Yetiştirme İlk Besleme Zebra balığı için komple ve Güncelleme "Rotifer Polikültür Metodu"
Summary
Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This “polyculture” strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.
Abstract
The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an “on-demand”, nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.
Introduction
Zebra balığı (Danio rerio), bilimsel disiplinlerin giderek artan sayıda kullanılan bir seçkin laboratuvar hayvanları da dahil olmak üzere, ancak gelişim genetiği, toksikoloji, davranış, yetiştiricilik, rejeneratif biyoloji ve birçok insan bozukluklarının 1 modellenmesi ile sınırlı değildir – 5. Türlerin laboratuarda bakımı nispeten kolay olmasına rağmen, kendi kültürlerine 6 ile ilgili yönetim zorlukları bir dizi vardır. Bunların en göze çarpan balık ilk gaz mesane enflasyon 7 sonraki beslemeye başlar, özellikle larva yetiştiriciliği olduğunu. Büyüme 5 gün özellikle kritik 7 olmak – Normal, kontrollü koşullar altında, bu gelişimsel olay aşağıdaki 3 5 ~ at gün sonrası döllenme (dpf) oluşur. Yem öğeleri, Diges uygun büyüklükte olmalıdır – bu aşamada merkezi teknik zorluk yeterince birinci besleme larvaların beslenme ihtiyaçlarını karşılamak içinkültür tankları aşırı atık oluşturmadan neredeyse sürekli olarak cazip ve uygun ludur,. Tarihsel bu rutin su değişimi 8,9 ile birlikte, tanklarda balık yem sayısız küçük miktarlarda sunarak genellikle elde edilmiştir. Bu yöntemler, bir dereceye kadar başarılı olsa da, bunlar, verimsiz yüksek işçilik girdileri gerektirir ve sadece değişken ve büyüme ve hayatta kalma 10 sınırlı fiyat döndürür.
Doğada, Zebra balığı larvaları muhtemelen su kolonu 11 bol küçük zooplankton mevcut beslenirler. Bu nedenle, bu tür Paramecium, rotifer ve Artemia olarak canlı yayınları dahil larva protokolleri genellikle 7 en verimli. 2010 yılında, En İyi ve ortak yazarlar bu eksojen beslenme 12 ilk 5 gün tuzlu su rotifer ile birlikte statik, tuzlu suda larva zebrafish büyümek mümkün olduğunu gösterdi. Koşum Bu yaklaşım,es rotifer kültürlerin doğal yüksek verimlilik, düşük emek girdisi 12,13 ile larva büyüme ve hayatta kalma verimleri çok yüksek fiyatlar, su kirletmeden bol, oldukça besleyici av sağlamak. Son yıllarda, tüm dünyada laboratuvarlar giderek artan sayıda, bu protokolün varyasyonlarını benimsemiş ve birçok şimdi yetiştirme sistemlerinin 14 desteklemek için sürekli bir şekilde rotifer kültüre edilir.
Geçtiğimiz birkaç yıl içinde, rotifer / Zebra balığı polyculture ve rotifer üretimi hem yöntemleri rafine ve daha standart ve kolayca ölçeklenebilir olma geliştirilmiştir. Bu makalede, 1 için adım adım yönergeler) sürekli ve sağlam rotifer üretimi ve 2) eksojen beslenmenin ilk 5 gün balık sağlam büyümeyi desteklemek için kullanılan rotifer / Zebra balığı polikültür sisteminin kurulmasını sağlar.
Protocol
Representative Results
Discussion
Aynı tankta rotifer birlikte Zebra balığı larvaları ilk besleme balık beslemek için sürekli rotifer kültürü sisteminin kurulması ve bakımı ve kültüre: erken larva zebrafish beslenmesi için rotifer polikültür yönteminin başarılı bir şekilde uygulanması etkili iki görevler için protokoller gerektirir.
İlk Lawrence ve yazarları 14 tarafından açıklanan Zebra balığı laboratuvarlar için sürekli bir tuzlu su rotifer üretim sistemi kurulum değiştiri…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bakım ve bu protokolü açıklanan temsilcisi sonuçları için oluşturulan balık kullanım Boston Çocuk Hastanesi'nde, protokol # 14-05-2673R Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından belirlenen kurallara tam uygun olarak gerçekleştirilmiştir.
Materials
| Rotifer Culture Infrastructure | |||
| 100 Liter Culture Vessel | Aquaneering | Custom | Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve |
| 5 Gallon Culture Bucket Kit | Reed Mariculture | CCS Starter Kit | Small volume culture vessel for small facilities |
| Rigid Clear Tubing 1/2" O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery |
| Mesh tube | Pentair Aquatic Ecosystems | RT444X | Mesh tube support for floss filter |
| Rotifer Floss | Reed Mariculture | Rotifer floss 12” x 42” | Particulate waste trap |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD | Grainger | 38M003 | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/h (for smaller-scale culture) | Coral Vue | SKU: IC-LQD-DSR | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Silicone Tubing | Cole Parmer | Tubing for algae delivery to rotifer vessel | |
| Rigid Clear Tubing " O.D.,36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery to algae paste |
| Rigid Clear Tubing O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for algae delivery |
| Rotifers | |||
| Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L | Reed Mariculture | Type L 5 million | Rotifer stock culture for system startup |
| Rotifer Feed | |||
| Sodium hydroxymethylsulfonate | Reed Mariculture | ClorAm-X® 1lb tub | Ammonia reducer for algae feed mix |
| Sodium Bicarbonate | Fisher Scientific | S25533B | pH buffer for algae feed mix |
| Microalgae concentrate | Reed Mariculture | Rotigrow Plus® 1 liter bag | Nutritionally optimized rotifer feed |
| Water Preparation | |||
| Reef Crystals Reef Salt | That Fish Place | 198210 | Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used). |
| Refractometer | Pentair Aquatic Ecosystems | SR6 | measuring salinity |
| Rotifer Culture Equipment | |||
| Plankton Collectors 12" Dia, 53 microns | Pentair Aquatic Ecosystems | BBPC20 | Mesh screen for collecting rotifers |
| Scrub Pads | Pentair Aquatic Ecosystems | SCR-58 | Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels |
| Scrub Brush | |||
| Bucket | Grainger Supply | 43Y530 | Graduated bucket for mixing culture water |
| Hatching Jar | Pentair Aquatic Ecosystems | J30 | Storage of algae feed mix |
| Lugol’s Solution, Dilute | Fisher Scientific | S99481 | Agent used to immobilize live rotifers for counting |
| Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid | Pentair Aquatic Eco-Systems | M415 | Counting rotifers |
| Miscelleneous | |||
| Tea Strainer | Kitchenworks | 971972 | Used for collecting zebrafish embryos after spawning |
References
- Ribas, L., Piferrer, F. The zebrafish (Danio rerio) as a model organism, with emphasis on applications for finfish aquaculture research. Reviews in Aquaculture. 6, 209-240 (2014).
- Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nature reviews. Genetics. 11, 710-722 (2010).
- Gemberling, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. The zebrafish as a model for complex tissue regeneration. Trends in genetics TIG. 29, 611-620 (2013).
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! modeling human disease in zebrafish. Journal of Clinical Investigation. 122, 2337-2343 (2012).
- Selderslaghs, I. W. T., Blust, R., Witters, H. E. Feasibility study of the zebrafish assay as an alternative method to screen for developmental toxicity and embryotoxicity using a training set of 27 compounds. Reproductive Toxicology. 33 (2), 142-154 (2012).
- Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): A review. Aquaculture. 269, 1-20 (2007).
- Harper, C., Lawrence, C. . The Laboratory Zebrafish (Laboratory Animal Pocket Reference). , (2010).
- Nusslein-Volhard, C., Dahm, R. . Zebrafish, A Practical Approach. , (2002).
- Westerfield, M. . The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish. , (2007).
- Carvalho, P., Arau, L. Rearing zebrafish (Danio rerio) larvae without live food: evaluation of a commercial, a practical and a purified starter diet on larval performance. Aquaculture Research. 37, 1107-1111 (2006).
- Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio. Biol Rev Camb Philos Soc. 83 (1), 13-34 (2008).
- Best, J., Adatto, I., Cockington, J., James, A., Lawrence, C. A novel method for rearing first-feeding larval zebrafish: polyculture with Type L saltwater rotifers (Brachionus plicatilis). Zebrafish. 7 (3), 289-295 (2010).
- Lawrence, C. Advances in zebrafish husbandry and management. Methods in Cell Biology. 104, 429-451 (2011).
- Lawrence, C., Sanders, E., Henry, E. Methods for culturing saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) for rearing larval zebrafish. Zebrafish. 9, 140-146 (2012).
- Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. . Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 634-657 (2004).
