterile Silk Suture Thread (0.12 mm) | Fine Science Tools | 18020-50 | |
O.C.T. Compound (Tissue-Tek) | VWR | 4583 | |
p27 antibody | BD bioscience | 610241 | 1:200 dilution |
Paraformaldehyde | Roth | 335.3 | |
PBS (1x) | Life Technologies | 14190169 | |
pCAG-EGxxFP | Addgene | 50716 | |
Polyethylenimine | Sigma-Aldrich | 408727 | |
pX330 plasmid | Addgene | 42230 | |
QIAprep Spin Miniprep Kit | Qiagen | 27104 | |
QIAquick Gel Extraction Kit | Qiagen | 28704 | |
Quick Ligation Kit | NEB | M2200S | |
Ring Forceps | Fine Science Tools | 11103-09 | |
Slides (SuperFrost) | ThermoFisher | 10417002 | |
Software for biostatistics (Prism 7) | GraphPad Software, Inc | – | |
Spitacid | EcoLab | 3003840 | |
Stereomicroscope | Nikon | C-PS | |
Sucrose | Sigma-Aldrich | S5016 | |
Surgical scissors | Fine Science Tools | 91460-11 | |
Surgical scissors with blunt tip | Fine Science Tools | 14072-10 | |
Suture (Supramid schwarz DS 16, 1.5 (4/0)) | SMI | 220340 | |
T4 DNA Ligation Buffer | NEB | B0202S | |
T4 PNK | NEB | M0201S | |
Tissue scissors Blunt (11.5 cm) | Fine Science Tools | 14072-10 | |
TOP2B antibody | Santa Cruz | sc13059 | 1:200 dilution |
Trypsin (2.5 %) | ThermoFisher | 15090046 | |
Tweezers w/5mm Ø disk electrodes Platinum | Xceltis GmbH | CUY650P5 | |
Vaporizer | Drägerwerk AG | GS186 |